INTRODUCTION À LA BIOLOGIE DES ORGANISMES · BIO1530 – Introduction à la Biologie des...

INTRODUCTION À LA BIOLOGIE DES ORGANISMES

MANUEL DE LABORATOIRE

2019

Automne 2019 – Département de Biologie – Université d’Ottawa

BIO1530 – Introduction à la Biologie des Organismes Manuel de laboratoire - Automne 2019 – www.biolab1.uottawa.ca Table des matières :

Introduction 1

Laboratoire 1 : Distribution des plantes à Mer Bleue 9

Laboratoire 2 : Littérature scientifique 37

Laboratoire 3 : Phylogenèse des Vertébrés 59

Laboratoire 4 : Microévolution 77

Annexes : Représentation graphique des données quantitatives 89

Mes coordonnées :

Nom: __________________________________________ Section de laboratoire : ____________

Courriel : _______________________________________

Mes Démonstrateurs :

Démonstrateur 1:

Nom : ________________________________ Courriel* : _____________________________________

Heures de bureau: _______________________________

Démonstrateur 2 :

Nom : ________________________________ Courriel* : _____________________________________

Heures de bureau: _______________________________ *les adresses des démonstrateurs sont également disponibles sur la page Contact du site web des laboratoires.

Pour les absences et les questions concernant les horaires, contactez l’équipe des laboratoires à : [email protected]

Pour les questions sur les notes, le contenu des laboratoires et rapports, ou toute autre question sur les laboratoires, contactez le coordonnateur des laboratoires : Dr. Fabien Avaron Centre des Biosciences (BSC) pièce 106 Courriel : [email protected] Heures de bureau: Vendredi 10h30-11h00 (portes ouvertes le reste du temps)

www.biolab1.uottawa.ca

Introduction

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BIO1530 - Horaire des laboratoires - Automne 2019La séance d’introduction et les laboratoires ont lieu au troisième étage du Centre Biosciences (BSC), sauf le laboratoire 1 qui est une sortie sur le terrain.

Séance d’introduction aux laboratoires (présence obligatoire). La session commencera par une séance d’introduction aux laboratoires. La durée est d’environ 60 minutes. Votre présence est obligatoire. Selon votre section de laboratoire, vous devrez vous présenter à 14h30 ou à 16h00) :

Date Sections Horaire Sections HoraireLun. 09 Sep A1

14h30-15h50

B1

16h00-17h20 Mar. 10 Sep A2 B2Mer. 11 Sep A3 B3Jeu. 12 Sep A4, A6 B4, A8 Ven. 13 Sep A5, A7 B5, A9

Dates des laboratoires (14h30 - 17h20 du lundi au vendredi - toutes sections) Date Sections Laboratoire Date Sections Laboratoire

Lun. 16 Sep A1 Lun. 23 Sep B1Mar. 17 Sep A2 Sortie à Mar. 24 Sep B2 Sortie àMer. 18 Sep A3 Mer Bleue Mer. 25 Sep B3 Mer BleueJeu. 19 Sep A4, A6 (14h30) Jeu. 26 Sep B4, A8 (14h30) Ven. 20 Sep A5, A7 Ven. 27 Sep B5, A9

Lun. 30 Sep Lun. 07 Oct A1Mar. 01 Oct Mar. 08 Oct A2 LittératureