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Physiologie

Physiology

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Ensemble physiologiePhysiology set

Physiologie

Ensemble physiologie Ref : 554 059 554 060

FRANÇAIS 1

Page

1. Respiration 2

2. Fermentation alcoolique 14

3. Flux hydrique chez un végétal chlorophyllien 32

4. Photosynthèse 51

5. Dialyse expérimentale 65 Service après vente La garantie est de 2 ans, le matériel doit être retourné dans nos ateliers. Pour toutes réparations, réglages ou pièces détachées, veuillez contacter :

JEULIN - SUPPORT TECHNIQUE Rue Jacques Monod

BP 1900 27 019 EVREUX CEDEX FRANCE

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FRANÇAIS 2

RESPIRATION L'activité respiratoire des êtres vivants se traduit par les échanges gazeux qu'ils réalisent avec leur milieu : absorption de dioxygène, rejet de dioxyde de carbone. En présence de dioxygène, la plupart des cellules des êtres vivants utilisent l'énergie chimique potentielle des biomolécules, et du glucose en particulier, pour régénérer leur ATP. L'oxydation d'une biomolécule produit du dioxyde de carbone et de l’eau.

Objectifs La respiration est un phénomène cellulaire. A l'échelle de l'organisme, les échanges gazeux respiratoires sont le bilan des échanges gazeux réalisés par la population de cellules qui le constitue. Ce montage permet la mise en évidence d'échanges gazeux respiratoires d'un être vivant en milieu aérien, le calcul de l'intensité respiratoire et du quotient respiratoire.

Principe du montage Les échanges gazeux respiratoires se traduisent par une absorption de dioxygène et un rejet de dioxyde de carbone. Dans ce montage, le dioxyde de carbone rejeté par l'être vivant est absorbé par la potasse, le dioxygène consommé par l'être vivant produit alors une diminution du volume dans l'enceinte qui provoque un déplacement de l’index coloré dans le capillaire. Un montage témoin permet la mesure des variations de volume dues aux phénomènes physiques de dilatation/rétractation des gaz sous l'effet des variations de température.

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FRANÇAIS 3

Sommaire

Présentation du montage Montage fonctionnel et liste du matériel nécessaire pour réaliser les expériences.

Mise en oeuvre d'une expérience Mise en place du montage pas à pas : document élève.

Protocoles, mesures et traitements Informations destinées au professeur.

Exemples de résultats Exemples variés applicables dans le cadre des programmes de collège et de lycée, mais aussi de parcours croisés en collège ou TPE en lycée. Cette liste non exhaustive permet de montrer des résultats obtenus avec ce montage.

Exemples d'activités possibles

1- Mise en évidence des échanges gazeux respiratoires chez un être vivant.

Ex : Blatte, Asticots, Escargot, Pois germé.

2- Tous les êtres vivants respirent

Ex : Bigorneaux, Escargots.

3- Mise en évidence d'une relation entre activité d'un être vivant et échanges gazeux respiratoires

Ex : Bigorneaux, Escargots.

4- Mise en évidence des échanges gazeux respiratoire d'un organe, d'un tissu

Ex : Pétales de Rose, feuilles de graminées, Champignons...

5- Comparer les dépenses énergétiques avec l'intensité respiratoire.

Ex : Blattes, Asticots, Champignons, Pétales, Bigorneaux

6- Identifier le métabolite oxydé grâce au quotient respiratoire

Ex : Haricot, Orge, Soja, Colza.

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FRANÇAIS 4

1.1 Montage

• Enceinte Physiologie (1)

• Piston (2)

• Enceinte thermostatique (3)

• Bouchon de l'enceinte (4)

• Enceinte potasse (5)

• Pinces EASIX (6)

• Tube de soutien (7)

• Aiguille plastique (souple)

• Connecteur 3 voies (8)

• Réglet inox gradué (9)

• Seringue 1 mL (10)

• Tube souple (11

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FRANÇAIS 5

1.2 Mise en œuvre d’une expérience

Introduire l’être vivant dans I'enceinte pour le montage expérience. Ne rien mettre pour le témoin.

Fermer hermétiquement I'enceinte avec la capsule contenant le papier imbibé de potasse. Placer le tube isolant autour de I'enceinte

Fixer I'enceinte et son tube isolant sur le support EASIX.

Introduire le tuyau souple sur l'extrémité de I'enceinte, puis le fixer sur le support EASIX. Placer le réglet. Introduire l'index coloré dans le capillaire à l'aide d'une seringue munie d'une aiguille souple. Placer l'index à 5 cm environ de I'extrémité.

à 2 min que le système se stabilise.

Repérer la position de l'index à l'aide d'un marqueur ou en utilisant les graduations de la règle.

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FRANÇAIS 6

1.3 Protocoles, mesures et traitements

1.3.1 Principe et précautions A propos des variations de volume : Toute variation de volume provoque un déplacement de l'index coloré. II faut donc limiter les variations de volume provoquées par les variations de température. La conception de ce montage limite ces phénomène : volume réduit, isolation de l'enceinte par le tube plastique, étanchéité de l’ensemble… Quelques précautions limitent encore ces variations :

• Mettre les différents éléments du montage dans la salle de TP 1 heure avant le début des mesures pour leur permettre d'être à température ambiante.

• Eviter les contacts prolongés de la seringue avec la main.

A propos de la potasse : La potasse est utilisée pour son pouvoir d'absorption du CO2, mais elle détériore les tissus animaux et végétaux. Pour éviter le contact entre la potasse et les êtres vivants, mais aussi par mesure de sécurité pour les manipulations en travaux pratiques, la potasse est piégée dans une capsule. Mise en oeuvre placer du papier absorbant (papier filtre ou équivalent) dans la capsule. Injecter 0,2 mL environ de potasse liquide concentrée avec une seringue peu avant l’expérience. La potasse qui imbibe le papier ne doit pas couler quelque soit la position de la capsule. A propos des êtres vivants, des fragments d'organes ... : Selon les êtres vivants, une masse de 3 à 10 g suffit. Il faut éviter d'en mettre trop, car les gaz doivent pouvoir diffuser vers la capsule à potasse. Les masses utilisées sont indiquées pour les différents exemples qui illustrent les activités proposées. Pour les expériences utilisant des graines ou des fragments de feuilles, de fleurs…, les placer sur un petit grillage plastique pour faciliter l'introduction et le retrait dans l'enceinte.

1.3.2 Expériences L'expérience enceinte vide qui sert de témoin est indispensable pour identifier l'influence des facteurs physiques. La donnée témoin permet de corriger les données obtenues avec les êtres vivants. La consommation d'un gaz par les êtres vivants est dégagée de la comparaison témoin avec potasse être vivant avec potasse. Ce montage ne permet pas d'en prouver la nature (employer un oxymètre). Le rejet de dioxyde de carbone est dégagé de la comparaison être vivant sans potasse - être vivant avec potasse (grâce à la propriété d'absorption du dioxyde de carbone par la potasse).

1.3.3 Mesures Débuter les mesures 1 à 2 min après la mise en oeuvre des différents montages, temps nécessaire à la stabilisation. Prévoir en général entre 5 à 10 min pour obtenir un résultat significatif.

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1.3.4 Saisie des résultats Lecture des volumes : utiliser la face de la règle graduée en mL. Lecture des déplacements de I'index : utiliser la face de la règle graduée en mm. Saisir la position de l'index au début et à la fin de l'expérience. Des mesures intermédiaires peuvent servir en cas de problèmes en cours d'expérience (maladresse).

1.3.5 Traitements des données • Calcul du déplacement de I'index dû à l'être vivant : état final - état initial.

Une donnée négative traduit une diminution du volume, une donnée positive traduit une augmentation de volume.

• Calcul du volume gazeux pour les résultats exprimés en déplacement d'index.

Il faut établir un lien entre déplacement de l'index et volume. Méthode : aspirer 0,5 mL d'eau dans une seringue de 1 mL et l'injecter dans un capillaire. Mesurer la longueur de l'eau dans ce tube capillaire. Exemple : 0,5 mL -> 70 mm. Un déplacement de 10 mm correspond à un volume de 0,5/70 = 0,07 mL

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Activité 1 : Mise en évidence des échanges gazeux respiratoires chez un être vivant.

Méthode 1 : montrer l'absorption d'un gaz

• Protocole, Deux expériences suffisent : témoin avec potasse, être vivant avec potasse.

• Etres vivants : Blatte, asticots, vers de farine, Escargots, Bigorneaux, graines en germination (Haricot, Pois, Orge, Colza, Soja...).

• Méthodologie. Saisie des résultats et représentation graphique des déplacements d'index ou des variations de volume.

• Exemples :

Exploitation des résultats Tous ces exemples montrent que les êtres vivants sont responsables de la diminution de volume dans I'enceinte. Les êtres vivants absorbent un gaz présent dans I'enceinte.

Blatte : 5 g Asticots : 15 g

Déplacement de l'index en mmTemps en min Témoin avec

potasseAsticots avec

potasse

0 0 010 -8 -110

-120

-100

-80

-60

-40

-20

0

Témoin avecpotasse

Asticots avecpotasse

Dép

lace

men

t de

l'ind

ex e

n m

m

Déplacement de l'index en mmTemps en min Témoin avec

potasseBlatte avec

potasse

0 0 010 -12 -92

-100-90-80-70-60-50-40-30-20-10

0

Témoin avecpotasse Blatte avec potasse

Dép

lace

men

t de

l'ind

ex e

n m

m

Escargot : 10 g Pois germé (4 jours) : 8 g Déplacement de l'index en mm

Temps en m in Témoin avec potasse

Escargot avec potasse

0 0 010 10 -110

-120

-100

-80

-60

-40

-20

0

20

Témoin avecpotasse

Escargot avecpotasse

Dép

lace

men

t de

l'ind

ex e

n m

m

Déplacement de l'index en mmTemps en m in Témoin avec

potassePois germé avec

potasse0 0 0

10 -1 -72

-80

-70

-60

-50

-40

-30

-20

-10

0Témoin avec potasse

Pois germé avecpotasse

Dép

lace

men

t de

l'ind

ex e

n m

m

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Méthode 2 : montrer l'absorption d'un gaz et le rejet de dioxyde de carbone.

• Protocole. Trois expériences sont nécessaires : témoin avec potasse, être vivant avec potasse, être vivant sans potasse.

• Etres vivants : voir méthode 1.

• Méthodologie. Saisie des résultats et traitement : o calcul des volumes : déplacement de l’index en mm x 0.5/70 (0.5

mL occupent 70 mm de capillaire). o correction des données par le témoin : volume expérimental

volume témoin o représentation graphique des volumes gazeux corrigés.

• Exemples

Asticots : 15 g

Blattes : 5 g Exploitation des résultats Dans I'enceinte avec potasse, la diminution du volume s'explique par la consommation d'un gaz par I'être vivant. Dans I'enceinte sans potasse, la faible diminution du volume s'explique par la production d'un gaz qui compense le gaz consommé. Le gaz produit se dissous dans la potasse : l’être vivant produit du dioxyde de carbone.

Temps en min Témoin avec potasse

Asticots sans potasse

Asticots avec potasse

Déplacement de l'index en mm0 0 0 0

10 -8 -30 -110Volumes gazeux en mL

Données brutes -0,057 -0,21 -0,79

Données corrigées -0,16 -0,73

-0,80-0,70-0,60-0,50-0,40-0,30-0,20-0,100,00

Asticots sans potasse Asticots avec potasse

Volu

mes

gaz

eux

en m

L


Blatte sans potasse

Blatte avec potasse


10 -4 -8 -92Volumes gazeux en mL

Données brutes -0,029 -0,06 -0,66

Données corrigées -0,03 -0,63

-0,70-0,60-0,50-0,40-0,30-0,20-0,100,00

Blatte sans potasse Blatte avec potasse

Varia

tion

de v

olum

e en

mL

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FRANÇAIS 10

Activité 2 : Tous les êtres vivants respirent.

Cette activité est destinée à montrer que l'activité respiratoire est associée à "l'état vivant".

• Etres vivants : Escargots, Bigorneaux.

• Méthodologie. Saisie des résultats et représentation graphique des déplacements d'index ou des variations de volumes.

• Exemples

Escargot : 10 g

Activité 3 : Mise en évidence d'une relation entre activité d'un

être vivant et échanges gazeux respiratoires. • Etres vivants : Escargots, Bigorneaux.


• Exemples

Escargot : 10 g

Temps en min

Témoin avec potasse

Escargot cuit avec potasse

Escargot vivant avec potasse


10 min 10 6 -42

-50

-40

-30

-20

-10

0

10

20

Témoin avecpotasse

Escargot cuitavec potasse

Escargot vivantavec potasse

Varia

tion

de v

olum

e en

mL


Escargot dans sa coquille avec

potasse

Escargot sorti de sa coquille avec

potasseDéplacement de l'index en mm

0 0 0 010 min 10 -27 -42

-50

-40

-30

-20

-10

0

10

20

Témoin avecpotasse

Escargot dans sacoquille avec

potasse

Escargot sorti de sacoquille avec

potasse

Varia

tion

de v

olum

e en

mL

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FRANÇAIS 11

Activité 4 : Mise en évidence des échanges gazeux

respiratoires d'un organe, d'un tissu. Cette activité est destinée à montrer que ce sont les tissus, et au delà les cellules des êtres vivants qui respirent.

• Etre vivant : muscle de poisson, manteau de lamellibranche, organes ou tissus végétaux frais coupés (feuilles, pétales, fruits), champignons frais.


• Exemples

Exploitation des résultats Voir activité 1

Déplacement de l'index en mm Déplacement de l'index en mm

Temps en min Témoin avec potasse Pétales coupés avec potasse Temps en min Témoin avec potasse Feuille coupée avec

potasse0 0 0 0 0 010 -15 -58 10 -10 -70

-80

-70

-60

-50

-40

-30

-20

-10

0

Témoin avecpotasse

Feuille coupée avecpotasse

Dép

lace

men

t de

l'ind

ex e

n m

m

-70

-60

-50

-40

-30

-20

-10

0

Témoin avecpotasse

Pétales coupésavec potasse

Dép

lace

men

t de

l'ind

ex e

n m

m

Pétales de Rose coupés fin : 3 g Feuilles de graminées : 3 g

Champignons frais coupés fin : 3,6 g Déplacement de l'index en mm

Temps en min Témoin avec potasse Champignons coupés avec potasse

0 0 010 -11 -44

-50-45

-40-35

-30-25

-20-15

-10-5

0Témoin avec potasse Champignons coupés avec potasse

Dép

lace

men

t de

l'ind

ex e

n m

m

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Activité 5 : Comparer les dépenses énergétiques avec

l'intensité respiratoire. Pour comparer l'activité respiratoire d'un être vivant soumis à des activités différentes, ou d'êtres vivants différents, il faut calculer l'intensité respiratoire.

• Protocole. Deux expériences sont nécessaires: témoin avec potasse, être vivant avec potasse.

• Etres vivants : Petits animaux ou végétaux, graines en germination...

• Saisie des données : déplacement de I'index pour chaque expérience.

• Traitement des données. La potasse absorbe le dioxyde de carbone produit par l’être vivant : la différence entre les données « expérience avec potasse » et « témoin avec potasse » permet de calculer le volume de dioxygène consommé.

• Exemples

Données : o 4 g de graines de haricot germées (plantule 10 mm). o Volume de la seringue : 60 mL o durée de l'expérience : 10 min

Résultats :

Déplacement de l'index : témoin avec potasse : - 3 mm

Expérience avec potasse : - 30 mm

La graine en germination est responsable d’un déplacement de l’index de - 27 mm.

Traitements :

Volume de dioxygène consommé.

Etalonnage du capillaire : un volume de 0.5 mL provoque un déplacement d'index de 70 mm.

Volume de dioxygène consommé : 27 x (0.5/70) = 0.19 mL

Calcul de l'intensité respiratoire IR en L . h-1.kg-1 :

IR =volume d’O2 en L x (1000/masse en g) x (60/temps en min)

IR= 0.19 x (1000/4) x (60/10) = 0.28

IR = 0.28 L. h-1.kg-1

Autres exemples

masse en g

Témoin avec potasse

expérience avec

potasse

Durée en min

VO2 en mL

IR en L/h/kg

Blatte 2,2 3 -50 10 0,38 1,03Asticots 5 5 -83 10 0,63 0,75

Champignons 3,6 -11 -44 15 0,24 0,26Pétales 1 0 -50 10 0,36 2,14

Bigorneaux 4 -6 -10 17 0,03 0,03

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Activité 6 : Identifier le métabolite oxydé grâce au quotient

respiratoire. Plusieurs molécules peuvent être oxydées par les cellules : glucides, protides, lipides...La nature de la molécule oxydée peut être identifiée par le calcul du quotient respiratoire. Le quotient respiratoire traduit le rapport entre le volume de dioxyde de carbone produit par l'être vivant et le volume de dioxygène consommé.

• Protocole. Quatre expériences sont nécessaires : o témoin avec et sans potasse, o être vivant avec et sans potasse.

• Etres vivants : graines en germination : Haricot, Orge, Soja, Colza...

• Saisie des données : déplacement de I'index pour chaque expérience.

• Traitement des données. La potasse absorbe le dioxyde de carbone produit par l'être vivant : la différence entre les données Expérience avec potasse et témoin avec potasse permet de calculer le volume de dioxygène consommé. La différence entre le témoin sans potasse et l'expérience sans potasse permet le calcul de la différence entre les volumes de dioxygène consommé et de dioxyde de carbone produit, ce qui permet le calcul du volume de dioxyde de carbone produit.

• Exemples

Données :

o 4 g de graines de haricot germées (plantule 10 mm).

o Volume de la seringue : 60 mL

o Durée de l’expérience : 10 min

Résultats :

Avec potasse : déplacement de I'index : témoin : - 3 mm

Expérience : - 30 mm

Les graines en germination sont responsables d'un déplacement de I'index de - 27mm.

Sans potasse : déplacement de I'index : témoin : - 2 mm

Expérience : - 4 mm

Les graines en germination sont responsables d'un déplacement de I'index de - 2mm

Traitements :

Etalonnage du capillaire : un volume de 0.5 mL provoque un déplacement d'index de 70 mm.

Volume de dioxygène consommé : VO2 : 27 x (0.5 /70) = 0.193 mL Volume de dioxyde de carbone produit : VCO2 VO2 – VCO2 = 2 x (0.5 /70) = 0.003 mL , VCO2 = 0.193 - 0.03 = 0.190 mL Quotient respiratoire = VCO2 / VO2 -> QR = 0.190 / 0.193 = 0.98 Autres exemples de résultats : Orge germée : QR = 0.95 à 1 , Soja vert germé : QR = 0.8 à 0.75 Colza germé : QR = 0.8 à 0.6 selon le nombre de jours de germination

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Fermentation alcoolique La fermentation alcoolique est utilisée industriellement pour produire de l’alcool, faire monter les pâtes des boulangers, des gâteaux… Mais il existe d’autres fermentation : lactique, butyrique, acétique…Lors d’une fermentation une cellule utilise l’énergie chimique potentielle des bio molécules pour régénérer l’ATP ; un composé organique encore riche en énergie chimique potentielle est alors rejeté.

Objectif En milieu anaérobie, les levures convertissent l’énergie chimique des oses en ATP, monnaie énergétique des cellules. Cette fermentation se traduit par la production d’un alcool : l’éthanol, et d’un gaz : le dioxyde de carbone : c’est une fermentation alcoolique. Ce montage permet le suivi qualitatif et quantitatif d’une fermentation alcoolique.

Principe du montage Dans ce montage, le dioxyde de carbone produit par fermentation s’accumule dans une seringue dont l’orifice est bouché. Le gaz produit pousse le piston. L’approche qualitative repose sur l’analyse des produits de la fermentation, piégés dans la seringue. L’approche quantitative repose sur la mesure volumétrique du dioxyde de carbone à l’aide des graduations de la seringue. Le dosage du glucose (glucomètre) et de l’éthanol (dosage à l’éthanol oxydase) peuvent compléter cette étude.

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Sommaire Présentation du montage Montage fonctionnel et liste du matériel nécessaire pour réaliser les expériences



Exemples de résultats Exemples variés applicables dans le cadre des programmes de collège et de lycée, mais aussi de parcours croisés en collège ou TPE en lycée. Cette liste non exhaustive permet de montrer des résultats obtenus avec ce montage. Exemples d'activités possibles

1- Identifier les fruits qui fermentent

Ex : Eau, Pomme, Poire, Pamplemousse, Pomme de terre, Carotte

2- Identifier les glucides fermentescibles

Ex : amidon, fructose, lactose, galactose, saccharose, maltose, glucose.

3- Du raisin au vin : la fermentation alcoolique du moût de raisin.

Ex : Suivi d'une fermentation alcoolique pendant 7 jours.

4- Les levures agents de la fermentation du jus de raisin.

Ex :Levures de boulanger et jus de raisin du commerce

5- La Pasteurisation

Ex : Recherche de la température qui stoppe la fermentation du moût de raisin

6- Influence du dioxygène sur la vitesse de fermentation

7- Influence de la température sur la fermentation du glucose.

8- Influence de la concentration en glucose sur la production d'éthanol.

9- La Chaptalisation Ex : Addition de saccharose lors de la fermentation de moût de raisin.

10- Le maltage des céréales Ex : orge.

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FRANÇAIS 16

2.1 Montage

• Enceinte Physiologie (1)

• Piston (2)

• Bouchon de l'enceinte (3)

• Seringue 10 mL (4)

• Tube souple (5)

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FRANÇAIS 17

2.2 Mise en œuvre d’une expérience Avec l’enceinte variable

Physiologie


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2.3 Mise en œuvre d’une expérience Avec une seringue

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2.4 Protocoles, mesures et traitements 2.4.1 Principe Le mélange levures -solution nutritive est piégé dans un volume clos. Le gaz produit par la fermentation alcoolique s’accumule dans la seringue et pousse le piston. La lecture du volume se fait directement à l’aide des graduations du corps de seringue. Exemple : fermentation des fruits. Montage pour obtenir un résultat en 20 min. 2.4.2 Correction du volume Le volume lu sur le corps de la seringue correspond au volume d'un gaz sous pression. Si le principe de I'expérience repose sur l'étude comparative de la fermentation de différents substrats par exemple, toutes les expériences sont soumises aux mêmes conditions de pression : la correction n'est pas nécessaire. Si l’expérience consiste en un suivi quantitatif des produits de la fermentation, il faut alors corriger cette valeur.

Principe : la pression est engendrée par les forces de frottement qui s'opposent au déplacement du piston, ce qui varie d'une seringue à une autre. II faut procéder à un étalonnage.

• Admettre dans la seringue un volume donné de gaz. Saisir ce volume (Vo).

• Boucher la seringue avec le pouce, comprimer, puis relâcher le piston. Le gaz se détend, et le piston se stabilise à un nouveau volume : Vp.

• Le rapport Vp/Vo donne le correctif.

Exemple : seringue de 10 mL. Vo = 8 mL, Vp = 6.4 mL. Coefficient correcteur : Vo/Vp = 8 /6.4 = 1.25 Les différents tests réalisés montrent que ce coefficient correcteur est valable quelque soit le volume de la seringue.

2.4.3 Faire jeûner les levures Les levures possèdent des réserves intracellulaires de glycogène. Pour identifier les oses fermentescibles, il faut épuiser ces réserves en faisant jeûner les levures. Mettre les levures en suspension : Emietter les levures fraîches dans de l’eau ou si possible dans une solution tampon phosphate 6,4. Faire jeûner : placer un diffuseur relié à une pompe à air pour créer une agitation dans le milieu et maintenir les levures en suspension, aérer le milieu. Durée du jeûne : c'est l'aspect délicat : es réserves de glycogène varient selon les souches de levures, certaines meurent 24 heures de jeûne, d'autres survivent plus de trois jours ! Cette durée doit faire l'objet de tests préalables avec chaque souche de levures. Pour cela, prélever 1 mL de suspension de levures dans une seringue à intervalles réguliers : 24H, 36H, 48H... Boucher la seringue. S'il y a production de gaz, il y a encore des réserves.

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FRANÇAIS 20

S'il n'y a pas de production de gaz, les levures sont à jeun, ou mortes ! Ajouter du sucre pour le savoir. Affiner les tests en fonction des résultats précédents ...

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FRANÇAIS 21

Activité 1 : Identifier les fruits et autres organes végétaux

fermentescibles Le raisin pour le vin, la pomme pour le cidre, mais aussi la prune, la poire sont autant de fruits utilisés pour la production d'alcool par fermentation. Mais ne produit-on pas de l'alcool avec de la pomme de terre, des racines de Gentiane... Cette activité est destinée à identifier les fruits, mais aussi les autres organes végétaux qui peuvent être fermentés par les levures.

• Matériel : Seringues 10 mL, feutre indélébile, bain marie.

• Etres vivants et solutions. Suspension de Levures à jeun à 100g.L-1 en tampon phosphate 6.4 si possible. Jus de fruits réalisés avec un presse agrumes ou centrifugeuse ménagère.

• Protocole. Mettre par aspiration dans une seringue 1 mL de suspension de levures à jeun et 1 mL de jus de fruit. Agiter. Méthode 1: résultat en 20 min. Placer les seringues au bain marie 40°C (optimum de température). Pour accélérer, doubler le volume de levures. Méthode 2 : résultat en 1 à 2 jours. Placer les seringues à température ambiante. Mettre 1 mL de suspension de levures et 1 mL de jus de fruits dans une seringue de 60 mL (seringue non fournie). Cette méthode permet d'approcher l’aspect quantitatif de la production d'alcool à partir de l’organe étudié.

• Résultats. Saisie des volumes gazeux produits en fin d'expérience Représentation graphique du volume gazeux en fonction de l'organe utilisé

• Exemple : fermentation rapide au bain marie. 2.5 mL de suspension de levures + 2.5 mL de jus en seringue de 10 mL. Résultat à 25 min.

0

33,5

2,5

5

2,52

00,5

11,5

22,5

33,5

44,5

5

Eau

Pom

me

Poire

Pam

plem

ouss

e

Ban

ane

Pom

me

dete

rre

Car

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Volu

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n m

L

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Activité 2 : Identifier les glucides fermentescibles

Les fruits utilisés pour produire de l'alcool ont une saveur sucrée très prononcée. Cette activité est destinée à identifier les sucres qui permettent la production d'alcool par fermentation.

• Matériel : Seringues 10 mL, feutre indélébile, bain marie. • Etres vivants et solutions.

Suspension de Levures à jeun à 100g.L-1 en tampon phosphate 6,4 si possible, solutions de glucides à 50 g.L-1

• Protocole. Mettre par aspiration dans une seringue 1 mL de suspension de levures et 1 mL de solution de glucides Agiter. Placer les seringues au bain marie à -40°C (optimum de température).

• Résultats. Saisie des volumes gazeux produits à t = 20 min. Représentation graphique du volume gazeux en fonction de la nature du glucide.

• Exemple

Exploitation des résultats Cette expérience permet d'identifier trois cas :

• Cas 1 : il n'y a pas production de gaz avec l’amidon, le lactose, le galactose. Les levures ne fermentent pas ces glucides.

• Cas 2 : il a une production de gaz importante avec le fructose, le saccharose, le glucose. Ces glucides sont utilisés pour la fermentation alcoolique.

• Cas 3 : il y a une production de gaz retardée et assez faible avec le maltose. La fermentation de cet ose est plus lente à démarrer (temps nécessaire à la synthèse intracellulaire d'une maltase).

Volume contenu dans la seringue en mLamidon fructose lactose galactose saccharose maltose glucose

Volume initial : levures + glucide 2 2 2 2 2 2 2Volume à t=20 min 2 3,8 2 2 4,4 2,2 4

Volume à t = 40 min 2 5,2 2 2 6 2,6 5,6Volume de CO2 0 3,2 0 0 4 0,6 3,6

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

3,5

4

amid

on

fruc

tose

lact

ose

gala

ctos

e

sacc

haro

se

mal

tose

gluc

ose

Volu

me

de g

az e

n m

L

Physiologie


FRANÇAIS 23

Activité 3 : Du raisin au vin : la fermentation alcoolique du

moût de raisin Le raisin est écrasé puis pressé : le jus obtenu ou moût est placé dans de grandes cuves. La fermentation débute naturellement, des bulles de gaz apparaissent plusieurs heures après, cette production augmente dans les jours qui suivent : le moût « boue ». Cette activité est destinée à faire un suivi de la fermentation alcoolique du moût de raisin.

• Matériel. Seringue 60 mL.

• Etres vivants et solutions. Moût de raisin recueilli après les vendanges, raisin de vigne ou de treille pressé (le raisin acheté en supermarché bien souvent ne fermente pas naturellement). Le moût de raisin et les grappes de raisin peuvent être conservées au congélateur. La fermentation débute naturellement après la décongélation.

• Protocole. Aspirer 5 mL de moût dans la seringue. Chasser l’air et boucher. Placer la seringue à température ambiante.

• Résultats. Saisie des volumes gazeux 2 fois par jour pendant 6 à 9 jours selon la température, la concentration en sucre du raisin… Si le volume de gaz pousse le piston vers 60 mL, retourner la seringue, enlever le bouchon, vider le gaz (saisir le volume de gaz enlevé) puis refermer. Ajouter le volume de gaz enlevé aux nouvelles valeurs!

• Correction des résultats et représentation graphique. Cette correction prend en compte la compression des gaz dans la seringue (voir page 19). Représentation graphique du volume gazeux en fonction du temps.

Physiologie


FRANÇAIS 24

• Exemple

Exploitation des résultats La production de gaz débute 36 heures environ après le début de l’expérience, elle est ensuite régulière pendant les 3 jours qui suivent. La production de gaz diminue puis s’arrête à J5.

Jours volume total en mL

volume de gaz lu en mL

volume de gaz corrigé en mL

mar 30 sept 21:30 5 0 0mer 01 oct 19:00 5 0 0jeu 02 oct 09:30 6 1 1jeu 02 oct 16:30 14 9 10jeu 02 oct 20:00 21 16 18ven 03 oct 06:30 40 35 40ven 03 oct 20:00 90 85 97

sam 04 oct 03:30 115 110 125sam 04 oct 08:00 130 125 143sam 04 oct 09:30 134 129 147sam 04 oct 13:00 144 139 158sam 04 oct 15:30 151 146 166sam 04 oct 22:30 182 177 202dim 05 oct 09:30 203 198 226dim 05 oct 19:00 209 204 233lun 06 oct 06:00 210 205 234

0

50

100

150

200

250

mar

30

sept

21:

30

mer

01

oct 0

9:30

mer

01

oct 2

1:30

jeu

02 o

ct 0

9:30

jeu

02 o

ct 2

1:30

ven

03 o

ct 0

9:30

ven

03 o

ct 2

1:30

sam

04

oct 0

9:30

sam

04

oct 2

1:30

dim

05

oct 0

9:30

dim

05

oct 2

1:30

lun

06 o

ct 0

5:30

Temps en jours

Volu

me

de g

az p

rodu

it en

mL

Physiologie


FRANÇAIS 25

Activité 4 : Les levures agents de la fermentation du jus de

raisin. Alors que la fermentation d'un moût de raisin débute naturellement, les jus de raisin vendus dans le commerce ne fermentent pas ! Cette activité montre la présence indispensable des levures dans la fermentation alcoolique.

• Matériel. Seringues 60 mL

• Etres vivants et solutions. Jus de raisin acheté en pack dans le commerce, levures à jeun 10 g.L-1

• Protocole. Préparer trois seringues de 60 mL :

1- 5 mL de jus de raisin + 1 mL d’eau distillée (témoin) 2- 5 mL d’eau distillé + 1 mL de suspension de levures 3- 5 mL de jus de raisin + 1 mL de suspension de levures.

• Résultats. Saisie des volumes gazeux à J2 ou J3. Représentation graphique

o du volume gazeux produit en fonction du contenu du tube, o des volumes : état initial et état final ...

• Exemple

Exploitation des résultats La production de gaz résultant de la fermentation n'a lieu que dans le tube jus de raisin + levures. La comparaison entre les témoins et l’expérience permet de dégager le rôle respectif du jus de raisin : source de sucre, et des levures, agent de la fermentation.

Temps Volume en mL contenu dans la seringue

en heures Jus raisin Levures + ED

Jus de raisin + levures

0 6 6 618 6 6,5 2420 6 7 3121 6 7 3526 6 7 58

6 6 66 7

58

010203040506070

Jus raisin Levures +ED

Jus deraisin +levures

Volu

me

en m

L

t=0t=24H

Physiologie


FRANÇAIS 26

Activité 5 : La Pasteurisation. Comment éviter la fermentation

du moût de raisin ? La fermentation du moût débute naturellement quand le raisin est broyé. Pour stopper la fermentation, les recherches effectuées par Pasteur ont montré qu'il suffit de chauffer le moût à 60-65°C pendant 1à 2 minutes.

• Matériel. Seringues 10 mL, bains marie, thermomètres

• Etres vivants et solutions. Moût de raisin recueilli après les vendanges ou raisin de vigne, de treille pressé (Le raisin acheté en supermarché ne fermente pas naturellement bien souvent). Le moût de raisin et les grappes de raisin peuvent être conservées au congélateur. La fermentation débute naturellement après la décongélation.

• Protocole. Préparer un bain marie à une température supérieure de 20°C environ à la température à étudier. Placer quelques 6-7 mL de moût dans un tube à essai, y placer un thermomètre. Placer ce tube au bain marie. Déclencher le chronomètre quand le moût atteint la température souhaitée. Contrôler la température en sortant le tube. Laisser 2 à 3 min à la température souhaitée puis refroidir. Placer le 5 mL de moût refroidi dans une seringue 60 mL. Boucher.

• Résultats. Saisie des volumes gazeux à J2 ou J3. Représentation graphique volume gazeux en fonction de la température.

• Exemple Relation entre température et durée du chauffage.

Temps (s) 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85 90 95 100 105 110Température (°C)

50556065707580859095100

Fermentation Pas de fermentation

Physiologie


FRANÇAIS 27

Activité 6 : Influence du dioxygène sur la vitesse de

fermentation. Le moût et les parties solides obtenus après I'égrappage et le foulage du raisin sont placés dans des cuves ayant une capacité de plusieurs centaines de litres pour une fermentation de 4 à 7 jours. Au deuxième jour de la fermentation, le moût est aéré : on fait barboter de I'air dans la cuve pendant plusieurs heures. Cette activité est destinée à montrer l'influence de l'aération sur la vitesse de fermentation.


• Etres vivants et solutions. Moût de raisin recueilli après les vendanges ou raisin de vigne, de treille pressé (Le raisin acheté en supermarché bien souvent ne fermente pas naturellement). Le moût de raisin et les grappes de raisin peuvent être conservées au congélateur. La fermentation débute naturellement après la décongélation.

• Protocole. Aspirer 5 mL de moût de raisin. Conserver dans la seringue des volumes variables d'air (0, 1mL, 5mL, 10mL, 15 mL,…) Agiter 30s environ. Chasser I'air après 24H.

• Résultats. Saisie des volumes gazeux à J2 ou J3. Représentation graphique volume gazeux en fonction du temps.

• Exemple Les volumes représentés par ce graphique ne prennent pas en compte le

volume d'air piégé pendant le premier jour de la fermentation. Exploitation des résultats Aérer le moût de raisin accélère la fermentation dans les premiers jours, mais ne change pas le volume de gaz produit. La présence d'air agit sur la vitesse mais pas sur la quantité d'alcool produit.

0

50

100

150

200

250

300

0 50 100 150 200 250 300 350 400 450

Durée en heures

Volu

me

de g

az e

n m

L

Sans airAvec air

Physiologie


FRANÇAIS 28

Activité 7 : Influence de la température sur la fermentation du

glucose La durée de la fermentation du raisin varie selon la température du milieu. Cette activité montre l'influence de la température sur la vitesse de la fermentation.

• Matériel : Seringues 10 mL, feutre indélébile, bains marie, thermomètres.

• Etres vivants et solutions. Suspension de Levures à jeun à 100 g.L-1 en tampon phosphate 6,4 si possible, solutions de glucose à 50 g L-1

• Protocole. Mettre par aspiration dans une seringue 1 mL de suspension de levures et 1 mL de solution de glucose Agiter. Placer chaque seringue dans un bain marie à température connue.

• Résultats. Saisie des volumes gazeux produits à t = 20 min. Représentation graphique du volume gazeux en fonction de la température.

• Exemple

Exploitation des résultats La production de gaz la plus importante est obtenue pour une température comprise entre 35°C et 40°C. Cette production diminue quand la température s'écarte de cet intervalle. Hypothèses explicatives : L'optimum de température se situe dans 35°C – 40°C. Ces données cependant ne permettent pas de situer l’optimum avec précision. Remarque : Ce résultat est en réalité la somme deux phénomènes :

• Un phénomène biologique de production de gaz par fermentation • Un phénomène physique de dilatation du gaz.

En toute rigueur, il faut corriger ces données en utilisant la loi des gaz parfaits : PV = RT P : pression, V : volume, T : température, R : constante des gaz parfaits. Les expériences se produisent à pression constante, pression provoquée par le déplacement du piston. Le traitement permet de calculer le volume gazeux de chaque expérience ramené à 18°C. Les données issues du traitement sont très voisines des données non corrigées. Le traitement n’est pas indispensable.

Température en °C

Volume de CO2Volume corrigé

de CO2

18 17,9 18,925 24,8 26,230 29,0 30,635 33,8 35,640 38,8 40,945 43,9 46,350 49,2 51,9

Volumes contenu dans les seringues en mL

Température en °C

t=0 min t= 25 min t= 35 min Volume de CO2

18 2,0 2,0 2,1 0,125 2,0 2,1 2,2 0,230 2,0 2,4 3,0 1,035 2,0 2,7 3,2 1,240 2,0 2,9 3,2 1,245 2,0 2,8 3,1 1,150 2,0 2,5 2,8 0,8

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

0 10 20 30 40 50 60Température en °C

Volu

me

de C

O2 e

n m

L

Physiologie


FRANÇAIS 29

Activité 8 : Influence de la concentration en glucose sur la

production d'éthanol La quantité d’alcool produit par fermentation varie selon le raisin utilisé, selon les années... Cette activité doit permettre d’établir une relation entre concentration en glucose et production d’éthanol.

• Matériel. Seringues 10 mL, feutre indélébile, bains marie.

• Etres vivants et solutions. Suspension de Levures à jeun à 100 g.L-1 en tampon phosphate 6,4 si possible. Solutions de glucose à différentes concentrations : 0 ; 50 g.L-1 ; 100 g.L-1 ; 200 g.L-1 ; 250 g.L-1…

• Protocole. Mettre par aspiration dans une seringue 1 mL de suspension de levures et 1 mL de solution de glucose. Agiter. Placer les seringues eu bain marie 40°C.

• Résultats. Saisie des volumes gazeux produits à t = 10 min, t = 20 min. Représentation graphique du volume gazeux en fonction de la concentration.

• Exemple

Préparation de l'expérience Levures Volume en mL 5 5 5 5 5

100 g/L Concentration en g/L 50 50 50 50 50Glucose Volume Glucose en mL 5 4 3 2 1

100 g/L Eau Distillée en mL 0 1 2 3 4Concentration en g/L 50 40 30 20 10

Résultats Volume en mLt=0 2 2 2 2 2

t=25 min 4 3,8 3,6 3,2 3Volume gazeux 2 1,8 1,6 1,2 1

0,5

0,7

0,9

1,1

1,3

1,5

1,7

1,9

2,1

0 10 20 30 40 50 60Concentration en glucose en g/L

Volu

me

gaze

ux e

n m

L

Physiologie


FRANÇAIS 30

Activité 9 : La chaptalisation

Inventée par Chaptal en 1801, l’addition de saccharose dans le moût permet de remonter le titre alcoolique. Cette activité montre l’intérêt de ce procédé.


• Etres vivants et solutions. Moût de raisin recueilli après les vendanges ou raisin de vigne, de treille pressé (le raisin acheté en supermarché bien souvent ne fermente pas naturellement). Le moût de raisin et les grappes de raisin peuvent être conservées au congélateur. La fermentation débute naturellement après décongélation.

• Protocole. Aspirer 5 mL de moût. Ajouter des masses variables de saccharose : 0.2 g (+40g.L-1) ; 0.4 g (+80g.L-1) ; 0.6 g (+120g.L-1)…

• Résultats. Saisie des volumes gazeux en cours de fermentation. Représentation graphique volume gazeux en fonction du temps.

• Exemple Conditions expérimentales : 0.3 g de sucre ajouté quand la fermentation est stoppée.

Exploitation des résultats Ajouter du sucre provoque la reprise de la fermentation. La Chaptalisation permet d’augmenter la concentration en éthanol.

0

10

20

30

40

50

60

70

0 50 100 150 200 250 300 350 400 450

Temps en heures

Volu

me

de g

az p

rodu

it en

mL

Addition de sucre

Physiologie


FRANÇAIS 31

Activité 10 : Le maltage des céréales

La production d'alcool à partir de céréales nécessite plusieurs opérations. La bière est produite à partir de céréales (source de glucides) et de houblon (agent de saveur).

1- Maltage des céréales. Les graines d'orge sont mises à germer. La germination est stoppée par chauffage (70°C), les grains sont séchés : c’est du malt.

2- Brassage. Le malt concassé est remis en solution et chauffé pendant 1 heure environ à 65°C environ en présence de houblon.

3- Fermentation. Le moût obtenu est refroidi (entre 8°C et 25 °C selon le type de fermentation), des levures sont ensuite ajoutées.

4- Filtration et Pasteurisation. En fin de fermentation le jus de fermentation est filtré et Pasteurisé avant embouteillage.

Cette activité montre la nécessité du maltage et du brassage.


• Etres vivants et solutions. o Orge non germée : hydrater les graines pendant 1 heure, broyer.

Préparer une solution composée de 15 g et de graines et 100 mL d'eau.

o Maltage de I'orge : Faire germer des graines d'orge. Broyer (broyeur ménager) puis déshydrater au four (70 °C maximum) quand les plantules atteignent 5 mm.

o Malt non chauffé : mettre en solution 15 g de malt dans 100 mL d'eau.

o Malt chauffé : chauffé la solution de malt pendant 1 heure à 60°C. Refroidir.

Suspension de levures à 50 g.L-1

• Protocole. Mettre dans chaque seringue 5 mL de suspension de levures. Ajouter

seringue 1 : 5 mL de solution d’orge, seringue 2 : 5 mL de solution de malt non chauffé, seringue 2 : 5 mL de solution de malt chauffé.

• Résultats. Saisie des volumes gazeux. Représentation graphique volume gazeux en fonction du contenu.

Physiologie


FRANÇAIS 32

• Exemple

Exploitation des résultats La production de gaz est importante avec le malt chauffé, faible ou nulle avec I'orge et le malt non chauffé. L'explication du phénomène nécessite des expériences complémentaires pour montrer :

o la production d'enzymes, amylases et maltase lors du maltage, o la nécessité de l'hydrolyse des réserves amylacées par ces

enzymes au cours de la phase de chauffage.

Volumes en mL

Temps en heuresOrge non germée

Malt non chauffé Malt chauffé

0 10 10 101 11 10 265 11 11 6016 11 11 82

Variation du volume 1 1 72

0

10

20

30

40

50

60

70

80

Orge non germée Malt non chauffé Malt chauffé

Volu

me

gaze

ux e

n m

L

Physiologie


FRANÇAIS 33

Flux hydrique chez un végétal chlorophyllien Le flux hydrique qui s'établit dans le végétal chlorophyllien assure le transport des nutriments minéraux puisés dans le sol.

Objectifs Les racines d'un végétal chlorophyllien puisent dans la solution du sol de nombreux ions minéraux et de l’eau. La transpiration foliaire est le moteur du transport des nutriments minéraux qui se fait contre la gravité dans la partie aérienne du végétal. Plus de 99 % de l’eau absorbée par les racines est rejetée par transpiration. Pour éviter le dessèchement, la transpiration foliaire est régulée par l'ouverture et la fermeture des stomates.

Plusieurs montages permettent de mettre en évidence ce flux, son moteur, sa régulation.

Principe du montage La mise en évidence du flux hydrique à l’échelle du végétal se fait par la mesure de l'absorption d'eau. La lecture de ces volumes assez faibles est facilitée par l’emploi de tubes capillaires en plastique. L'étanchéité du système est assurée à l’aide d’une pâte avec catalyseur pour les montages avec végétal entier, ou grâce à l'élasticité du tuyau souple pour l'étude des rameaux.

Physiologie


FRANÇAIS 34

Sommaire

Présentation du montage Montage fonctionnel et liste du matériel nécessaire pour réaliser les expériences

Mise en oeuvre d'une expérience Mise en place des montages pas à pas : documents élève > Végétal entier > Rameau > Feuille




Mise en évidence d'une absorption d'eau par les racines d'un végétal

Ex : Mercuriale

Régulation de l'absorption d'eau.

Ex : Troëne, Laurier.

Localisation du moteur de l'absorption d'eau (1)

Ex : avec végétal entier. Expérience de section de la tige : Mercuriale.

Localisation du moteur de l'absorption d'eau (2)

Ex : avec rameau. Expérience de section de feuilles : Laurier

Recherche du moteur de l'absorption d'eau (1)

Ex : Masques posés sur les faces des feuilles : Noisetier, Laurier.

Recherche du moteur de l'absorption d'eau (2)

Ex : Expérience de Dixon : feuille Noisetier et feuille plâtre.

Physiologie


FRANÇAIS 35

3.1 Montage

• Enceinte Physiologie (1) • Piston (2) • Enceinte thermostatique (3) • Bouchon percé (4) • Pinces EASIX (5) • Réglet inox gradué (6) • Tube souple (7) • Support avec socle et tige (non fourni)

Physiologie


FRANÇAIS 36

3.2 Mise en œuvre d’une expérience : végétal entier

Physiologie


FRANÇAIS 37

Physiologie


FRANÇAIS 38

3.3 Mise en œuvre d’une expérience : tige et feuilles

Physiologie


FRANÇAIS 39

3.4 Mise en œuvre d’une expérience : feuille

Physiologie


FRANÇAIS 40


3.5.1 Principe Le végétal, le rameau ou la feuille puisent de I'eau dans un système clos. Le volume d'eau absorbé est calculée à partir du déplacement de I'eau dans le tuyau plastique capillaire mesuré avec une règle graduée.

3.5.2 Saisie des résultats et traitements Saisie : Placer un repère coloré avec un feutre indélébile pour situer le niveau de l'eau dans le capillaire au début de l'expérience. Saisir la distance qui sépare la position initiale de I'eau et sa position au moment de la mesure. Traitement : Pour exprimer les résultats en volumes, il faut établir une relation entre longueur et volume. Pour cela, prendre une seringue de 1 mL, et prélever 0.5 mL d'eau. Injecter ce volume dans le tuyau souple. Mesurer la longueur de l'eau dans le tuyau souple. Exemple : 0.5 mL -> 70 mm. Une distance de 10 mm correspond à un volume de 10 x (0.5/70) = 0.07 mL.

3.5.3 Etres vivants Végétal entier : Mercuriale, Millepertuis, rameaux de Laurier palme racinés après un séjour de 2 à 3 mois dans de I'eau. Rameaux : Tous les rameaux dont le diamètre de tige est voisin du diamètre intérieur du tuyau souple : Troène, Laurier, Noisetier, Cornouiller, Erable, .....En période hivernale, le Laurier donne de bons résultats. Feuilles : Feuilles ayant un pétiole assez long pour placer la pâte catalytique : Lilas, Noisetier, Erable, Laurier,....

3.5.4 Conditions du milieu L'humidité : La transpiration foliaire dépend de la différence entre I'hygrométrie des chambres stomatiques et de celle de l’air. L'absorption d'eau mesurée par temps humide est plus faible que celle obtenue par temps sec. La température et la puissance lumineuse : Le végétal assure une régulation de la transpiration foliaire par fermeture des stomates. Une augmentation de la température et de la puissance lumineuse augmente dans un premier temps l'absorption d'eau, puis la limite au delà d'une valeur propre à chaque végétal.

3.5.5 Etanchéité Végétal entier : Une tige racinée ne peut être engagée que dans un bouchon fendu, ce qui est la première source de fuite. Par ailleurs, le diamètre de la tige et celui du bouchon concordent rarement ! Pour remédier à ces difficultés qui rendent délicate la réalisation du potomètre, les expériences proposées avec un végétal entier sont réalisées avec un bouchon 1 trou (diamètre 6 mm) fendu, ce qui permet d'engager presque tous les végétaux utilisables dans ce type d'expérience. L'étanchéité est assurée par une pâte silicone avec durcisseur. Cette pâte présente plusieurs avantages:

• elle assure une étanchéité parfaite en épousant les formes de la tige et du bouchon, en se logeant dans la fente et en débordant aux extrémités du bouchon,

• la polymérisation est rapide : un montage est opérationnel en 3 minutes, • aucune action de nécrose ne se produit sur les tissus végétaux, • le nettoyage est facile le démoulage, le nettoyage des instruments se fait

par simple grattage.

Physiologie


FRANÇAIS 41

Rameau : Le plus simple est de choisir un rameau dont le diamètre est légèrement supérieur au diamètre interne du tuyau souple. Faire des essais : si la tige ne pénètre pas facilement, si son écorce se déchire, couper le rameau plus haut... Feuille : II faut ici employer un adaptateur qui concilie faible diamètre fragilité du pétiole et le tuyau souple. L’extrémité coupée d'une seringue 1 mL assure ce rôle d'adaptateur, l'étanchéité est assurée avec la pâte silicone. Feuille en plâtre : Pour réaliser l'expérience de Dixon, couler du plâtre sur du papier aluminium. Plonger dans le plâtre l'extrémité d'une seringue 10 mL qui va servir d'adaptateur pour le tuyau souple.

3.5.6 Phénomènes physiques Le tube plastique qui entoure la seringue limite les effets de la dilation de I'eau provoquée par le maintien du montage dans la main, le transport d'une salle à l'autre...Veiller à placer les montages dans la salle de TP 1 heure avant I'expérience.

Physiologie


FRANÇAIS 42

Activité 1 : Mise en évidence d'une absorption d'eau par les racines d'un végétal

Les végétaux sont le siège d'un flux hydrique : absorption d'eau par les racines, transport dans la tige, rejet d'eau à l'état gazeux par les feuilles. Cette activité permet de mettre en évidence et de quantifier I'absorption racinaire.

• Matériel. Seringue 60 mL, tube plastique isolant, bouchon 1 trou fendu, tuyau souple et seringue de 10 mL, chronomètre, feutre indélébile.

• Etres vivants et solutions. Millepertuis, Mercuriale, Laurier mis à raciner dans l’eau 2 mois avant…

• Protocole. Le montage doit être avant le TP, placé dans la salle ou mis à proximité pour éviter les phénomènes de dilatation. Montage page 36. Possibilité de faire varier les facteurs : déplacer le montage pour l'exposer à des conditions naturelles différentes Faire un témoin : seringue sans végétal.

• Résultats. Saisie des résultats à t = 10 min ou t = 15 min selon les conditions ambiantes. Traitement des données : conversion du déplacement en volume.

Exemple 1 - Mercuriale Exploitation des résultats Les conditions du milieu agissent sur l'absorption d'eau de la Mercuriale : augmentation quand le végétal est exposé au soleil, diminution de l'absorption à l'ombre...

Exemple 2 – Mercuriale placée dehors : soleil, passage nuageux

0,0180,017

0,025

0,020

0,027

0,024 0,024

0,028

0,000

0,005

0,010

0,015

0,020

0,025

0,030

ombr

e in

térie

ur

ombr

e in

térie

ur

sole

il ex

terie

ur

ombr

e ex

térie

ur

sole

il ex

terie

ur

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e ex

térie

ur

ombr

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térie

ur

ombr

e ex

térie

ur

Abs

orpt

ion

d'ea

u en

mL/

min

Mercuriale entière

ConditionsDéplacement

niveau de l'eau en mm

Absorption en mL/min

0ombre intérieur 40 0,018ombre intérieur 65 0,017soleil exterieur 91 0,025ombre extérieur 115 0,020soleil exterieur 135 0,027ombre extérieur 190 0,024ombre extérieur 212 0,024ombre extérieur 250 0,028

0,007

0,014

0,030

0,018

0,037

0,049

0,032

0,049

0,038

0,114

0,026

0,038

0

0,02

0,04

0,06

0,08

0,1

0,12

0 6 13 17 28 35 41 53 62 76 81 109 131

Temps en min

Abs

orpt

ion

d'ea

u en

mL/

min

Temps en min

Distance en mm

Volume en mL

Absorption d'eau en mL/min

0 1006 106 -0,04 0,007

13 114 -0,10 0,01417 117 -0,12 0,03028 128 -0,20 0,01835 136 -0,26 0,03741 141 -0,29 0,04953 154 -0,39 0,03262 162 -0,44 0,04976 175 -0,54 0,03881 180 -0,57 0,114

109 202 -0,73 0,026131 216 -0,83 0,038

Physiologie


FRANÇAIS 43

Activité 2 : Régulation de I'absorption d'eau L'expérience de l'activité 1 montre que les conditions du milieu agissent sur I'absorption d'eau. Les activités présentées dans les pages suivantes montrent que le moteur de I'absorption d'eau se situe au niveau de la partie aérienne. A l’aide d'un montage simple, cette activité met en évidence une régulation de I'absorption d'eau assurée par la partie aérienne du végétal.

• Matériel. Tuyau souple en plastique de 1 m, seringue de 10 mL, montre, feutre indélébile.

• Etres vivants. Rameau de Laurier palme, de Troene ...

• Protocole. Réaliser le montage présenté page 37. Phase témoin : tuyau sans végétal. Phase expérience : rameau de végétal placé à l’extérieur.

• Résultats. Saisie des résultats toutes les demi-heures à différents moments de la journée. Traitement des données : conversion du déplacement en volume. Représentation graphique : volume absorbé en fonction de l'heure.

• Exemple 1 - Rameau de Troene. Conditions : Soleil, quelques

nuages Conditions expérimentales : en Juin, journée ensoleillée et assez chaude.

0,000

0,002

0,004

0,006

0,008

0,010

0,012

0,014

10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

Heures de la journée

Abs

orpt

ion

d'ea

u en

mL/

min

10

15

20

25

30

35

40

Tem

péra

ture

en

°C

Troenetempérature

Physiologie


FRANÇAIS 44

• Exemple 2 - Rameau de Laurier. Conditions : Soleil, quelques nuages Conditions expérimentales : Juin, journée et assez chaude.

Exploitation des résultats L'absorption d'eau est irrégulière entre 12H et 16H quand les rameaux reçoivent la lumière à la verticale, une baisse de I'absorption apparaît vers 15H. L'exploitation de ces données permet de conduire à l’idée de régulation de I'absorption d'eau par le contrôle de la transpiration par les stomates.

0,000

0,001

0,002

0,003

0,004

0,005

0,006

0,007

10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

Heures de la journée

Abs

orpt

ion

d'ea

u en

mL/

min

0

5

10

15

20

25

30

35

40

Tem

péra

ture

en

°C

Lauriertempérature

Physiologie


FRANÇAIS 45

Activité 3 : Localisation du moteur de I'absorption d'eau (1)

L'activité 1 montre que de I'eau est pompée par les racines et exportée, cela induit l'hypothèse d'un transport assuré par la tige vers la partie aérienne. Ce transport qui s'effectue contre la gravité nécessite de l'énergie. Cette activité est destinée à localiser le moteur de I'absorption d'eau.

• Matériel. Seringue 60 mL, tube plastique isolant, bouchon 1 trou fendu, tuyau souple et seringue de 10 mL, chronomètre, feutre indélébile. Pâte silicone et son durcisseur, plaque en verre et lame de cutter, seringue 1 mL dont I'extrémité est coupée.

• Etres vivants. Millepertuis, Mercuriale, Laurier palme mis à raciner dans I'eau 2 mois avant. Préférer un végétal à tige assez dure pour faciliter son raccordement au tuyau souple.

• Protocole. Le montage doit être réalisé avant le TP, placé dans la salle ou mis à proximité pour éviter les phénomènes de dilatation. Phase témoin : mesure de l'absorption d'eau du végétal entier (montage page 36). Phase expérience : section de la tige, montage de chaque extrémité sur un tuyau souple (montage page 37).

• Résultats. Saisie des résultats à t = 10 min ou t = 15 min pour chaque condition expérimentale. Traitement des données : conversion du déplacement en volume. Représentation graphique : volume absorbé pour chaque condition expérimentale.

• Exemple 1 : Mercuriale

Végétal entier

Durée en min

Déplacement niveau de l'eau

en mm


0 015 46 0,02025 76 0,02032 101 0,024

Section de la tigePartie souterraine Partie aérienne

Durée en min


en mm



en mm


0 0 09 2 0,001 20 0,015

Physiologie


FRANÇAIS 46

Exploitation des résultats La partie aérienne et la partie souterraine absorbent de I'eau, absorption importante pour la partie aérienne. II n'y a pas de poussée racinaire observable pour la Mercuriale. L'eau est aspirée par la partie aérienne : le moteur doit être recherché au niveau des organes qui la composent.

0,020

0,024

0,001

0,015

0,000

0,005

0,010

0,015

0,020

0,025

Végé

tal e

ntie

r

Végé

tal e

ntie

r

Part

ieso

uter

rain

e

Part

ie a

érie

nne

Abs

orpt

ion

d'ea

u en

mL/

min

Section de la tige

Physiologie


FRANÇAIS 47

Activité 4 : Localisation du moteur de I'absorption d'eau (2)

L'expérience de l'activité 3 montre que la partie aérienne absorbe de l'eau : le moteur de I'absorption d'eau se situe dans la tige et/ou dans les feuilles Cette activité est destinée à préciser quel est l'organe moteur de I'absorption d'eau.

• Matériel. Tuyau souple et seringue de 10 mL, chronomètre, feutre indélébile, scalpel.

• Etres vivants. Rameau : le Laurier palme, présent toute l’année donne de bons résultats, mais aussi le Noisetier, l’Erable…

• Protocole. Réaliser le montage d'un rameau sur le tuyau capillaire plastique (montage page 37). Phase témoin : avec rameau entier. Phase expérience : après section de la moitié des feuilles, de toutes les feuilles.

• Résultats. Saisie des résultats à t = 10 min pour chaque condition expérimentale. Traitement des données : conversion du déplacement en volume. Représentation graphique : volume absorbé pour chaque condition expérimentale.

• Exemple1 Laurier

Rameau de Laurier

Temps en min

Nombre de feuilles

Déplacement niveau d'eau en

mm


0 1110 4 31 1,3320 4 52 1,4030 2 60 0,5340 0 61 0,07

1,331,40

0,53

0,07

0,00

0,20

0,40

0,60

0,80

1,00

1,20

1,40

1,60

4 4 2 0 Nombre de feuilles du rameau

Abs

orpt

ion

d'ea

u en

mL

/min

Ablation de 2 feuilles

Ablation de toutes feuilles

Physiologie


FRANÇAIS 48

Exploitation des résultats La section des feuilles provoque une diminution nette de I'absorption d'eau qui devient pratiquement nulle avec la tige seule. C'est au niveau des feuilles que se situe le moteur de I'absorption d'eau.

Activité 5 : Recherche du moteur de I'absorption d'eau (1). C'est au niveau de feuilles que se situe le moteur de I'absorption d'eau. La face supérieure et la face inférieure des feuilles présentent des différences visibles:l'épiderme de la face supérieure exposée au soleil est souvent cireuse, l'épiderme de la face inférieure est mat, parfois poilu… Cette activité doit permettre d'établir une corrélation entre absorption d'eau et face de la feuille.

• Matériel Tuyau souple et seringue de 10 mL, chronomètre, feutre indélébile, scalpel plastique de protège document, papier adhésif pour réaliser les masques.

• Etres vivants et solutions. Rameau : le Laurier présent toute l'année donne de bons résultats.

• Protocole Réaliser le montage d'un rameau sur le tuyau capillaire plastique :(montage page 37). Réaliser les masques : découper dans le plastique (du protège document) les contours des feuilles, Iégèrement plus petits. Poser du papier adhésif sur le contour : il doit tenir le masque et assurer l'étanchéité après la pose. Phase témoin : avec rameau entier. La cuticule cireuse des feuilles permet de décoller le masque sans provoquer de lésions. Phase expérience : poser les masques transparents sur les faces supérieures, les faces inférieures.

• Résultats Saisie des résultats à t = 10 min pour chaque condition expérimentale. Traitement des données : conversion du déplacement en volume Représentation graphique : volume absorbé pour chaque condition expérimentale.

0 ,010

0 ,018

0 ,016

0 ,003

0 ,002

0 ,000

0 ,002

0 ,004

0 ,006

0 ,008

0 ,010

0 ,012

0 ,014

0 ,016

0 ,018

0 ,020

Face

inf

mas

quée

Face

sup

mas

quée

Face

sup

mas

quée

Face

inf

mas

quée

Face

inf

mas

quée

Abs

orpt

ion

d'ea

u en

mL/

min

F e u il le d e N o is e t ie r

T e m p s e n m in F a c e m a s q u é e D é p la c e m e n t n iv e a u e n m m

A b s o rp t io n d 'e a u e n m L /m in

01 8 F a c e in f m a s q u é e 2 7 0 ,0 1 02 8 F a c e s u p m a s q u é e 5 4 0 ,0 1 84 6 F a c e s u p m a s q u é e 9 8 0 ,0 1 67 3 F a c e in f m a s q u é e 1 1 2 0 ,0 0 39 4 F a c e in f m a s q u é e 1 1 7 0 ,0 0 2

Physiologie


FRANÇAIS 49

• Exemple 1 – Noisetier Conditions : laboratoire, 22°C, éclairage naturel

• Exemple 2 Laurier 6 feuilles. 4 feuilles sont masquées Conditions : laboratoire, 22°C, éclairage naturel.

Exploitation des résultats Masquer les faces des feuilles diminue I'absorption d'eau. Masquer la face inférieure des feuilles diminue plus fortement I'absorption d'eau que masquer les faces supérieures. L'absorption d'eau est liée au contact feuille/air. Les hypothèses formulées pour expliquer les différences observées peuvent conduire à microscopique de cuticules, de coupes de feuilles ...

Rameau de Laurier

Temps en min Face masquée Déplacement niveau en mm


0 015 Entier 26 0,011625 Face sup masquée 43 0,011335 Face sup masquée 55 0,008045 Face inf masquée 63 0,005364 Face inf masquée 70 0,002574 Face sup masquée 83 0,008784 Face sup masquée 93 0,0067

Physiologie


FRANÇAIS 50

Activité 6 : Recherche du moteur de I'absorption d'eau (2)

L'activité 5 montre une corrélation entre absorption d'eau et contact air-feuille. De la condensation peut être observée sur les parois d'un sac plastique transparent recouvrent une feuille. L'activité proposée ici adapte l'expérience de Dixon pour montrer le rôle moteur de la vaporisation de I'eau, et illustre l'adaptation des feuilles dans la limitation des déperditions d'eau.

• Matériel. Tuyau souple et seringue de 10 mL, chronomètre, feutre indélébile, scalpel. Feuille en plâtre avec embout de seringue moulée (voir page 38).

• Etres vivants. Feuille de même surface que la "feuille plâtre" : Noisetier, Lilas, ...

• Protocole. Réaliser le montage d'une feuille sur le tuyau capillaire plastique : (montage page 38) Expérience 1 : avec feuille. Expérience 2 : avec "feuille plâtre".

• Résultats. Saisie des résultats à t = 10 min pour chaque expérience. Traitement des données : conversion du déplacement en volume. Représentation graphique : volume absorbé pour chaque condition expérimentale.

• Exemple La surface de la feuille de Noisetier est légèrement supérieure à celle de la "feuille plâtre" ronde (diamètre : 80 mm).

Feuille de Noisetier Feuille plâtre

Durée en min

Déplacement du niveau

d'eau en mm


Déplacement du niveau

d'eau en mm


0 0 010 10 0,007 25 0,01715 15 0,007 37 0,01620 20 0,007 50 0,017

Physiologie


FRANÇAIS 51

Exploitation des résultats La « Feuille Plâtre » absorbe de I'eau comme une feuille de végétal. Ce constat conduit à identifier un phénomène physique à la base du moteur de l'absorption : montée d'eau qui compense la vaporisation. Cette hypothèse explicative peut être éprouvée en plaçant la "feuille plâtre" dans un sac plastique : I'absorption diminue puis stoppe. A surface égale, une "feuille plâtre" absorbe beaucoup plus d'eau qu'une feuille végétale.

Les adaptations qui limitent la vaporisation de I'eau peuvent être recherchées grâce à l'observation microscopique : présence d'une cuticule cireuse, de stomates inégalement répartis sur les deux faces de la feuille ... Des expériences comme celles de I'activité 2 conduire à montrer que cette limitation s'adapte aux conditions climatiques. A la limitation passive assurée par les adaptations type cuticule s'ajoute un mécanisme actif qui fait intervenir l'ouverture et la fermeture des stomates.

0,007

0,017

0,000

0,002

0,004

0,006

0,008

0,010

0,012

0,014

0,016

0,018

Noisetier Feuille Platre

Abs

orpt

ion

d'ea

u en

mL/

min

Physiologie


FRANÇAIS 52

Photosynthèse Grâce à la chlorophylle, les végétaux chlorophylliens convertissent l'énergie solaire en énergie chimique mise en réserve dans un ose.

Objectifs La photosynthèse comprend une multitude de réactions chimiques dont CO2 et H2O sont les réactifs initiaux, un ose et le dioxygène les produits finaux. Le dioxygène, déchet de la réaction est rejeté dans le milieu. Ce montage permet l'étude de la photosynthèse par mesure du volume de dioxygène gazeux produit.

Principe du montage Classiquement, cette activité est réalisée par le comptage des bulles libérées. Le volume de ces bulles n'est cependant pas constant : certains pieds de Cabomba par exemple forment une multitude de petites bulles tandis que d'autres ne produisent que quelques grosses bulles ! Dans ce montage, les bulles de gaz qui sortent de la tige d'un végétal chlorophyllien aquatique comme l’Elodée ou le Cabomba sont piégées dans un tube capillaire plastique. Le volume gazeux est calculé à partir de la longueur de la bulle de gaz formée dans ce tuyau.

Physiologie


FRANÇAIS 53

Sommaire Présentation du montage Montage fonctionnel et liste du matériel nécessaire pour réaliser les expériences





1- Influence des facteurs du milieu sur la photosynthèse

Ex : Influence de la température, de l'intensité lumineuse, de la concentration en hydrogénocarbonates et du pH.

2- Influence de la longueur d'onde de la lumière sur la photosynthèse.

Ex : avec filtres jaune, bleu, rouge et vert

3- Recherche des facteurs limitant la photosynthèse.

Ex : intensité lumineuse et concentration en hydrogénocarbonates.

Physiologie


FRANÇAIS 54

4.1 Montage

• Seringue 10 mL (1) • Pinces EASIX (2) • Réglet inox gradué (3) • Tube souple (4) • Becher (non fourni) (5) • Chambre noire avec filtres (en option) (6) • Support avec socle et tige (non fourni) (7)

Physiologie


FRANÇAIS 55

4.2 Mise en œuvre d’une expérience

Physiologie


FRANÇAIS 56


4.3.1 Principe Les bulles de gaz libérées par la tige du végétal montent dans le tuyau et viennent augmenter le volume de la bulle d'air piégé au début de l'expérience. Le volume gazeux produit par le végétal s'obtient par différence entre le volume initial et le volume final de cette bulle.

4.3.2 Saisie des résultats et traitements Saisie : La longueur de la bulle de gaz dans le tuyau est mesurée à l’aide des graduations de la règle. Traitement : Pour exprimer les résultats en volumes, il faut établir une relation entre longueur de bulle et volume. Pour cela prendre un seringue de 1 mL, et prélever 0.5 mL d'eau. Injecter ce volume dans le tuyau souple. Mesurer la longueur de I'eau dans le tuyau souple. Exemple : 0.5 mL -> 70 mm. Une bulle de 10 mm correspond à un volume de (0.5 /70) x 10 = 0.07 mL

4.3.3 Etres vivants L'expérience n'est possible qu'avec un végétal aquatique qui libère des bulles au niveau de la section de la tige : Elodée, Myriophylle, Cératophylle, la Renoncule aquatique. Le Cabomba vendu dans les magasins d'aquariophilie donne d'excellents résultats. Les expériences reposent sur l'étude comparative des résultats obtenus avec un même rameau placé dans des conditions expérimentales différentes.

4.3.4 Conditions du milieu L'eau. Le végétal doit pouvoir y trouver le dioxyde de carbone nécessaire à la photosynthèse. Le volume d'un gaz dissous dans une eau est proportionnel à sa solubilité et à sa pression partielle dans I'atmosphère en contact avec le liquide.

Nature du gaz N2 O2 CO2 AIR % dans l'air 79,1 20,9 0,01

masse en mg pour 1 L 1020 270 0,5

Eau Volume en mL 12,4 6 0,38

masse en mg pour 1 L 15 8,85 0,7

Malgré sa grande solubilité, la concentration en CO2, dans l’eau est faible. Le CO2, utilisé par le végétal aquatique est fournit par l’ion hydrogénocarbonate qui se dissocie en milieu acide :

2 HCO3 CO2 + H2O + CO32-

Cette réaction modifie le pH qui devient basique, ce qui déplace la réaction dans l'autre sens !

Physiologie


FRANÇAIS 57

Choix des eaux

Eaux naturelles. II est possible d'expérimenter facilement en utilisant les eaux distribuées en bouteilles. La composition indiquée sur I'étiquette montre des différences importantes : de 0 mg.L-1 à plus de 2000 mg.L-1. Des solutions à concentrations variables en hydrogénocarbonates peuvent ainsi facilement préparées par mélanges d'eaux. Veiller à utiliser un pH acide.

Solutions préparées au laboratoire. La solution d'hydrogénocarbonate doit être préparée dans un tampon qui maintien le pH acide. Solution mère d'hydrogénocarbonate de potassium à 0.1 M.L-1 : 1 g dans 100 mL d'eau distillée. Solution tampon phosphate 5,6 Solutions expérimentales : KHCO3, à 10 mMole.L-1 : 6 volumes d'eau distillée + 3 volumes Tampon + 1 volume KHCO3 0.1M.L.-1 KHCO3 à 1 mMole.L-1 : 1 volume de KHCO3 à 10 mMole.L-1+ 9 volumes d'eau distillée.

Source lumineuse

Les lampes halogène basse tension fournissent une puissance lumineuse et une qualité de lumière satisfaisante, l'échauffement est limité.

Température Pour le Cabomba, porter I'eau à une température voisine de 25°C.

Physiologie


FRANÇAIS 58

Activité 1 : Influence de quelques facteurs du milieu sur la

photosynthèse Les végétaux aquatiques peuplent des milieux dont les facteurs physiques ou chimiques sont différents : température, puissance lumineuse, concentration en hydrogénocarbonates. Cette activité est destinée à identifier l'influence des facteurs du milieu sur la photosynthèse d'un végétal aquatique.

1 – Influence de la température • Matériel.

Bêcher, tuyau souple, lampe halogène, Luxmètre portable (facultatif), Thermomètre

• Etres vivants et solutions. Solution expérimentale d'hydrogénocarbonate à pH acide (voir page 53). Cabomba, Elodée, Cératophylle, ....

• Protocole. Placer le végétal dans des solutions expérimentales portées à des températures différentes. Attendre 2 à 3 min entre chaque expérience. Ne pas faire varier les autres facteurs !

• Résultats. Saisie des volumes gazeux produits à t = 10 min. Traitement des données : conversion de la longueur de bulle en volume. Représentation graphique du volume gazeux en fonction de la température.

• Exemple

Tampon 6.4 Salvetat HCO3- intensité Longueur bulle en mm durée exp Volume gazeux Température en °C en mL en mL pHen mg/L lumineuse en Lux initiale finale en min en mL/Heure initiale finale

200 100 6,4 273 18000 14 36 11 0,86 23 24 200 100 6,4 273 18000 18 49 11 1,21 26 27

Physiologie


FRANÇAIS 59

0,86

1,21

0,00

0,20

0,40

0,60

0,80

1,00

1,20

1,40

23 26Température en °C

Prod

uctio

n de

gaz

en

ml/h

Physiologie


FRANÇAIS 60

2 – Influence de l’intensité lumineuse

• Matériel. Bêcher, tuyau souple, lampe halogène, luxmètre

• Etres vivants et solutions. Solution expérimentale hydrogénocarbonate en milieu acide (voir page 4). Cabomba, Elodée, Cératophylle,....

• Protocole. Placer le végétal dans la solution expérimentale Faire varier la distance entre le végétal et la lampe.

• Résultats. Saisie des volumes gazeux produits à t = 10 min. Traitement des données : conversion de la longueur de bulle en volume. Représentation graphique du volume gazeux en fonction de I'intensité lumineuse

• Exemple 1

0,73

0,00

0,51

0,00

0,10

0,20

0,30

0,40

0,50

0,60

0,70

0,80

120 18000 36000Intensité lumineuse en lux

Prod

uctio

n de

gaz

en

mL/

h

Montcalm Salvetat intensité Longueur bulle en mm durée exp Volume gazeux Température en °Cen mL en mL lumineuse en Lux initiale finale en min en mL/Heure initiale finale

200 100 120 18 18 10 0,00 23 23200 100 18000 17 29 10 0,51 24 24200 100 36000 31 55 14 0,73 25 25

Physiologie


FRANÇAIS 61

• Exemple 2

Montcalm distance Intensité lumineuse Longueur bulle en mm durée Volume gazeux TempératureSalvetat en cm en Lux initiale finale en min produit mL/Heure initiale finale

50-50 60 140 17 18 10 0,04 24 2450-50 40 4000 18 21 10 0,13 25 2550-50 30 8300 21 25 10 0,17 25 2550-50 20 19000 20 27 10 0,30 25 27,250-50 15 27000 4 15 12 0,39 26 27

0,00

0,05

0,10

0,15

0,20

0,25

0,30

0,35

0,40

0,45

0 5000 10000 15000 20000 25000 30000Intensité lumineuse en lux

Prod

uctio

nd e

gaz

en

mL/

h

Physiologie


FRANÇAIS 62

3 – Influence de la concentration en hydrogénocarbonates

• Matériel. Bêcher, tuyau souple, lampe halogène

• Etres vivants et solutions. Solution expérimentale à faible concentration en hydrogénocarbonate en milieu acide (voir page 53). Cabomba, Elodée, Cératophylle, ....

• Protocole. Méthode 1 : Placer le végétal dans une solution acide pauvre en hydrogénocarbonates. Injecter quelques d'une solution riche en hydrogénocarbonates. Méthode 2 : Préparer des solutions expérimentales à différentes concentrations en hydrogénocarbonates. Attendre 2 à 3 min entre chaque changement. Ne pas faire varier les autres facteurs

• Résultats. Saisie des volumes gazeux produits à t = 10 min. Traitement des données : conversion de la longueur de bulle en volume Représentation graphique du volume gazeux en fonction de la concentration en hydrogénocarbonates.

• Exemple1 : méthode 1

Montcalm Salvetat [HCO3-] Intensité Longueur bulle : Durée Conditions Volume gazeuxen mL en mL en mg/L lumineuse en Lux initial final en min expérimentales mL/Heure

300 0 6 60000 15 16 10 0,045 20 60000 19 35 5 injection HCO3- 1,375 33 60000 15 39 5 injection HCO3- 1,80

0,04

1,37

1,80

0,00

0,20

0,40

0,60

0,80

1,00

1,20

1,40

1,60

1,80

2,00

6 20 33Concentration en HCO3

- en mg/L

Prod

uctio

n de

gaz

en

mL/

heur

e

Physiologie


FRANÇAIS 63

• Exemple 2 : méthode 2

• Exemple 3 : méthode 2

Volume tampon

Volume HCO3-

0,1 mole/L Intensité Longueur bulle en mm Durée Volume gazeux Température

en mL en mL lumineuse en Lux initiale finale en min mL/Heure initiale-finale

300 ~ 60000 17 21 5 0,34 25-25

300 ~ 60000 21 24 5 0,26 25-26

300 + 5 mL HCO3- ~ 60000 24 41 5 1,46 25-25

300 ~ 60000 41 61 5 1,71 25-26

0,30

1,59

0,00

0,20

0,40

0,60

0,80

1,00

1,20

1,40

1,60

1,80

Tampon 5.8 Tampon 5.8 + 5 mL HCO3-

Prod

uctio

n de

gaz

en

mL/

heur

e

Volumes en mL deMontcalm Salvetat HCO3- Longueur bulle en mm durée Volume de gaz Température

6,1 820 en mg/L initiale finale en min produit mL/Heure initiale finale0 100 820 17 30 10 0,56 24,5 27,2

50 50 413 25 50 12 0,89 25,6 27,275 25 210 20 45 13 0,82 24,5 27,2

87,5 12,5 107 24 44 11 0,78 25 27,2100 0 6 18 22 10 0,17 25,7 27,2

0,00

0,10

0,20

0,30

0,40

0,50

0,60

0,70

0,80

0,90

1,00

0 100 200 300 400 500 600 700 800 900Concentration en HCO3- en mg/L

Volu

me

de g

az p

rodu

it en

mL/

h

Physiologie


FRANÇAIS 64

4 – Influence du pH

• Matériel. Bécher, tuyau souple, lampe halogène, ph-mètre

• Etres vivants et solutions. Solution expérimentale d'hydrogénocarbonate (voir page 53) solution tampon phosphate acide et basique Cabomba, Elodée, Cératophylle,....

• Protocole. Placer le végétal dans des solutions expérimentales ayant des pH différents. Attendre 2 à 3 min entre chaque expérience. Ne pas faire varier les autres facteurs !

• Résultats. Saisie des volumes gazeux produits à t = 10 min. Traitement des données : conversion de la longueur de bulle en volume. Représentation graphique du volume gazeux en fonction du pH.

• Exemple

0,00

0,20

0,40

0,60

0,80

1,00

1,20

pH

Prod

uctio

n de

gaz

en

ml/h

Tampon Cristalline Intensité Longueur bulle en mm Durée Volume gazeux Température en °CpH Volume en mL en mL lumineuse en Lux initiale finale en min en mL/Heure initiale finale7 200 100 32000 18 53 13,5 1,11 27 278 200 100 32000 22 28 15 0,17 27 27

Physiologie


FRANÇAIS 65

Activité 2 : Influence de la longueur d'onde de la lumière sur la photosynthèse

La lumière blanche décomposée par un réseau ou un prisme montre un spectre coloré : cette lumière est en réalité constituée par plusieurs radiations lumineuses dont les couleurs sont associées à leur longueur d'onde : du violet à 400 nm au rouge à 720 nm. La couleur verte des feuilles peut s'expliquer par la réflexion des radiations vertes et l'absorption des autres longueurs d'onde du spectre visible. L'activité proposée ici est destinée éprouver cette hypothèse.

• Matériel. Bécher, tuyau souple, lampe halogène, Luxmètre portable, filtres colorés, chambre noire avec filtres colorés.

• Etres vivants et solutions. Solution expérimentale hydrogénocarbonate à pH acide (voir page 53). Cabomba, Elodée, Cératophylle,....

• Etalonnage Placer le filtre le plus opaque (red ou blue). Placer la lampe à 10 cm du porte filtre. Noter l'intensité lumineuse après le filtre. Placer les autres filtres. Déplacer la lampe pour obtenir la même intensité lumineuse. Noter cette distance ou faire une marque sur la table.

• Protocole. Placer le végétal dans la solution expérimentale. Placer le filtre et placer la lampe à la distance obtenue lors de l'étalonnage. Attendre 2 à 3 min entre chaque expérience. Ne pas faire varier les autres facteurs !

• Résultats. Saisie des volumes gazeux produits à t = 10 min. Traitement des données : conversion de la longueur de bulle en volume. Représentation graphique du volume gazeux en fonction de la température.

• Exemple

Filtre Intensité Longueur bulle en mm Durée Volume gazeux Températurelumineuse en Lux initiale finale en m in mL/Heure initial-final

Sans 15000 60 110 17 1,26 25-25

Yellow 15000 62 81 10 0,81 25-26

Blue 15000 27 32 11 0,19 25-25

Green 15000 32 35 12 0,11 25-26

Red 15000 37 48 11 0,43 25-26

1,26

0,81

0,190,11

0,43

0,00

0,20

0,40

0,60

0,80

1,00

1,20

1,40

Sans Yellow Blue Green RedCouleur du filtre

Volu

me

de g

az p

rodu

it en

mL/

heur

e

Physiologie


FRANÇAIS 66

Solution expérimentale : 200 mL tampon phosphate 5.8 + 30 mL K+ HCO3 0.01 mole .L-1

Exploitation des résultats La production de gaz par photosynthèse est la plus faible avec le filtre vert. Ce filtre ne laisse passer que les radiations vertes du spectre. Cette donnée semble valider l’hypothèse formulée. La production de gaz par photosynthèse est importante sans filtre, donc avec l’ensemble des radiations de la lumière blanche et avec le filtre jaune, elle est plus faible avec le filtre bleu et rouge.

Remarques et limites de cette expérience Cette expérience suppose travailler à énergie constante. L’intensité lumineuse fournie par un luxmètre est une approximation. Ces résultats sont à prendre comme indicateurs et non comme base de faits. L’analyse de la lumière transmise par le filtre jaune avec un réseau montre que ce filtre n’est pas sélectif : passent toutes les radiations de longueur d’onde > 500 nm. Les autres filtres ne sont pas non plus mono chromatiques : le filtre bleu transmet les radiations bleues, mais aussi d’autres radiations en quantité moindre. Tous les filtres transmettent l’infrarouge ! C’est donc une approche du problème énergétique que permet cette expérience.

Traitement des données La notice technique des filtres fournis montre la relation entre couleur du filtre et longueurs d’onde, ce qui permet d’établir les résultats obtenus en fonction de la longueur d’onde.

Couleur Volume gazeux Longeur d'onde

du filtre mL/Heure en nm

Sans 1,26 400< <800 nm

Yellow 0,81 > 500 nm

Blue 0,19 400< <500 nm

Green 0,11 520< <560

Red 0,43 > 580 nm

0,19

0,11

0,43

0,00

0,05

0,10

0,15

0,20

0,25

0,30

0,35

0,40

0,45

400- 500 500-600 600-800Longueur d'onde en nm

Volu

me

de g

az p

rodu

it en

mL

/ heu

re

Physiologie


FRANÇAIS 67

Les radiations bleues et surtout les radiations rouges sont captées par la chlorophylle et converties en énergie chimique par photosynthèse.

Physiologie


FRANÇAIS 68

Activité 3 : Recherche des facteurs limitant la photosynthèse Plusieurs facteurs agissent sur la photosynthèse ; leur influence a été étudiée séparément dans l’activité 1. Cette activité est destinée à :

o Combiner l’intervention de plusieurs paramètres pour identifier l’influence respective de chacun,

o Identifier les facteurs limitant la photosynthèse

• Matériel. Bécher, tuyau souple, lampe halogène, luxmètre portable (facultatif), thermomètre

• Etres vivants et solutions. Solution expérimentale hydrogénocarbonate à pH acide (voir page 5) Cabomba, Elodée, Cératophylle…

• Protocole. Placer le végétal dans des solutions expérimentales portées à des températures différentes. Attendre 2 à 3 min entre chaque expérience. Ne pas faire varier les autres facteurs !

• Résultats. Saisie des volumes gazeux produits à t = 10 min Traitement des données : conversion de la longueur de bulle en volume. Représentation graphique du volume gazeux en fonction de la température.

• Exemple

0,00 0,04

1,241,37

2,06

1,80

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50

2000

0

6000

0

2000

0

6000

0

6000

0

6000

0

Intensité lumineuse en Lux

Prod

uctio

n de

gaz

en

mL/

heur

e

injection de 5 mL HCO3

- 0.1 Mole/Linjection de 5 mL HCO3

- 0.1 Mole/L

Physiologie


FRANÇAIS 69

Exploitation des résultats Ces expériences permettent de montrer que pour cette expérience, le facteur limitant de la photosynthèse n’est pas la puissance lumineuse mais la concentration en hydrogénocarbonates.

Montcalm Salvetat [HCO3-] Intensité Longueur bulle en mm Durée Conditions Volume gazeux Températureen mL en mL en mg/L lumineuse en Lux initiale finale en min expérimentales mL/Heure initial-final

300 6 20000 15 15 10 20000 Lux 0,00 25-25300 6 60000 15 16 10 600000 Lux 0,04 25-26

300 5 20 20000 16 45 10 injection HCO3- 20000 Lux 1,24 25-25

300 20 60000 19 35 5 60000 lux 1,37 25-26300 5 33 60000 15 39 5 injection HCO3- 2,06 25-27300 33 60000 39 60 5 1,80 25-28

Physiologie


FRANÇAIS 70

Dialyse expérimentale Des échanges incessants d’ions et de molécules se produisent entre deux compartiments séparés par une membrane perméable. Les échanges passifs sont orientés, du milieu le plus concentré en solutés vers le milieu le moins concentré.

Objectifs Les animaux possèdent des surfaces internes spécialisées dans l’échange de substances avec le milieu : absorption de dioxygène et rejet de dioxyde de carbone au niveau de la membrane interne des poumons, rejet d’eau, d’ions et de « déchets » pour la surface interne du rein, absorption de nutriments pour la muqueuse intestinale, échanges aussi au niveau de la peau. Ce modèle expérimental est destiné à l’étude du principe de la diffusion des ions et molécules à travers une membrane perméable.

Principe du montage La surface d’échange est ici une membrane en cellophane séparant deux milieux : un milieu pauvre en solutés ou un milieu hypotonique et un milieu riche en solutés ou un milieu hypertonique placés dans une seringue. L’étude des flux de solutés est réalisée à l’aide de tests simples.

Ce montage est un modèle analogique. S’il permet l’étude du principe de la diffusion, il ne peut pas prétendre expliquer les phénomènes complexes d’échanges qui se produisent au niveau des muqueuses qui associent échanges passifs de type diffusion et transports actifs faisant intervenir pompes et protéines enchâssées. C’est par contre un modèle acceptable pour comprendre le principe de l’hémodialyse.

Physiologie


FRANÇAIS 71

Sommaire Présentation du montage Montage fonctionnel et liste du matériel nécessaire pour réaliser les expériences.

Mise en œuvre d’une expérience Mise en place du montage pas à pas : document élève.

Protocoles, mesures et traitements Informations destinées au professeur



1- Modèlisation de l'hémodialyse

Ex : Urée, albumine, glucose, chlorures

2- Modèlisation de l'absorption intestinale

Ex : Albumine,amidon et glucose.

Physiologie


FRANÇAIS 72

5.1 Montage

• Enceinte Physiologie (1) • Piston (2) • Manchon dialyse (3) • Pinces EASIX (4) • Seringue 10 mL (5) • Tube souple (6) • Support avec socle et tige (non fourni) (7)

Physiologie


FRANÇAIS 73

5.2 Mise en œuvre du montage

Physiologie


FRANÇAIS 74


5.3.1 Principe Le milieu hypertonique est placé dans le compartiment supérieur, le milieu hypotonique (eau) est placé dans le compartiment inférieur. A la force de diffusion s’ajoute la gravité qui accélère les échanges. Ce montage peut aussi se faire en inversant les solutions : milieu hypotonique dans le compartiment supérieur, ce qui permet de montrer que les échanges ne sont pas orientés dans le sens de la gravité ; les échanges sont alors plus longs à mettre en évidence.

5.3.2 Solutions expérimentales Modélisation de l’hémodialyse

Composition du milieu : urée : 40 g/L ; albumine : 3 g/L ; glucose : 20 g/L ; chlorure de sodium : 20 g/L.

Modélisation de l’absorption intestinale

Composition du milieu : glucose : 20 g/L ; amidon : 20 g/L ; albumine : 3 g/L.

5.3.3 Identifications des ions ou molécules Urée

• Test à l’eau de javel. Verser 1 mL de la solution à tester dans un petit tube (tube hémolyse par exemple). La présence d’urée se manifeste par l’apparition de petites bulles qui se dégagent, d’autres grossissent sur la paroi du tube. Cette réaction n’est pas immédiate : attendre 20 à 30 s avant d’en observer les effets.

• Test Uristix. Bandelette réactive qui permet une mise en évidence spécifique de l’urée. Verser une goutte sur la bandelette, ou tremper la bandelette dans la solution. La présence d’urée se traduit par un changement de couleur de l’extrémité. Se conformer au mode d’emploi de la marque.

Glucose • Test à la liqueur de Fehling. Verser 1 mL de solution à tester dans un

tube à essai, ajouter 0,5 mL de solution A et 0.5 mL de solution B. Placer le tube au bain marie 90 °C. Observer le résultat 1 à 2 min après. La présence du glucose, glucide réducteur se traduit par un précipité rouge.

• Test Clinistix. Bandelette réactive qui permet une mise en évidence spécifique du glucose, qualitative et quantitative (peu utile ici). Verser une goutte sur une bandelette, ou tremper la bandelette dans la solution. La présence de glucose se traduit par un changement de couleur de l’extrémité. Se conformer au mode d’emploi de la marque.

Albumine • Test Albustix. Bandelette réactive qui permet une mise en évidence

spécifique de l’albumine, qualitative et quantitative (peu utile ici). Verser une goutte sur une bandelette, ou tremper la bandelette dans la solution. La présence d’albumine se traduit par un changement de couleur de l’extrémité. Se conformer au mode d’emploi de la marque.

Physiologie


FRANÇAIS 75

Amidon

• Test à l’eau iodée. Verser 1 mL de solution à tester dans un tube à essai ou quelques gouttes dans une plaque alvéolée. Ajouter 2 à 3 gouttes d’eau iodée. La présence d’amidon se traduit par une couleur violette, l’intensité de la coloration dépend de la concentration en amidon.

Chlorure de sodium • Test au nitrate d’argent. Verser 1 mL de solution à tester dans un petit

tube à essai (tube à hémolyse par exemple). Ajouter 2 à 3 gouttes de nitrate d’argent. La présence de chlorures se traduit par un précipité blanc, qui noircit à la lumière.

Physiologie


FRANÇAIS 76

Activité 1 : Modélisation de l’hémodialyse

Les personnes qui ont une fonction rénale réduite ou inexistante doivent faire une dialyse sanguine 2 à 3 fois par semaine, en centre hospitalier ou à domicile. Au cours de la séance dont la durée varie de 3 à 8 heures, le sang du patient est acheminé vers un dialyseur. Cet appareil est constitué par un réseau de membranes type cellophane. Des échanges se produisent entre le sang qui circule d'un coté de la membrane et le liquide de dialyse qui circule de l'autre coté.

• Matériel. Pour la dialyse : Enceinte variable et son piston, seringue 10 mL, dialyseur, anneaux caoutchouc, membrane cellophane, support et 2 supports EASIX. Pour les analyses : petits tubes à essai, plaque alvéolée s'il y a.

• Solutions. Le liquide de dialyse est remplacé par l'eau déminéralisée : 20 mL par groupe. Le sang est remplacé par une solution expérimentale : 20 mL par groupe.

Composition : urée:40 g/L ; albumine: 3 g/L ; glucose : 20 g/L ; Chlorure de sodium : 20 g/L

• Protocole. Voir page 70

• Analyse de la solution "eau déminéralisée" Saisie des résultats à t = 10 min ou t = 15 min L'emploi de bandelettes réactives n'offre aucun danger et fournit un résultat rapide.

• Exemple Test Urée. Apparition retardée de bulles de gaz. Coloration avec Uristix. Présence d’urée. Test albumine. Pas de coloration avec Albustix. Absence d’albumine. Test glucose. Changement de coloration de la bandelette, précipité rouge avec la liqueur de Fehling. Présence de glucose. Test Chlorure. Précipité blanc. Présence de chlorures.

Exploitation des résultats Ces résultats montrent les passages sélectifs à travers une membrane cellophane, et permettent d'aborder le sens des échanges : du milieu concentré vers le milieu le moins concentré (des tests complémentaires sont nécessaires pour établir scientifiquement ce dernier point). La mise en relation de ces résultats avec des analyses de sang, d'urée permet d'expliquer le principe de l’hémodialyse, et par voie de conséquence du rôle excréteur, épurateur du rein. Ce modèle ne permet pas d’expliquer le fonctionnement du rein, qui fait intervenir filtration passive (phénomène de diffusion) et réabsorption active sélective en fonction de seuils.

Physiologie


FRANÇAIS 77

Activité 2 : Modélisation de l'absorption intestinale

Les aliments qui transitent dans le tube digestif subissent une transformation physique qui abouti à réduire la taille des fragments mais aussi une transformation chimique. Les nutriments produits de cette digestion traversent la paroi intestinale pour aller dans le sang, d'autres molécules ne traversent pas la paroi intestinale et sont rejetées avec les excréments.

• Matériel. Pour la dialyse : Enceinte variable et son piston, seringue 10 mL, dialyseur, anneaux caoutchouc, membrane cellophane, support et 2 supports EASIX. Pour les analyses : petits tubes à essai, plaque alvéolée s'il y a.

• Solutions. Eau déminéralisée : 20 mL par groupe, Solution expérimentale : 20 mL par groupe.

Composition : glucose: 20 g/L, amidon: 20 g/L, albumine: 2 g/L

• Protocole. Voir page 70

• Analyse de la solution "eau déminéralisée". Saisie des résultats à t = 10 min ou t = 15 min L'emploi de bandelettes réactives n'offre aucun danger et fournit un résultat rapide.

• Exemple Test albumine. Pas de coloration avec Albustix. Absence d'albumine. Test Glucose. Changement de coloration de la bandelette, précipité rouge avec la liqueur de Fehling. Présence de glucose. Test amidon. Pas de coloration violette. Absence d'amidon.

Exploitation des résultats Ces résultats montrent un passage sélectif à travers la membrane perméable de cellophane. L'identification des molécules qui traversent et celles qui ne traversent pas peut être corrélée avec la taille des molécules. Seules les petites molécules traversent la membrane perméable de cellophane. Par analogie peuvent être formulées des hypothèses explicatives concernant la digestion : transformation des macromolécules en molécules de petite taille capables de traverser la membrane cellulaire. II faut cependant bien prendre garde à ne pas faire dire à ce modèle ce qu'il ne peut pas montrer : la membrane de l'épithélium intestinal réalise un transport actif de la plupart des molécules faisant intervenir perméables membranaires et pompes.

Physiologie


FRANÇAIS 78

NOTES

Physiology Physiology set Ref : 554 059 554 060

ENGLISH 79

Page

1. Respiration 76

2. Alcoholic Fermentation 90

3. Hydrous flow in a chlorophylous plant 109

4. Photosynthesis 127

5. Experimental dialysis 143

After-Sales Service This material is under a two year warranty and should be returned to our stores in the event of any defects. For any repairs, adjustments or spare parts, please contact:

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ENGLISH 80

Respiration The respiratory activity of living beings can be observed through the gaseous exchanges that they produce with their environment: absorption of oxygen, release of carbon dioxide. In the presence of oxygen, most living beings use the potential chemical energy of biomolecules, particularly glucose, for regenerating their ATP. The oxygenation of a biomolecule produces carbon dioxide and water.

Objectives Respiration is a cellular phenomenon. At the level of the organism, the respiratory gaseous exchanges are the sum of the gaseous exchanges produced by the population of its component cells. This apparatus allows demonstrating the respiratory gaseous exchanges between a living being and the surrounding air, calculating the respiratory intensity and the respiratory quotient.

Principle of the apparatus The respiratory gaseous exchanges result in the absorption of oxygen and the release of carbon dioxide. In this apparatus, the carbon dioxide released by a living being is absorbed by potassium hydroxide; the oxygen consumed by the living being then produces a reduction of volume in the chamber that causes a movement of the coloured marker in the capillary. A control set up allows measuring the variations of the volume due to the physical phenomena of expansion/contraction of gases under the influence of temperature variations.


ENGLISH 81

Summary Description of the apparatus Functional mounting and list of materials necessary for the experiments.

Conducting an experiment Setting up the experiment step by step, notes for the student.

Protocols, measurements and analyses Notes for the teacher.

Examples of results Varied examples that can be used in Secondary school and Grammar school levels as well as in mixed professional courses. This non-exhaustive list shows some of the activities that can be set up using this apparatus.

Examples of possible activities

1 – Demonstration of gaseous exchanges in a living being Examples: Cockroach, maggots, snails, germinating peas

2 – All living beings respire Examples: Periwinkles, snails 3 – Demonstration of a relation between the activity of a living being and the gaseous respiratory exchanges Examples: Periwinkles, snails 4 – Demonstration of respiratory gaseous exchanges from an organ, a tissue Examples: Rose petals, leaves of grass, mushrooms…

5 – Comparison of energy spent and the respiratory intensity Examples: Cockroach, maggots, mushrooms, petals, periwinkles

6 – Identify the oxidised metabolite through the respiratory quotient Examples: Beans, barley, soya, canola seeds


ENGLISH 82

1.4 Experimental set up

• Physiology chamber (1) • Piston (2) • Thermostatic chamber (3) • Plug of the chamber (4) • Potassium hydroxide chamber (5) • EASIX clamps (6) • Support tube (7) • Plastic needle (flexible) • Three-way connector (8) • Graduated stainless steel scale (9) • Syringe 1 mL (10) • Flexible tube (11)


ENGLISH 83

1.5 Conducting an experiment

1 Introduce the living being into the chamber of the experimental set up. Do not place anything in the control set up.

2 Seal the chamber with the capsule containing filter paper soaked in potassium hydroxide solution. Place the insulating tube around the chamber.

3

Attach the chamber and its insulating tube on the EASIX support.

4 Connect the flexible tube to the end of the chamber and fix it to the EASIX support. Position the graduated scale. Introduce the coloured marker into the capillary using a syringe with a flexible needle. Place the marker about 5 cm from the end.

5 Wait one to two minutes for the system to stabilise. Identify the position of the marker with marking pen or by reading the scale.


ENGLISH 84

1.6 Protocols, measurements and analysis

Principles and precautionary measures About variations in volume Any variation in the volume causes a movement of the coloured marker. It is therefore necessary to minimise the variations of volume caused by variations in the temperature. The apparatus is designed for limiting these phenomena: reduced volume, insulation of the chamber by a plastic tube, sealing of the apparatus. These variations can be further limited by the following precautionary measures:

• Place the different components of the apparatus in the room one hour before the start of measurements so that they can reach the ambient temperature.

• Avoid holding the syringe in the hand a long time.

Concerning potassium hydroxide Potassium hydroxide (KOH) is used for its ability to absorb the CO2 but it damages animal and plant tissues. For preventing any contact between the potassium hydroxide and the living beings during the experiment and also to ensure safety during the practical work, the potassium hydroxide is trapped inside a capsule. Implementation : Place absorbent paper (filter paper or similar) inside the capsule. Inject about 0.2 mL of concentrated KOH solution through a syringe, a short while before the experiment. The potassium hydroxide solution absorbed by the paper should not leak out, whatever the position of the capsule.

Concerning living beings, tissue samples Depending on the type of living being, a weight of 3 to 10 g is sufficient. Avoid putting in too much because space is required for the gas to diffuse towards the KOH capsule. The weights used are indicated for the different examples illustrating the proposed activities. When using seeds or fragments of leaves, flowers… place them in a plastic net for facilitating their introduction into the chamber and their removal.

Experiments An experiment with the empty chamber is essential because it serves as a control for identifying the influence of physical factors. The control data allows correcting the data obtained from living beings. The consumption of a gas by living beings is calculated apart from the comparison: control set with KOH against living beings with KOH. This set up does not allow proving the nature of consumption (use an oxygen meter). The release of carbon dioxide is calculated apart from the comparison: living being without KOH against living being with KOH (based on the property of potassium hydroxide to absorb carbon dioxide).

Measurements Start the measurements one or two minutes after setting up the different apparatus, time required for stabilisation. Generally 5 to 10 minutes are required for obtaining significant results.


ENGLISH 85

Reading the results

Reading the volumes: use the side of the scale graduated in mL. Reading the movement of the marker: use the side of the scale graduated in mm. Read the positions of the marker at the start and the end of the experiment. The intermediate results may be used in case of problems during the experiment (improper handling).

Analysis of data • Calculation of the movement of the marker due to a living being:

Final state – Initial state. A negative data represents reduction of volume, a positive data represents an increase in the volume.

• Calculation of gaseous volume for results expressed as movement of the marker. A link must first be established between the movement of the marker and the volume. Method: Draw 0.5 mL of water into a syringe of 1 mL and inject into a capillary tube. Measure the length of water in this capillary tube. Example: 0.5 mL 70 mm. A movement of 10 mm corresponds to a volume of 0.5 mL/70= 0,07 mL.

Activity 1 – Demonstration of gaseous exchanges in a

living being Method 1: Show the absorption of a gas

• Protocol. Two experiments are sufficient: control with KOH, living being with KOH.

• Living beings. Cockroach, maggots, flour beetles, snails, periwinkles, germinating seeds (beans, peas, wheat, barley, canola, soya…)

• Methodology. Reading the results and graphic representation of movements of the marker or the variations of volume.

• Examples.

Cockroach: 5g Maggots: 15 g

Movement of the marker in mm Time in minutes

Control with KOH

Cockroach with KOH

0 10

0 -12

0 -92


Control with KOH

Maggots with KOH

0 10

0 -8

0 -110


ENGLISH 86

Snails: 10 g Germinating peas (4 days): 8 g

Movement of the marker in mmTime in minutes

Control with KOH

Snails with KOH

0 10

0 10

0 -110

Analysis of results

These examples show that the living beings are responsible for the reduction of volume in the chamber. The living beings absorb a gas present in the chamber.

Method 2: Show the absorption of a gas and the release of carbon dioxide.

• Protocol. Three experiments are necessary: control with KOH, living being with KOH, living being without KOH.

• Living beings. Refer to method 1.

• Methodology. Reading and analysing the results:

o Calculation of volumes: movement of the marker in mm x 0.5/70 (0.5 mL occupies 70 mm of capillary).

o Correction of data using the control: experimental volume – control volume.


Control with KOH

Peas with KOH

0 10

0 -1

0 -72

Control with KOH

Cockroach with KOH

Control with KOH

Maggot with KOH

Control with KOH

Snails with KOH

Control with KOH

Peas with KOH

Mov

emen

t of t

he m

arke

r in

mm

Mov

emen

t of t

he m

arke

r in

mm

Mov

emen

t of t

he m

arke

r in

mm

Mov

emen

t of t

he m

arke

r in

mm


ENGLISH 87

o Graphic representation of the corrected gaseous volumes.

• Examples

Maggots: 15 g

Time in minutes

Control with KOH

Maggots without KOH

Maggots with KOH

Movement of the marker in mm 0

10 0 -8

0 -30

0 -110

Volume of gas in mL Raw data -0,057 -0,21 -0,79 Corrected

data -0,16 -0,73

Cockroach: 5 g

Time in minutes

Control with KOH

Cockroach without KOH

Cockroach with KOH

Movement of the marker in mm 0 10

0 -4

0 -8

0 -92

Volume of gas in mL Raw data -0,029 -0,06 -0,66 Corrected

data -0,03 -0,63

Maggot without KOH Maggot with KOH

Cockroach without KOH Cockroach with KOH

Volu

me

of g

as in

mL

Varia

tion

volu

me

of g

as in

mL


ENGLISH 88

Analysis of results

In the chamber with potassium hydroxide, the reduction of volume can be explained by the consumption of a gas by a living being. In the chamber without potassium hydroxide, the low reduction of volume can be explained by the production of a gas that compensates the gas consumed. The gas produced is dissolved in the potassium hydroxide: the living being produces carbon dioxide.

Activity 2 – All living beings respire

The aim of this activity is to show that the respiratory activity is associated with the “state of living”.

• Living beings. Snails, periwinkles


• Examples.

Snails: 10 g

Time in minutes

Control with KOH

Cooked snail with KOH

Living snail with KOH


10 mm 0

10 0 6

0 -42

Control with KOH

Cooked snail with KOH

Living snail KOH

Varia

tion

of v

olum

e in

mL


ENGLISH 89

Activity 3 – Demonstration of a relation between the activity

of a living being and the gaseous respiratory exchanges. • Living beings.

Snails, periwinkles


• Examples.

Snails: 10 g

Time in minutes

Control with KOH

Snail in its shell with

KOH

Snail outside the shell with KOH


10 mm 0 10

0 -27

0 -42

Activity 4 – Demonstration of respiratory gaseous exchanges from an organ, a tissue

The aim of this activity is to show that the respiration takes place in the tissues and the cells.

• Living beings. Fish muscles, mantle of bivalves, fresh, cut vegetable tissue or organs (leaves, petals, fruits), fresh mushrooms.


Snail outside the shell with KOH

Control with KOH

Snail in its shell

with KOH

Var

iatio

n of

vol

ume

in m

L


ENGLISH 90

• Examples.

Finely Cut rose petals: 3 g

Movement of the marker in mm Time in minutes Control with KOH Cut petals with KOH

0 10

0 -15

0 -58

Grass leaves: 3 g

Movement of the marker in mm Time in minutes Control with KOH Cut grass with KOH

0 10

0 -10

0 -70

Control with KOH

Cut petals with KOH

Control with KOH

Cut grass with KOH

Mov

emen

t of t

he m

arke

r in

mm

M

ovem

ent o

f the

mar

ker i

n m

m


ENGLISH 91

Fresh mushrooms cut finely: 3.6 g

Movement of the marker in mm Time in minutes Control with KOH Cut mushrooms with KOH

0 10

0 -11

0 -44

Analysis of results

Refer to activity 1.

Activity 5 – Comparison of energy expenditure and the respiratory intensity

For comparing the respiratory activity of a living being subjected to different activities or different living beings, it is necessary to calculate the respiratory intensity.

• Protocol. Two experiments are necessary, control with KOH, living being with KOH.

• Living beings. Small animals or plants, germinating seeds…

• Reading the data. Movement of the marker for each experiment.

• Analysis of the data. The potassium hydroxide absorbs the carbon dioxide produced by the living being: the difference between the experimental data with KOH and the control data with KOH allows calculating the volume of oxygen consumed.

• Examples

Data: o 4 g of germinating bean seeds (10 mm sprouts). o Volume of the syringe: 60 mL. o Duration of the experiment: 10 minutes.

Control with KOH

Cut mushrooms with

KOH M

ovem

ent o

f the

mar

ker i

n m

m


ENGLISH 92

Results : Movement of the marker: control with KOH: -3 mm

living being with KOH: -30 mm

The germinating seed is responsible for a movement of the marker equal to -27 mm.

Analysis

Volume of oxygen consumed.

Calibration of the capillary: a volume of 0.5 mL causes a movement of the marker by 70 mm.

Volume of oxygen consumed: 27 x (0.5 / 70) = 0.19 mL.

Calculation of respiratory intensity IR in L.h-1.kg-1:

IR = Volume of O2 in L x (1000 / mass in g) x (60 / time in minutes)

IR = 0.19 x 10-3 x (1000 4) x (60 / 10) = 0.28

IR = 0.28 L.h-1.kg-1

Other examples

Activity 6 – Identify the oxidized metabolite through the

respiratory quotient Several molecules can be oxidized by the cells: carbohydrates, proteins, fats… The nature of the oxidized molecule can be identified by calculating the respiratory quotient. The respiratory quotient represents the ratio between the volume of carbon dioxide produced by the living being and the volume of oxygen consumed.

• Protocol Four experiments are necessary: Control with and without KOH Living being with and without KOH.

• Living beings Germinating seeds: beans, barley, soya, canola…

• Reading the data Movement of the marker for each experiment.

• Analysis of data The potassium hydroxide absorbs the carbon dioxide produced by the living being: the difference between the experimental data with KOH and the control data with KOH allows calculating the volume oxygen consumed.

Mass in g

Control with KOH

Experiment with

KOH

Duration in

minutes

Volume of O2 in

mL

IR in L/h/kg

Cockroach 2,2 3 -50 10 0,38 1,03 Maggots 5 5 -83 10 0,63 0,75 Mushrooms 3,6 -11 -44 15 0,24 0,26 Petals 1 0 -50 10 0,36 2,14 Periwinkles 4 -6 -10 17 0,03 0,03


ENGLISH 93

The difference between the control without KOH and the experimental data without KOH allows calculating the difference between the volumes of oxygen consumed and the carbon dioxide produced, this allows calculating the volume of carbon dioxide produced.

• Examples Data:

o 4 g of germinating bean seeds (10 mm sprouts). o Volume of the syringe: 60 mL. o Duration of the experiment: 10 minutes.

Results Movement of the marker: control with KOH: -3 mm

living being with KOH: -30 mm

The germinating seeds are responsible for a movement of the marker equal to -27 mm.

Movement of the marker: control without KOH: -2 mm

living being without KOH: -4 mm

The germinating seeds are responsible for a movement of the marker equal to -2 mm.

Analysis Calibration of the capillary: a volume of 0.5 mL causes a movement of the marker by 70 mm.

Volume of oxygen consumed: VO2 VO2: 27 x (0.5 / 70) = 0.193 mL.

Volume of carbon dioxide produced: VCO2 VO2 – VCO2 = 2 x (0.5 / 70) = 0.003 mL. VCO2 = 0.193 – 0.03 = 0.190 mL consumed: 27 x (0.5 / 70) = 0.190 mL.

Respiratory quotient = VCO2 / VO2 QR = 0.190 / 0.193 = 0.98

Other examples of results

Germinating barley: QR = 0.95 to 1

Germinating soya: QR = 0.8 to 0.75

Germinating canola: QR = 0.8 to 0.6 depending on the number of days of germination.


ENGLISH 94

Alcoholic fermentation The process of alcoholic fermentation is used industrially for producing alcoholic beverages, raising the dough in bakery, etc. There are other fermentations as well: lactic, butyric, acetic, etc. During the fermentation, a cell uses the potential chemical energy of biomolecules to regenerate the ATP, an organic compound even richer in potential chemical energy is then released.

Objectives In anaerobic medium, the yeasts convert the chemical energy of monosaccharides into ATP, used for producing energy by the cells. This fermentation produces an alcohol: ethanol and a gas: carbon dioxide. This process is called alcoholic fermentation.

This apparatus allows the study of alcoholic fermentation qualitatively and quantitatively.

Principles of the apparatus In this apparatus, the carbon dioxide produced by fermentation is collected in a syringe whose orifice is blocked. The gas produced pushes the piston. The qualitative approach is based on analyses of the fermentation products, trapped in the syringe. The quantitative approach is based on the volumetric measurement of the carbon dioxide using the graduations of the syringe. This study can be completed by the proportioning of glucose (glucometer) and ethanol (assay of ethanol oxydase.

Syringe 10 mL

Gas produced by the fermentation

Variable chamber

Solution in fermentation


ENGLISH 95

Contents Description of the apparatus Functional mounting and list of materials necessary for the experiments.

Conducting an experiment Setting up the experiment in easy steps, notes for the student.


Examples of results Varied examples that can be used in Secondary School and Grammar school levels as well as in mixed professional courses. This non-exhaustive list shows some of the activities that can be set up using this apparatus.

Examples of possible activities 1 – Identify the fruits that ferment Examples: Water, apple, pears, grapefruit, potatoes, carrots 2 – Identify the fermentable carbohydrates Examples: Starch, fructose, lactose, galactose, saccharose, maltose, glucose 3 – From grapes to wine: the alcoholic fermentation of grape must Examples: Monitoring an alcoholic fermentation during 7 days 4 – The yeast agents of the grape juice fermentation Examples: Baking yeast and grape juice from market

5 – Pasteurisation Examples: Identifying the temperature at which the fermentation of grape must is stopped 6 – Influence of oxygen on the fermentation rate

7 – Influence of temperature on the fermentation of glucose 8 – Influence of concentration of glucose on the production of ethanol 9 – Chaptalisation Examples: Addition of saccharose during the fermentation of grape must 10 – Malting the cereals Examples: Barley


ENGLISH 96

2.1 Experimental set-up

o Physiology chamber (1) o Piston (2) o Plug of the chamber (3) o Syringe 10 mL (4) o Flexible tube (5)


ENGLISH 97

2.2 Conducting an experiment with the variable

chamber 1 Place the plug at the end of the chamber, pour the experimental liquid.

2 Introduce the piston into the variable chamber.

3 Introduce a syringe at the end of the piston of the variable chamber. The experiment is ready. Choose a syringe of 5 or 10 mL for the experiments demonstrating fermentation. Choose a syringe of 60 mL for monitoring the fermentation of grape must, for example (syringes not supplied).

4 The carbon dioxide produced by the alcoholic fermentation pushes the piston of the syringe. Use the graduations for measuring the volume of gas produced. Collect the gas, empty the syringe and reconnect for experiments monitoring the fermentation. Use the flexible capillary for conducting the lime water test.


ENGLISH 98

2.3 Conducting an experiment with the syringe 1 Empty the air from the syringe.

2 Introduce the nozzle of the syringe into the suspension of yeast, draw the desired volume. Use the graduation on the syringe body.

3 Proceed similarly with the nutrient solution to be mixed with the suspension.

4 Draw in air. Block with a finger; shake well for mixing.

5 Chase out the air; place the plug.


ENGLISH 99


2.4.1 Principles The mixture of yeasts and Initial state: t = 0 nutrient solution is enclosed in a sealed volume. The gas

produced by the alcoholic fermentation is collected in the syringe and pushes the piston. The volume can be read directly from the graduations on the syringe body. Final state: t=20 mm Example: Fermentation of fruits. Set up for obtaining a result in 20 minutes.

2.4.2 Correction of volume

The volume read on the body of syringe corresponds to the volume of a gas under pressure. If the principle of the experiment is based on the comparative study of the fermentation of different substrates, for example, all the experiments are subjected to the same conditions of pressure: a correction is not necessary. If the experiment consists of a quantitative monitoring of one of the fermentation products, then this value must be corrected.

Principle: The pressure is generated by the forces of friction that oppose the movement of the piston, this varies from one syringe to another and a calibration is therefore required.

o Introduce into the syringe a given volume of gas. Enter this volume (Vo).

o Block the syringe with the thumb, compress and then release the piston. The gas expands and the piston stabilises at a new volume: Vp

o The ratio Vp/Vo gives the correction.

Example: Syringe of 10 mL. Vo = 8 mL, Vp = 6.4 mL. Coefficient of correction: Vo/Vp = 8/6.4 = 1.25. Therefore the results must be multiplied by 1.25. The different tests conducted show that this coefficient of correction is valid whatever the volume of the syringe.

2.4.3 Fasting the yeasts The yeast has intracellular reserves of glycogen. For identifying the fermentable carbohydrates, these reserves must be depleted by fasting the yeasts. Place the yeast in suspension: Crumble the fresh yeast in water or if possible in a buffer solution of phosphate 6.4. Fasting : Place a diffuser connected to an air pump for stirring the medium and maintaining the yeast in suspension, aerate the medium.

Syringe 10 mL

Water bath 40 ºC

1 mL of fasting yeast and suspension

Concentration: 100 g / L + 1 mL of fruit juice

Plug

Gas trapped in the syringe


ENGLISH 100

Fasting duration : This is a delicate aspect: The reserves of glycogen vary according to yeast strains, some of them die after 24 hours of fasting while others survive more than 3 days! This period must be tested for each strain of yeast. For this, take 1 mL of yeast solution in a syringe at regular intervals: 24H, 36H, 48H. Plug the syringe. If there is production of gas, there are reserves still available. If there is no production of gas, the yeast is fasting, or dead! Add sugar for finding out. Fine-tune the test depending on the results obtained.

Activity 1 – Identify the fruits and other fermentable plant organs

The grapes for the wine, the apple for the cider, but also prunes and pears are used in the production of alcohol by fermentation. But alcohol can be produced even from potatoes, Gentiane roots, etc. This activity is meant for identifying the fruits as well as the other plant organs that can be fermented by the yeast.

• Material: Syringes 10 mL, felt markers, water bath.

• Living beings and solutions: Solution of fasting yeast at 100 g.L-1 in phosphate buffer 6.4 if possible. Fruit juice prepared with a lime squeezer or household food processor.

• Protocol: Introduce into a syringe 1 mL of fasting yeast solution and 1 mL of fruit juice. Shake. Method 1: results in 20 minutes. Place the syringes in a water bath 40ºC (optimum temperature). For accelerating, double the volume of yeast. Method 2: results in 1 to 2 days. Place the syringes at ambient temperature. Introduce 1 mL of yeast solution and 1 mL of fruit juice into a syringe of 60 mL (syringe not supplied). This method allows studying the quantitative aspects of the production of alcohol from the organ studied.

• Results: Read the gaseous volumes produced at the end of experiments. Graphic representation of the gaseous volume depending on the organ used.

• Example: rapid fermentation in water bath 2.5 mL of yeast solution + 2.5 mL of juice in syringe of 10 mL. Results in 25 minutes.


ENGLISH 101

Activity 2 – Identify the fermentable carbohydrates

The fruits used for producing the alcohol have a very pronounced sweet flavour. The aim of this activity is to identify the sugars that allow the production of alcohol by fermentation.

• Materials: Syringes 10 mL, felt pens, water bath.

• Living beings and solutions: Solution of fasting yeast at 100 g.L-1 in phosphate buffer 6.4 if possible. Solutions of carbohydrates at 50 g.L-1.

• Protocol: Introduce into a syringe 1 mL of yeast solution and 1 mL of carbohydrate solution. Shake. Place the syringes in water bath 40ºC (optimum temperature)

• Results: Read the gaseous volume produced at t = 20 minutes Graphic representation of the gaseous volume according to the nature of carbohydrates.

• Examples Volume contained in the syringe in mL.

Starch Fructose Lactose Galactose Saccharose Maltose Glucose Initial volume:

yeasts + carbohydrates

2 2 2 2 2 2 2

Volume at t = 20 minutes 2 3.8 2 2 4.4 2.2 4

Volume at t = 40 minutes 2 5.2 2 2 6 2.6 5.6

Volume of CO2 0 3.2 0 0 4 0.6 3.6

Water Apple Pears Grapefruit Banana Potato Carrot

Volu

me

of g

as in

mL


ENGLISH 102

Analysis of results This experiment allows identifying three cases:

• Case 1: There is no production of gas with starch, lactose, galactose. The yeast does not ferment these carbohydrates.

• Case 2: There is a large production of gas with fructose, saccharose, glucose. These carbohydrates are used for alcoholic fermentation.

• Case 3: There is a delayed and quite low production of gas with maltose. The fermentation of this carbohydrate is slower to start (time necessary for the intracellular synthesis of a maltase).

Activity 3 – From grapes to wine: the alcoholic fermentation

of grape must. The grapes are crushed and then pressed: the juice obtained or the must is placed in large tanks. The fermentation starts naturally, gas bubbles appear several hours later, this production increases during the following days: the must produces “sludges” The aim of this activity is to monitor the alcoholic fermentation of grape must.

• Materials: Syringes 60 mL.

• Living beings and solutions: Grapes must collected after the harvest, grapes from the vine or the creeper pressed (grapes bought from the supermarket often do not ferment naturally). The grape must and fresh grapes can be preserved in the freezer. The fermentation starts naturally after de-freezing.

• Protocol: Draw 5 mL of must into the syringe. Empty the air and plug. Place the syringe at ambient temperature.

Starch Fructose Lactose Galactose Saccharose Maltose Glucose

Volu

me

of g

as in

mL


ENGLISH 103

• Results: Read the gaseous volumes twice a day during 6 to 9 days depending on the temperature and the concentration of sugar in the grape. If the volume of gas pushes the piston to 60 mL, turn the syringe upside down, remove the plug, empty the gas (enter the volume of gas removed), then close again. Add the volume of gas removed to the new volumes!

• Correction of results and graphic representation This correction takes into account the compression of gases in the syringe (refer page 91) Graphic representation of gaseous volume as a function of time.

• Example

Days Total volume in mL

Volume of gas read in

mL Corrected volume

of gas in mL

Tue, sept. 30th 9.30pm 5 0 0 Wed, oct. 1st 7.00pm 5 0 0 Thur, oct. 2nd 9.30pm 6 1 1 Thur, oct. 2nd 4.30pm 14 9 10

Thur, oct. 8.00pm 21 16 18 Fri, oct. 3rd 6.30pm 40 35 40 Fri, oct. 3rd 8.00pm 90 85 97 Sat, oct. 4th 3.30am 115 110 125 Sat, oct. 4th 8.00am 130 125 143 Sat, oct. 4th 9.30am 134 129 147 Sat, oct 4th 1.00pm 144 139 158 Sat, 4th oct. 3.30pm 151 146 166 Sat, oct 4th 10.30pm 182 177 202 Sun, oct 5th 9.30am 203 198 226 Sun; oct. 5th 7.00pm 209 204 233 Mon, oct. 6th 6.00am 210 205 234

Time in days

Volume of gas in mL


ENGLISH 104

Analysis of results

The production of gas starts about 36 hours after the start of the experiment, it is then regular during the following three days. The production of gas drops and stops on the 5th day.

Activity 4 – The yeast agents of the grape juice

fermentation. While the fermentation of grape starts naturally, the grape juice sold in the market does not ferment. This activity shows the essential presence of yeast in the alcoholic fermentation.

• Material: Syringes 60 mL.

• Living beings and solutions: Grape juice bought in packs from the market, fasting yeast 10 g.L-1

• Protocol: Prepare three syringes of 60 mL:

1 - 5 mL of grape juice + 1 mL of distilled water (control) 2 - 5 mL of distilled water + 1 mL of yeast solution 3 - 5 mL of grape juice + 1 mL of yeast solution.

• Results: Read the gaseous volumes on D2 or D3. Graphic representation

o of the gaseous volume produced depending on the content of the tube

o of the volumes: initial state and final state…

• Example

Volume contained in the syringe in mL Time in hours

Grape juice Yeast + distilled

water

Grape juice + yeast

0 6 6 6 18 6 6,5 24 20 6 7 31 21 6 7 35 26 6 7 58

Grape juice Yeast + Grape juice + distilled water yeast

Volu

me

in m

L


ENGLISH 105

Analysis of results

The gas resulting from the fermentation is produced only in the tube grape juice + yeast. The comparison between the controls and the experiments allows identifying the respective roles of the grape juice: source of sugar and the yeast: fermentation agent.

Activity 5 – Pasteurisation. How to prevent the fermentation

of grape must? The fermentation of must starts naturally when the grapes are crushed. For stopping the fermentation, researches by Pasteur have shown that it is sufficient to heat the must to 60°C - to 65°C during 1 to 2 minutes.

• Materials: Syringes 10 mL., water bath, thermometers

• Living beings and solutions: Grape must collected after the harvest, grapes from the vine or creeper pressed (grapes bought from the supermarket often do not ferment naturally). The grape must and fresh grapes can be preserved in the freezer. The fermentation starts naturally after de-freezing.

• Protocol: Prepare a water bath at a temperature higher by about 20ºC than the temperature to be studied. Place about 6 to 7 mL of must in a test tube, place a thermometer in it. Place this tube in the water bath. Start the chronometer when the must reaches the desired temperature. Check the temperature on removing the tube. Leave 2 to 3 minutes at the desired temperature, then cool. Place 5 mL of the cooled must in a 60 mL syringe. Plug.

• Results: Read the gaseous volumes on D2 or D3. Graphic representation of gaseous volumes as a function of temperature.

• Example Relation between temperature and the heating period.


ENGLISH 106

Activity 6 – Influence of oxygen on the fermentation rate

The must and the solid parts obtained after stripping and pressing the grapes are placed in tanks having a capacity of several hundreds of litres for fermentation during 4 to 7 days. On the second day of the fermentation, the must is aired: air is bubbled through the tank during several hours. The aim of this activity is to show the influence of aeration on the fermentation rate.

• Material: Syringes 60 mL


• Protocol: Draw 5 mL of grape must. Keep in the syringe variable volumes of air (0.1 mL, 5 mL, 10 mL, 15 mL, etc.). Shake for about 30 seconds. Empty the air after 24 H.

• Results: Read the gaseous volumes on D2 or D3. Graphic representation of gaseous volumes as a function of time.

• Example The volumes represented by this graph do not take into account the volume of air trapped during the first day of the fermentation.

No fermentation

Times (s) Temperature (°C)


ENGLISH 107

Analysis of results Aerating the grape must accelerates the fermentation during the first days but does not change the volume of gas produced. The presence of air influences the rate but not the quantity of alcohol produced. Activity 7 – Influence of temperature on the fermentation of

glucose The duration of fermentation of grapes varies according to the temperature of the medium. The aim of this activity is to show the influence of temperature on the fermentation rate.

• Material: Syringes 10 mL, felt pens, water bath, thermometers

• Living beings and solutions: Suspension of fasting yeast at 100 g.L-1 in phosphate buffer 6.4 if possible. Solutions of carbohydrates at 50 g.L-1.

• Protocol: Draw into a syringe 1 mL of yeast solution and 1 mL of glucose solution. Shake. Place each syringe in a water bath at a known temperature.

• Results: Read the gaseous volumes produced at t = 20 minutes Graphic representation of gaseous volumes as a function of temperature.

Duration in hours

Without air With air

Volume of gas in mL


ENGLISH 108

• Example

Volumes contained in the syringes in mL. Temperature in

ºC t = 0 min t = 25 min t = 35 min Volume of CO2

18 2,0 2,0 2,1 0,1 25 2,0 2,1 2,2 0,2 30 2,0 2,4 3,0 1,0 35 2,0 2,7 3,2 1,2 40 2,0 2,9 3,2 1,2 45 2,0 2,8 3,1 1,1 50 2,0 2,5 2,8 0,8

Analysis of results The highest production of gas is obtained at a temperature comprised between 35ºC to 40ºC. This production is reduced when the temperature moves outside this interval. Explanatory hypotheses: The optimum temperature is situated in the interval 35ºC - 40ºC. However, these data do not allow a precise determination of the optimum temperature. A lower or higher temperature slows down the reaction rate.

Note: This result is in reality the sum of two phenomena: - A biological phenomenon of production of gas by fermentation - A physical phenomenon of expansion of gas. Strictly speaking, these data must be corrected using the law of perfect gases: PV = RT P: Pressure, V: Volume, T: Temperature, R: Constant of perfect gases The experiments are conducted at constant pressure, the pressure caused by the movement of the piston. The analysis allows calculating the gaseous volume of each experiment adjusted to 18ºC. V/T = V18 / T18 => V = V18 x T/T18 The data obtained from the analysis are very close

Temperature in ºC

Volume of CO2

Corrected volume of CO2

18 17,9 18,9 25 24,8 26,2 30 29,0 30,6 35 33,8 35,6 40 38,8 40,9 45 43,9 46,3 50 49,2 51,9

Temperature in °C

Volume of CO2 in mL


ENGLISH 109

to uncorrected data. The correction is not essential.

Activity 8 – Influence of concentration of glucose on the

production of ethanol The quantity of alcohol produced by fermentation varies according to the grape used, the years… The aim of this activity is to establish a relation between the concentration of glucose and the production of ethanol.

• Material: Syringes 10 mL, felt markers, water bath

• Living beings and solutions: Suspension of fasting yeast at 100 g.L-1 in phosphate buffer 6.4 if possible. Solution of glucose at different concentrations: 0, 50 g.L-1, 100 g.L-1, 250 g.L-1, etc.

• Protocol: Draw into a syringe 1 mL of yeast solution and 1 mL of glucose solution. Shake. Place each syringe in a water bath at 40 ºC.

• Results: Read the gaseous volumes produced at t = 10 minutes, t = 20 minutes Graphic representation of gaseous volumes as a function of concentration.

• Example

Preparation of the experiment Volume in mL 5 5 5 5 5 Yeast 100 g/l

Concentration in g/l 50 50 50 50 50 Volume glucose in mL

5 4 3 2 1

Distilled water in mL 0 1 2 3 4

Glucose 100 g/l

Concentration in g/l 50 40 30 20 10

Results

Volume in mL.

2 2 2 2 2 t = 0 t = 25 minutes 4 3,8 3,6 3,2 3

Gaseous volume 2 1,8 1,6 1,2 1

Concentration in glucose in g/L


ENGLISH 110

Activity 9 – Chaptalization

Invented by Chaptal in 1801, the addition of saccharose to the must allows increasing the alcohol content. This activity shows the advantages of this process.

• Material: Syringes 60 mL.


• Protocol: Draw 5 mL of must. Add variable weights of saccharose: 0.2 g (+40 g.L-1), 0.4 g (+80 g.L-1), 0.6 g (+120 g.L-1), etc.

• Results: Read the gaseous volumes during fermentation. Graphic representation of gaseous volumes as a function of time.

• Example: Experimental conditions: 0.3 g sugar added when the fermentation is stopped.

Analysis of results The addition of sugar causes the fermentation to restart. The Chaptalization allows increasing the concentration of ethanol

Addition of sugar

Time in hours

Volume of gas produced in mL


ENGLISH 111

Activity 10 – Malting the cereals

The production of alcohol from cereals requires several operations. Beer is produced from cereals (source of carbohydrates) and hops (flavouring agent).

1- Malting the cereals. The grains of barley are allowed to sprout. The germination is stopped by heating (70º) and the grains are dried: this is malt.

2- Brewing. The crushed malt is placed in solution and heated for about 1 hour at around 65º C in the presence of hops.

3- Fermentation. The must obtained is cooled (from 8º C to 25º C depending on the type of fermentation), the yeast is then added.

4- Filtration and Pasteurisation. At the end of fermentation, the fermented juice is filtered and pasteurised before bottling.

This activity shows the necessity of malting and brewing.

• Materials: Syringes 60 mL.

• Living beings and solutions: - Unsprouted barley: wet the grains during 1 hour, crush. Prepare a solution composed of 15 g of grains and 100 mL of water. - Malting the barley: Sprout the grains of barley. Grind (domestic grinder), then dry in oven (70º C maximum) when the sprouts reach 5 mm. - Unheated malt: Place in solution 15 g of malt in 100 mL of water. - Heated malt: Heat the malt solution within one hour at 60º C. Cool. Suspension of yeast at 50 g.L-1.

• Protocol: Place in each syringe 5 mL of yeast solution. Syringe 1: 5 mL of barley solution Syringe 2: 5 mL of unheated malt solution Syringe 3: 5 mL of heated malt solution

• Results: Read the gaseous volumes. Graphic representation of gaseous volume as a function of content.

• Example:

Volume in mL

Time in hours Unsprouted barley

Unheated malt

Heated malt

0 1 5 16

10 11 11 11

10 10 11 11

10 26 60 82

Variation of volume 1 1 72


ENGLISH 112

Analysis of results

The production of gas is higher with the heated malt, low or zero with the barley and the unheated malt. The explanation of phenomenon requires additional experiments for showing:

• The production of enzymes, amylases and maltase during the malting.

• The necessity of hydrolysis of amylases reserves by these enzymes during the heating phase.

Unsprouted barley Unheated malt Heated malt

Gaseous volume in mL


ENGLISH 113

Hydrous flow in a chlorophylous plant The hydrous flow that takes place in a chlorophylous plant transports the mineral nutrients drawn from the soil.

Objectives The roots of a chlorophylous plant draw numerous mineral ions and water from a solution in soil. Foliar transpiration is the engine transporting the mineral nutrients against the gravity through the aerial part of the plant. More than 99% of the water absorbed by the roots is released during the transpiration. In order to prevent drying, the foliar transpiration is regulated by the opening and closing of the stomata. Several set ups allow demonstrating this flow, its engine and its regulation.

Principle of the apparatus The hydrous flow at the level of the plant is demonstrated by measuring the absorption of water. The reading of these very small volumes is facilitated by using capillary tubes made of plastic. The system is sealed using a paste with hardener for the set ups involving the entire plant or through the elasticity of the flexible tube for the study of branches.


ENGLISH 114



• Entire plant • Branch • Leaves


Examples of results Varied examples that can be used in Secondary school and Grammar school levels as well as in mixed professional courses. This non-exhaustive list shows some of the activities that can be set up using this apparatus.

Examples of possible activities 1 – Demonstration of the absorption of water by the roots of a plant. Example: Garden mercury 2 – Regulation of the absorption of water Examples: Privet, bay

3 – Location of the water absorption engine (1) Examples: With the entire plant, with garden mercury for experiments with the cross-section of the stem 4 – Location of the water absorption engine (2) Examples: With a branch. Bay leaves for the experiments with the cross-section of leaves 5 – Search for the water absorption engine (1) Examples: Masks placed on the faces of leaves: hazel, bay 6 – Search for the water absorption engine (2) Examples: Dixon’s experiment: hazel leaves, plaster sheets


ENGLISH 115


• Physiology chamber (1) • Piston (2) • Thermostatic chamber (3) • Plug with hole (4) • EASIX clamps (5) • Graduated stainless steel scale (6) • Flexible tube (7) • Support with base and vertical bar (not supplied)


ENGLISH 116

3.2 Conducting an experiment entire plant 1 Prepare the materials: one-holed split stopper adapted to a 60 mL syringe, silicon paste with its hardener, cutting blade, syringe 1 mL with cut tip, syringe 60 mL with its insulating plastic tube. Select a plant with roots: the base of the stem must enter the hole of the stopper.

2 Spread 1 mL of silicone paste on a glass plate. Add two drops of the hardener, mix with a cutting blade. Draw the mixture into a syringe 1 mL with cut tip, introduce the mixture into the hole of the split stopper.

3 Maintain the sections of the stopper separated, introduce the stem of the plant into the plug. Close and hold the stopper till the silicone paste is properly hardened (1 to 3 minutes).

4 Preparation of the support. Place the two EASIX supports on the vertical bar of a support. Fix the graduated scale.


ENGLISH 117

5 Fix the chamber and its flexible tube on the EASIX supports. Fill with water.

6 Introduce the stopper with the plant into the chamber. Push in the plug for ensuring that there is no entry of air at this level. Attention: the excess of water is removed via the flexible tube. Adjust the level of water in the flexible tube by gently moving the piston.

7 Verification of the sealing of the system. If the system leaks, the water in the flexible tube rapidly reaches the level of water in the chamber (principle of communicating vessels). Test protocol: move the piston so as to bring the level of water below the level of water in the chamber: a leakage leads to a rise in the level of water of the flexible tube.


ENGLISH 118

3.3 Conducting an experiment stem and leaves 1 Prepare the materials: plastic capillary tube, syringe 10 mL, scalpel or cutter. Select a branch having a diameter of the stem close to the internal diameter of the flexible tube. Cut the stem producing a clean tip and plunge it into the water.

2 Connect a syringe of 5 or 10 mL to a flexible capillary tube. Draw in water for filling this tube.

4 Remove the syringe. Attention: The absorption of water can be stopped by anair bubble trapped at the tipof the stem! For removingthe bubbles, tap lightly atthis level, the bubbles riseup. Fix the flexible tube on thetwo EASIX supports (referprevious page).

3 The water must touch the end of the tube. Push in 3 mm of stem into the tube.

Stem Water Flexible tube


ENGLISH 119

3.4 Conducting an experiment : leaf 1 Prepare the materials: silicon paste with its hardener, cutting blade and glass plate, syringe 1 mL with cut tip. Leaf with a stalk of about 10 mm.

2 Spread 1 mL of silicone paste on a glass plate. Add two drops of the hardener, mix with a cutting blade. Draw the mixture into a syringe 1 mL with cut tip, deposit the mixture around the stalk.

3 Place de stalk in the base of a syringe 1 mL with cut tip.

6 Connect the tube to the leafsystem. Remove water from thesyringe Fix the flexible tube on thetwo EASIX support. (See above)

5 Fill a flexible tube by sucking in water.

4 Wait for the silicone to harden. Turn the system, fill with water using a syringe extended by a flexible needle. Take care not to introduce air bubbles. (If this happens, remove the bubble and start again).


ENGLISH 120

3.5 Protocols, measurements and analysis 3.5.1 Principle The plant, the branch or the leaf draws water into a closed system. The volume of water absorbed is calculated from the movement of water inside a plastic capillary tube measured on a graduated scale.

3.5.2 Reading the results and analysis

Reading: Place a coloured marker with a felt pen to mark the level of water in the capillary tube at the start of the experiment. Read the distance separating the initial position of water and its position at the time of measurement. Analysis: For expressing the results in volumes, it is necessary to establish a relation between the length of the tube and the volume of water. For this, take a syringe of 1 mL, draw 0.5 mL of water. Inject this volume into the flexible tube. Measure the length of water in the flexible tube. Example: 0.5 mL 70 mm. A distance of 10 mm corresponds to a volume of 10 x (0.5 / 70) = 0.07 mL.

3.5.3 Living beings

Entire plant: Garden mercury, St. John’s-wort, branch of laurel palm with roots after 2 to 3 months in water. Branches: All the branches whose stem diameter is close to the internal diameter of the flexible tube: privet, bay, hazel, Comuouiller, maple, etc. In winter, bay (laurel) gives good results. Leaves: Leaves with a sufficiently long stalk for sealing with the silicone paste: lilas, hazel, maple, bay, etc.

3.5.4 Medium conditions

Humidity. The foliar transpiration depends on the difference between the humidity of the stomatic chambers and that of the air. The absorption of water measured during wet weather is lower than that obtained in dry weather. Temperature and availability of light. The plant regulates the foliar transpiration by closing the stomata. An increase in the temperature and the availability of light increases the absorption of water to start with, then it is limited to an individual value for each plant.

3.5.5 Sealing

Entire plant. A stem with root can be introduced only through a split stopper and this is the first source of leakage. Besides, the diameter of the stem rarely matches that of the hole in the stopper! For solving these difficulties in setting up the absorption measurement experiment, the experiments proposed with the entire plant are conducted with a one-holed, split stopper (hole dia. 6mm); this allows introducing nearly all the types of plants that can be used in this type of experiment. A silicone paste with hardener is used for the sealing. This paste offers numerous advantages:

• It provides a perfect sealing by adapting itself to the shape of the stem and the stopper, by entering the slit hole and overflowing from the edge of the stopper


ENGLISH 121

• It hardens quickly: the set up can be completed within 3 minutes • No action of necrosis is produced on the plant tissues • Easy to clean: dismantling and cleaning of the instruments by

simple scrubbing. Branch. It is easier to select a branch whose diameter is slightly larger than the internal diameter of the flexible tube. Try it out, if the stem does not enter easily, if its bark is torn off, cut the branch a little higher… Leaf. It is necessary to use here an adapter that allows fitting the small diameter and/or fragile stalk into the flexible tube. The cut tip of a syringe 1 mL fulfils the role of this adapter and silicone paste is used for the sealing. Plaster sheet. For conducting the Dixon’s experiment, pour plaster on an aluminium foil. Dip into the plaster the tip of the 10 mL syringe that will be used as adapter for the flexible tube.

3.5.6 Physical phenomena The plastic tube surrounding the syringe limits the effects of expansion of water caused by holding the apparatus in hand, transporting from one room to another… Take care to place the apparatus in the class room one hour before the experiment. Activity 1 – Demonstration of the absorption of water by the

roots of a plant. A hydrous flow is constantly taking place in plants: absorption of water by the roots, transport in the stem, release of water vapour by the leaves. The aim of this activity is to demonstrate and measure the absorption of water by the roots.

• Materials Syringe 60 mL, insulating plastic tube, one-holed split stopper, flexible tube and syringe 10 mL, chronometer, felt pen. Silicone paste and its hardener, glass plate and cutting blade, syringe 1 mL with a cut tip.

• Living beings and solutions St.John’s-wort, garden mercury, bay, developing roots in water during 2 months…

• Protocol The apparatus must be prepared and set up in the room or placed nearby for preventing expansion phenomena. Refer the set up in page 112. Possibility of varying the factors: move the apparatus for exposing it to different natural conditions. Prepare a control: syringe without plant.

• Results Reading the results at t = 10 min. or t = 15 min., depending on ambient conditions. Analysis of data: conversion of the movement into volume.


ENGLISH 122

• Example 1 – garden mercury

Analysis of results The conditions of the medium affect the absorption of water by the garden mercury plant: increased absorption when the plant is exposed to the sun, decreased absorption in the shade…

Entire garden mercury plant

Conditions Movement of water level in

mm

Absorption in mL/min

0 Shade, interior 40 0,018 Shade, interior 65 0,017 Sun, exterior 91 0,025 Shade, exterior 115 0,020 Sun, exterior 135 0,027 Shade, exterior 190 0,024 Shade, exterior 212 0,024 Shade, exterior 250 0,028

Shade shade sun shade sun shade shade shade Interior interior exterior exterior exterior exterior exterior exterior

Absorption of water in mL/mm


ENGLISH 123

• Example 2 - Garden mercury placed outdoors: sun, cloudy

skies…

Activity 2 – Regulation of the absorption of water

The experiment of activity 1 shows that the conditions of the medium influence the absorption of water. The activities described in the following pages show that the water absorption engine is located in the aerial part of the plant. Using a simple set up, this activity shows that the absorption of water is regulated by the aerial part of the plant.

• Materials Flexible tube in plastic 1 m long, syringe 10 mL, clock, felt pen.

• Living beings Branch of laurel palm, privet…

Time in minutes

Distance in mm

Volume in mL

Absorption of water in mL/min

0 100 6 106 -0,04 0,007

13 114 -0,10 0,014 17 117 -0,12 0,030 28 128 -0,20 0,018 35 136 -0,26 0,037 41 141 -0,29 0,049 53 154 -0,39 0,032 62 162 -0,44 0,049 76 175 -0,54 0,038 81 180 -0,57 0,114 109 202 -0,73 0,026 131 216 -0,83 0,038

Time in minutes

Absorption of water in mL/mm


ENGLISH 124

• Protocol Set up the experiment as described in the page 113. Control phase: tube without plant. Experiment phase: branch of plant placed outdoors.

• Results Reading the results every half hour at different periods of the day. Analysis of data: conversion of the movement into volume. Graphic representation: volume absorbed as a function of time of the day.

• Example 1 – Branch of privet. Conditions: Sun, cloudy skies… Experimental conditions: in June, sunny and quite a hot day.

• Example 2 – Branch of laurel. Conditions: Sun, cloudy skies…

Experimental conditions: in June, sunny and quite a hot day.

Analysis of results The absorption of water is irregular from 12 noon to 4 p.m. when the branches receive the light vertically; a reduction of the absorption is noted around 3 p.m. The analysis of these data leads to the notion that the absorption of water is regulated by the control of transpiration through the stomata.


Absorption of water in

Time of the day

Time of the day

Temperature in °C

Temperature in °C


ENGLISH 125

Activity 3 – Location of a water absorption engine (1)

The activity 1 shows that the water is pumped by the roots and absorbed by the plant. This leads to the hypothesis that the water is transported by the stem to the aerial part. This transport against the force of gravity requires energy. The aim of this activity is to locate the water absorption engine.

• Materials Syringe 60 mL, insulating plastic tube, one-holed split stopper, flexible tube and syringe 10 mL, chronometer, felt pen. Silicone paste and its hardener, glass plate and cutting blade, syringe 1 mL with a cut tip.

• Living beings St.John’s-wort, garden mercury, bay, developing roots in water during 2 months… A plant with a hard stem facilitating its connection to the flexible tube is preferable.

• Protocol The apparatus must be prepared and set up in the room or placed nearby for preventing expansion phenomena. Control phase: measurement of the absorption of water by the entire plant (set up as in page 112). Experiment phase: section of the stem, mounting of each end on the flexible tube (set up as in page 113).

• Results Reading the results at t = 10 min or t = 15 min for each experimental condition. Analysis of data: conversion of the movement into volume. Graphic representation: volume absorbed for each experimental condition.

• Example 1 – Garden mercury

Entire cell

Duration in minutes

Movement of water level in

mm


0 0 15 46 0,020 25 76 0,020 32 101 0,024

Section of the stem Underground part Aerial part

Duration in

minutes


mm



mm


0 0 0 9 2 0,001 20 0,015


ENGLISH 126

Analysis of results The aerial part and the underground part absorb the water, high level of absorption for the aerial part. There is no observable growth of the root for the garden mercury plant. The water is sucked in by the aerial part: the engine must be searched for among the organs composing it.

Activity 4 – Location of a water absorption engine (2) The experiment of the activity 3 shows that the aerial part of the plant absorbs the water: the water absorption engine is located in the stem and/or the leaves. The aim of this activity is to identify the organ that is the water absorption engine.

• Materials Flexible tube and syringe 10 mL, chronometer, felt pen, scalpel.

• Living beings Branch: the laurel palm, present throughout the year, gives good results but hazel or maple can also be used.

• Protocol Set up a branch on a plastic capillary tube (set up as in page 112). Control phase: with the entire branch. Experiment phase: after section of half the leaves, all the leaves.

• Results Reading the results at t = 10 min for each experimental condition. Analysis of data: conversion of the movement into volume. Graphic representation: volume absorbed for each experimental condition.

Section of the stem

Entire plant Entire plant Underground part Aerial part



ENGLISH 127

• Example 1 – Laurel

Analysis of results The section of leaves causes a net reduction of the absorption of water, that becomes practically zero with the stem alone. Therefore, the water absorption engine is located at the level of the leaves.

Activity 5 – Search for the water absorption engine (1)

It is at the level of leaves that the water absorption engine is located. The upper and under surfaces of leaves show visible differences: the upper epidermis exposed to the sun is often waxy, the under epidermis is rough, often hairy… The aim of this activity is to establish a correlation between the absorption of water and the surface area of the leaf.

• Materials Flexible tube and syringe of 10, chronometer, felt pen, scalpel. Plastic document cover, adhesive paper for cutting the masks.

• Living beings and solutions Branch: the laurel gives good results throughout the year.

Branch of laurel Time in minutes

Number of leaves

Movement of water level in mm


0 11 10 4 31 1,33 20 4 52 1,40 30 2 60 0,53 40 0 61 0,07

Number of leaves of the branch



ENGLISH 128

• Protocol Prepare the set up of a branch on the plastic capillary tube (as described in page 113). Prepare the masks: Cut out from plastic (of document cover) the outlines of leaves, slightly smaller than the leaf. Place the adhesive paper on the outline: it must hold the mask and ensure sealing when it is placed. Control phase: With the entire branch. The waxy cuticle of leaves allows detaching the mask without causing lesions. Experimental phase: Place the transparent mask on the upper faces, the under faces

• Results: Reading the results at t = 10 min for each experimental condition. Analysis of data: conversion of the movement into volume. Graphic representation: volume absorbed for each experimental condition.

• Example 1 – Hazel Conditions: laboratory, 22ºC, natural lighting

Hazel leaf

Time in minutes

Surface masked

Movement of level in mm


0 18 Under face

masked 27 0,010

28 Upper face masked

54 0,018


98 0,016

73 Under face masked

112 0,003


117 0,002

Under Upper Upper Under Under Face masked face masked face masked face masked face masked



ENGLISH 129

Analysis of results:

Masking the surfaces of leaves reduces the absorption of water. Masking the under surface of leaves reduces more the absorption of water than masking the upper surface of the leaves. The absorption of water is linked to the contact leaf / air. The hypothesis formulated for explaining the differences observed can require the microscopic observation of cuticles, cross-section of leaves, etc.

Laurel leaf Time in minutes

Surface masked

Movement of level in mm


0 0 15 Entire 26 0,0116 25 Upper face

masked 43 0,0113


55 0,0080


63 0,0053


70 0,0025


83 0,0087


93 0,0067

Entire Upper Upper Under Under Upper Upper Entire Face face face face face face Masked masked masked masked masked masked



ENGLISH 130

Activity 6 – Search for the water absorption engine (2)

The activity 5 shows a correlation between absorption of water and air-leaf contact. Condensation can be observed on the walls of a transparent plastic bag covering a leaf. The activity proposed here adapts the Dixon’s experiment for showing the role of the water evaporation engine and illustrates the adaptation of leaves in limiting the water loss.

• Materials Flexible tube and syringe of 10, chronometer, felt pen, scalpel. Plaster sheet with moulded tip of syringe (refer page 111).

• Living beings Leaf of same area as the “plaster sheet”: Hazel, Lilas…

• Protocol Prepare the set up of a branch on the plastic capillary tube (as described in page 114). Experiment 1: with leaf Experiment 2: with “plaster sheet”

• Results: Reading the results at t = 10 min for each experiment. Analysis of data: conversion of the movement into volume. Graphic representation: volume absorbed for each experimental condition

• Example 1: The area of the Hazel leaf is slightly greater than that of the round “ plaster sheet” (diameter: 80 mm)

Hazel leaf Plaster sheet

Time in minutes


mm


mL/min


mm


mL/min

0 0 0 10 10 0,007 25 0,017 15 15 0,007 37 0,016 20 20 0,007 50 0,017

Hazel Plaster sheet



ENGLISH 131

Analysis of results The plaster sheet absorbs the water like a plant leaf. This observation leads to the identification of a physical phenomenon on which the absorption engine is based: rising of water that compensates the evaporation. This explanatory hypothesis can be proved by placing the “plaster sheet” in a plastic bag: the absorption is reduced, then stopped. For an equal area, a plaster sheet absorbs much more water than a plant leaf.

The adaptations that limit the evaporation of water can be identified through microscopic observation: presence of a waxy cuticle, stomata unequally distributed on both faces of the leaf… The experiments like those of the activity 2 can show that this limitation is adapted to climatic conditions. To the passive limitation of cuticle type is added an active mechanism that involves the opening and closing of stomata.

Photosynthesis Chlorophyll is essential for chlorophyllous plants, for converting the solar energy into chemical energy stored in reserve as starch hydrolysate.

Objectives The photosynthesis involves a multitude of chemical reactions in which CO2 and H2O are the initial reagents, a carbohydrate and oxygen are the final products. The oxygen, a waste from the reaction is released into the atmosphere. This apparatus allows the study of photosynthesis by measuring the volume of gaseous oxygen produced.

Principle of the apparatus Traditionally, this experiment was performed by counting the bubbles released. The volume of these bubbles is however not constant: certain cuttings of fanwort form, for example, a large number of small bubbles while others produce only a few large bubbles! In this apparatus, the bubbles of gas released by the stem of an aquatic chlorophyllous plant like elodea or fanwort are trapped in a plastic capillary tube. The volume of gas is calculated from the length of the gas bubble formed in this tube.


ENGLISH 132




Examples of results Varied examples that can be used in Secondary School and Grammar School levels as well as in mixed professional courses. This non-exhaustive list shows some of the activities that can be set up using this apparatus.

Examples of possible activities 1 – Influence of factors of the medium on photosynthesis. Examples: Influence of temperature, luminous intensity, concentration of bicarbonates and PH. 2 – Influence of the wavelength of light on photosynthesis. Examples: With yellow, blue, red and green filters. 3 – Search for factors limiting the photosynthesis. Examples: Luminous intensity and concentration of hydrogen carbonate.


ENGLISH 133


• Syringe 10 mL (1) • EASIX clamps (2) • Graduated stainless steel scale (3) • Support tube (4) • Beaker (not supplied) (5) • Black box with filters (optional) (6) • Support with base and vertical bar (not supplied) (7)


ENGLISH 134

4.2 Conducting an experiment

1 Place a syringe 10 mL at the tip of a flexible tube. Fill the tube by drawing in water.

2 Remove the tube; suck in an air bubble 1-2 cm.

3 Fix the tube on the EASIX support attached to a vertical bar. Plunge the tube again into the water, suck in so that the air bubble is placed about 5 cm from the bottom.

4 Place the tip of the fanwort stem into the end of the tube. Fix the scale on the EASIX.


ENGLISH 135


4.3.1 Principles

The gas bubbles released by the stem of the plant rise in the tube and increase the volume of the air bubble trapped at the start of the experiment. The gaseous volume produced by the plant is obtained from the difference between the initial volume and the final volume of this bubble.

4.3.2 Reading the results and analyses

Reading: The length of the gas bubble in the tube is measured using the graduations of the scale. Analysis: For expressing the results as volumes, a relation must be established between the length of the bubble and the volume. For this, take a syringe of 1 mL and draw 0.5 mL of water. Inject this volume into the flexible tube. Measure the length of the water in the flexible tube. Example: 0.5 mL -> 70 mm. One of the bubbles of 10 mm corresponds to the volume of (0.5 / 70) x 10 = 0.07 mL

4.3.3 Living beings The experiment is possible only with an aquatic plant that releases air bubbles at the level of the section of the stem: Elodea, Myriophyllum, Ceratophyllum, Ranunculus aquatilis. The fanwort sold in hobby shops give excellent results. The experiment is based on the comparative study of the results obtained with the same branch placed under different experimental conditions.

4.3.4 Medium conditions Water. The plant must be able to find the CO2 necessary for the photosynthesis. The volume of a gas dissolved in the water is proportional to its solubility and its partial pressure in the atmosphere in contact with the liquid.

Nature of gas N2 O2 CO2 Air % in the air Mass in mg for 1 L

79,1 1020

20,9 270

0,01 0,5

Water Volume in mL Mass in mg for 1 L

12,4 15

6 8,85

0,38 0,7

In spite of its high solubility, the concentration of CO2 in water is low. The CO2 used by aquatic plants is supplied by the hydrogen carbonate ion that is decomposed in acid:

2 HCO3 -> CO2 + H2O + CO3 2-

This reaction modifies the PH that becomes basic, thereby reversing the reaction!


ENGLISH 136

Choice of water

Natural water. It is possible to experiment easily using the water sold in bottles. The composition indicated on the label shows important differences: from 0 mg.L-1 to 2000 mg.L-1. The solutions with variable hydrogen carbonate concentrations can also be easily prepared by mixing the water. Attention, an acid pH is necessary.

Solutions prepared in laboratory. The hydrogen carbonate solution must be prepared in a buffer that maintains the pH acid. Mother solution of potassium hydrogen carbonate at 0.1 M.L-1: 1 g in 100 mL of distilled water. Buffer solution phosphate 5.6. Experimental solutions: KHCO2 to 10 mMole.L-1: 6 volumes of distilled water + 3 volumes Buffer + 1 volume KHCO3 0.1M.L-1 KHCO3 to 1 mMole.L-1: 1 volume of KHCO3 to 10 mMole.L-1 + 9 volumes of distilled water

Light source The low voltage halogen lamps provide a satisfactory luminous power and quality of light with limited heating.

Temperature For the fanwort, the water must be at a temperature of approximately 25ºC.

Activity 1 – Influence of factors of the medium on photosynthesis

The aquatic plants populate media whose physical and chemical factors are variable: temperature, luminous intensity, concentration of hydrogen carbonates. The aim of this activity is to identify the influence of factors of the medium on the photosynthesis by an aquatic plant.

1 Influence of the temperature • Material:

Beaker, flexible tube, halogen lamp, portable luxmeter (optional), thermometer.

• Living beings and solutions: Experimental solutions of hydrogen carbonate at acid pH (refer page 130). Fanwort, Elodea, Ceratophyllum, etc.

• Protocol: Place the plant in experimental solutions maintained at different temperatures. Wait 2 to 3 minutes between each experiment. Do not allow the other factors to vary!

• Results: Reading of gaseous volumes produced at t = 10 minutes. Analysis of data: conversion of the length of the bubbles into volume. Graphic representation of gaseous volume as a function of temperature.


ENGLISH 137

• Example:

2 Influence of luminous intensity • Material:

Beaker, flexible tube, halogen lamp, Luxmeter.

• Living beings and solutions: Experimental solutions of hydrogen carbonate in acid medium (refer page 74). Fanwort, Elodea, Ceratophyllum, etc.

• Protocol: Place the plant in experimental solutions. Vary the distance between the plant and the lamp.

• Results: Reading of gaseous volumes produced at t = 10 minutes. Analysis of data: conversion of the length of the bubbles into volume. Graphic representation of gaseous volume as a function of luminous intensity.

Length of bubble in

mm Temperature

in ºC Buffer 6.4 in mL

Salvetat in mL pH

Luminous intensity

in Lux initial final

Duration of experiment in minutes

Gaseous volume in mL/hr initial Final

200 100 6,4 18000 14 36 11 0,86 23 24

200 100 6,4 18000 18 49 11 1,21 26 27

Temperature in °C

Production of gas in mL/h


ENGLISH 138

• Examples 1 :

Length of bubble in

mm Temperature

in ºC Montcalm

in mL Salvetat

in mL pH Luminous intensity in

Lux initial final

Duration of

experiment in

minutes

Gaseous volume in mL/hr initia

l Final

200 100 6,8 120 18 18 10 0,00 23 23

200 100 6,8 18000 17 29 10 0,51 24 24

200 100 6,8 36000 31 55 14 0,73 25 25

Luminous intensity in lux



ENGLISH 139

• Example 2

3 Influence of the concentration in bicarbonates

• Material: Beaker, flexible tube, halogen lamp.

• Living beings and solutions: Experimental solution with a low concentration of hydrogen carbonate in acid (refer page 127). Fanwort, Elodea, Ceratophyllum, etc.

• Protocol: Method 1: Place the plant in an acid solution poor in hydrogen carbonate. Inject a few mL of a solution rich in bicarbonate. Method 2: Prepare experimental solutions at different concentrations of hydrogen carbonates. Wait 2 to 3 minutes between each change. Do not allow other factors to vary!

Length of bubble in mm

Temperature Montcalm Salvetat

Distance in cm

Luminous intensity in Lux initial final

Duration in minutes

Gaseous volume produced in mL/hr initial Final

50-50 60 140 17 18 10 0,04 24 24

50-50 40 4000 18 21 10 0,13 25 25

50-50 30 8300 21 25 10 0,17 25 25

50-50 20 19000 20 27 10 0,30 25 27,2

50-50 15 27000 4 15 12 0,39 26 27

Luminous intensity in lux



ENGLISH 140

• Results: Reading of gaseous volumes produced at t = 10 minutes. Analysis of data: conversion of the length of the bubbles into volume. Graphic representation of gaseous volume as a function of hydrogen carbonate concentration.

• Example1 : method 1

Length of bubble Montcalm

en mL Salvetat in mL

[HCO3-] in

mg/L

Luminous intensity in

Lux initial Final

Duration in

minutes

Experimental conditions

Gaseous volume in

mL/hr

300 0 6 60000 15 16 10 0,04

5 20 60000 19 35 5 Injection HCO3 1,37

5 33 60000 15 39 5 Injection HCO3 1,80

Concentration of HCO3- in mg/L



ENGLISH 141

• Example 2 : method 2

• Example 3 : method 3

Length of bubble in

mm Temperature Buffer

volume in mL

Volume HCO3

0.1 mole/L in mL

Luminous intensity


Duration in

minutes

Gaseous volume

produced in mL/hr initial Final

300 60000 17 21 5 0,34 25-25

300 60000 21 24 5 0,26 25-26

300 + 5 mL HCO3 60000 24 41 5 1,46 25-25

300 60000 41 61 5 1,71 25-26

Length of bubble in

mm Temperature

in ºC Montcalm 6.1

Salvetat 820

HCO3- in

mg/l initial final

Duration in

minutes

Gaseous volume

produced in mL/hr initial Final

0 100 820 17 30 10 0,56 24,5 27,2

50 50 413 25 50 12 0,89 25,6 27,2

75 25 210 20 45 13 0,82 24,5 27,2

87,5 12,5 107 24 44 11 0,78 25 27,2

10 0 6 18 22 10 0,17 25,7 27,2

Buffer 5.8 Buffer 5.8 + 5 mL Volume in mL of HCO3



ENGLISH 142

4 Influence of pH

• Material: Beaker, flexible tube, halogen lamp, pHmeter.

• Living beings and solutions: Experimental solution of hydrogen carbonate (refer page 127), buffer solution phosphate acid and basic Fanwort, Elodea, Ceratophyllum, etc.

• Protocol: Place the plants in experimental solutions having different pH. Wait 2 to 3 minutes between each change. Do not allow other factors to vary!

• Results: Reading of gaseous volumes produced at t = 10 minutes. Analysis of data: conversion of the length of the bubbles into volume. Graphic representation of gaseous volume as a function of pH.

• Examples

Buffer Length of bubble

Temperature in ºC pH Volume

in mL

Crystalline in mL

Luminous intensity


Duration in

minutes

Gaseous volume in mL/hr initial final

7 200 100 32000 18 53 13,5 1,11 27 27 8 200 100 32000 22 15 0,17 0,17 27 27

Volume of gas product in mL/h

Concentration HCO3 in mg/l


ENGLISH 143

Activity 2 – Influence of the wavelength of light on photosynthesis

The white light decomposed by a network or a prism shows a coloured spectrum: this light is in reality made up of several luminous radiations whose colours are associated with a wavelength: from violet at 400 nm to red at 720 nm. The green colour of leaves is explained by the reflection of green radiations and the absorption of other wavelengths of the visible spectrum. The aim of the activity proposed here is to prove hypothesis.

• Material: Beaker, flexible tube, halogen lamp, portable Luxmeter, coloured filters, black box with coloured filters.

• Living beings and solutions: Experimental solutions of hydrogen carbonate at acid pH (refer page 127). Fanwort, Elodea, Ceratophyllum, etc.

• Calibration: Place the most opaque filter (red or blue). Place the lamp at 10 cm from the filter holder. Note the luminous intensity after the filter. Place the other filters. Move the lamp for obtaining the same luminous intensity. Note this distance or make a mark on the table.

• Protocol: Place the plant in the experimental solution. Place the filter and place the lamp at the distance obtained during the calibration. Wait 2 to 3 minutes between each change. Do not allow the other factors to vary!

• Results: Reading of gaseous volumes produced at t = 10 minutes. Analysis of data: conversion of the length of the bubbles into volume. Graphic representation of gaseous volume as a function of wavelength.



ENGLISH 144

• Example: Experimental solution: 200 mL buffer phosphate 5.8 + 30 mL K= HCO3 -0.01 mol L-1


The production of gas by photosynthesis is lowest with the green filter. This filter allows only the green radiations of the spectrum to pass. This data allows validating the hypothesis formulated. The production of gas by photosynthesis is high without filter, thus with all the radiations of the white light and the yellow filter. It is lower with the blue or red filters.

Notes and experimental limits: This experiment assumes working at a constant energy. The luminous energy supplied by Luxmeter is an approximation. These results are to be taken as indicators and not as facts. The analysis of the light transmitted by the yellow filters shows that this filter is not selective: all the radiations of wavelengths greater than 500 nm pass through. The other filters are also not monochromatic: the blue filter transmits the blue radiations, but also other radiations in lesser quantity. All the filters transmit the infrared radiations! It is therefore an approach to the energy problem that allows this experiment.

Length of bubble in

mm Temperature

Filter Luminous intensity in

Lux initial final

Duration in minutes

Gaseous volume in

mL/hr initial Final

None 15000 60 110 17 1,26 25-25

Yellow 15000 62 81 10 0,81 25-26

Blue 15000 27 32 11 0,19 25-25

Green 15000 32 35 12 0,11 25-26

Red 15000 37 48 11 0,43 25-26

Colour of filter

Volume of gas produced in mL/h


ENGLISH 145

Analysis of data: The technical manual of the filters supplied shows the relation between the colour of the filter and the wavelengths. This allows establishing the results obtained depending on the wavelength.

Colour of filter

Gaseous volume in mL/hr.

Wavelength in nm

None 1,26 400< <800nm Yellow 0,81 > 500 nm Blue 0,19 400< <500 nm Green 0,11 520< <560 Red 0,43 > 580 nm

The blue radiations and especially the red radiations are captured by the chlorophyll and converted into chemical energy by photosynthesis. Activity 3 – Search for factors limiting the photosynthesis

Several factors affect the photosynthesis; their influence was studied separately in the activity 1. The aim of this activity is:

- To combine the intervention of several parameters for identifying the respective influence of each

- To identify the factors limiting the photosynthesis.

• Material: Beaker, flexible tube, halogen lamp, portable Luxmeter (optional), thermometer.

• Living beings and solutions: Experimental solutions of bicarbonate at acid pH (refer page 74). Fanwort, Elodea, Ceratophyllum, etc.

• Protocol: Place the plant in experimental solutions maintained at different temperatures. Wait 2 to 3 minutes between each change. Do not allow the other factors to vary!

Wavelength in nm

Volume of gas produced in mL/h


ENGLISH 146

• Results:

Reading of gaseous volumes produced at t = 10 minutes. Analysis of data: conversion of the length of the bubbles into volume. Graphic representation of gaseous volume as a function of temperature.

• Example:


These experiments show that for this experiment, the factor limiting the photosynthesis is not the luminous intensity but the concentration of hydrogen carbonates.

Length of bubble Montcal

m en mL

Salvetat in mL

[HCO3-] in

mg/L

Luminous intensity in

Lux initial final

Duration in

minutes

Experimental

conditions

Gaseous Volume

In °C Temperature Initial - final

300 300

6 6

2000 60000

15 15

15 16

10 10

20000 Lux 600000

Lux

0,00 0,04

25-25 25-26

300

300

5 20

20

20000

60000

16

19

45

35

10 5

Injection HCO3 –

20000 Lux 60000 Lux

1,24

1,37

25-25

25-26 300

300

5 33

33

60000

60000

15

39

39

60

5 5

Injection HCO3

2,06

1,80

25-27

25-28

Injection of 5 mL HCO3- 0.1 Mole/l

Injection of 5 mL HCO3- 0.1 Mole/l

Luminous intensity in Lux



ENGLISH 147

Experimental dialysis Constant exchanges of ions and molecules take place continuously between two compartments separated by a permeable membrane. The passive exchanges are oriented from the medium with a higher concentration of solutes to the medium with a lower concentration of solutes.

Objectives The animals have internal surfaces specialising in the exchange of substances with the medium: absorption of oxygen and release of carbon dioxide at the level of the internal membrane of lungs, release of water, ions and wastes from the internal surface of kidneys, absorption of nutrients by the intestinal mucosa, exchanges also at the level of the skin. This experimental model is designed for studying the principle of the diffusion of ions and molecules through a permeable membrane.

Principle of the apparatus The exchange surface here is a membrane in cellophane separating two mediums: a medium poor in solutes or hypotonic medium or a medium rich in solutes or hypertonic medium placed in a syringe. The flow of solutes is studied by means of simple tests. This apparatus is an analog model. While it allows studying the principle of the diffusion, it cannot explain the complex phenomena of exchanges that take place at the level of mucosa associating passive exchanges of “diffusion type and active transports involving pumps and embedded proteins. This model however is acceptable for understanding the principle of haemodialysis.


ENGLISH 148




Examples of results Varied examples that can be used in Secondary School and Grammar School levels as well as in mixed professional courses. This non-exhaustive list shows some of the activities that can be set up using this apparatus.

Examples of possible activities

1 – Modelling of haemodialysis Examples: Urea, albumin, glucose, chlorides

2 – Modelling of the intestinal absorption Examples: Albumin, starch and glucose


ENGLISH 149


• Physiology chamber (1) • Piston (2) • Dialysis sleeve (3) • EASIX clamps (4) • Syringe 10 mL (5) • Support tube (6) • Support with base and vertical bar (not supplied) (7)


ENGLISH 150

5.2 Conducting an experiment 1 Place the EASIX supports on a vertical bar and fix the chamber. Fill a syringe of 10 mL with demineralised water.

2 Fix the syringe 10 mL on the chamber. Inject the water.

3 Cut out the cellophane about 5 cm x 5 cm area, wet it. Fix the wet cellophane on the dialyser with adhesive tape or rubber hand or elastic… Place the dialyser on the chamber. Pour the solution to be dialysed. Draw the piston from the chamber for placing the demineralised water in contact with the cellophane.

4 Wait 10 to 15 minutes.

5 At the end of experiment, draw the liquid from the chamber using the syringe 10 mL, then separate the chamber. Use this syringe for transferring the liquid to be analysed into the cavity of a plate, a test tube…


ENGLISH 151


5.3.1 Principles

The hypertonic medium is placed in the top compartment; the hypotonic medium (water) is placed in the bottom compartment. The gravity is added to the force of diffusion accelerating the exchanges. This set up is also possible by inversing the solutions: hypotonic medium in the top compartment, this allows demonstrating that the exchanges are not oriented in the direction of the gravity; the exchanges then take longer to demonstrate.

5.3.2 Experimental solutions Modelling the haemodialysis

Composition of medium: urea: 40 g/l; albumin: 3 g/l; glucose: 20 g/l; sodium chloride: 20 g/l

Modelling the intestinal absorption Composition of medium: glucose: 20 g/l; starch 20 g/l; albumin: 3 g/l

5.3.3 Identification of ions or molecules Urea

• Test with Javel water. Pour 1 mL of the solution to be tested in a small tube (hemolysis tube, for example). The presence of urea is shown by the appearance of small bubbles that are released, others become larger on the wall of tube. This reaction is not immediate: wait 20 to 30 seconds before observing the effects.

• Uristix test. Reagent strip that specifically shows the presence of urea. Pour a drop on a strip or dip the strip into the solution. The presence of urea is shown by a change of colour at the tip. Refer to manufacturer’s instructions.

Glucose • Test with Fehling liquor. Pour 1 mL of the solution to be tested in a

test tube, add 0.5 mL of solution A and 0.5 mL of solution B. Place the tube in water bath at 90º C. Observe the results 1 or 2 minutes later. The presence of glucose, glucide reducer is shown by a red precipitate.

• Clinistix test. Reagent strip that specifically shows the presence of glucose qualitatively and quantitatively (not useful here). Pour a drop on a strip or dip the strip into the solution. The presence of glucose is shown by a change of colour at the tip. Refer to manufacturer’s instructions.

Albumin • Albustix test. Reagent strip that specifically shows the presence of

albumin qualitatively and quantitatively (not useful here). Pour a drop on a strip or dip the strip into the solution. The presence of albumin is shown by a change of colour at the tip. Refer to manufacturer’s instructions


ENGLISH 152

Starch • Iodine test. Pour 1 mL of solution to be tested in a test tube or few

drops in a plate with cells. Add 2-3 drops of iodine water. The presence of starch produces a violet colour. The intensity of the colour depends on the concentration of starch.

Sodium chloride • Silver nitrate test. Pour 1 mL of solution to be tested in a small test

tube (hemolysis tube, for example). Add 2 to 3 drops of silver nitrate. The presence of chlorides results in a white precipitates that blackens on exposure to light.

Activity 1 – Modelling of haemodialysis

Person suffering from a reduced or non-existent renal function have to undergo a dialysis of blood 2 to 3 times per week in hospital or at home. During the session that can vary from 3 to 8 hours, the blood of the patient is carried to a dialyser. This equipment contains a network of membranes of type cellophane. Exchanges being produced between the blood that circulates on one side of the membrane and the liquid of dialyser that circulates on the other side.

• Material: For the dialysis: Variable chamber and its piston, syringe 10 mL, dialyser, rubber bands, membrane, cellophane, support and 2 EASIX supports. For the analyses: Small test tubes, plate with cells, if any.

• Solutions: The dialysis fluid is replaced with demineralised water: 20 mL per group The blood is replaced with an experimental solution: 20 mL per group Composition: urea: 40 g/l; albumin: 3 g/l; glucose: 20 g/l; sodium chloride: 20 g/l

• Protocol Refer page 146.

• Analysis of the solution “demineralised water” Analysis of results at t = 10 minutes or t = 15 minutes The use of reagent strips does not involve any danger and provides quick results.

• Example Urea test. Delayed appearance of gas bubbles. Change of colours with Uristix. Presence of urea. Albumin test. No change of colour with Albustix. Absence of albumin. Glucose test. Change of colour with the strip, red precipitates with the Fehling liquor. Presence of glucose. Chloride test. White precipitates. Presence of chlorides.

Analysis of results These results show selective passages across a cellophane membrane and allow determining the direction of exchanges: from concentrated medium to the less concentrated medium (additional tests are necessary for establishing the last point scientifically).


ENGLISH 153

The correlation of these results with the analysis of blood, urea, allow explaining the principle of haemodialysis and consequently the excreting, purifying role of kidneys. This model does not allow explaining the functioning of kidneys that allow passive filtration (diffusion phenomenon) and selective active reabsorption depending on the thresholds.

Activity 2 – Modelling the intestinal absorption

The food substances passing through the digestive tube undergo a physical transformation that results in the reduction of the size of fragments as well as a chemical transformation. The nutrients produced by this digestion pass through the intestinal wall for entering the blood. Other molecules do not pass through the intestinal wall and are discharged with the faeces.

• Material: For the dialysis: Variable chamber and its piston, syringe 10 mL, dialyser, rubber bands, membrane, cellophane, support and 2 EASIX supports. For the analyses: Small test tubes, plate with cells.

• Solutions: Demineralised water: 20 mL per group Experimental solution: 20 mL per group Composition: glucose: 20g/l; starch: 20 g/l; albumin: 2 g/l

• Protocol Refer page 146.

• Analysis of the solution “demineralised water” Analysis of results at t = 10 minutes or t = 15 minutes The use of reagent strips does not involve any danger and provides quick results.

• Example Albumin test. No change of colour with Albustix. Absence of albumin. Glucose test. Change of colour with the strip, red precipitates with the Fehling liquor. Presence of glucose. Starch test. No violet colouration. Absence of starch.

• Analysis of results These results show a selective passage across the permeable cellophane membrane. The identification of molecules passing through and those not passing through can be correlated with the size of molecules. Only the small molecules pass through the permeable cellophane membrane. Explanatory hypothesis concerning the digestion can be formulated by analogy: transformation of macromolecules into molecules of smaller size capable of passing through the cellular membrane. However, the limitations of this model have to be considered: the membrane of intestinal epithelium carries out an active transport of most molecules involving membrane enzymes and pumps.


ENGLISH 154

NOTES

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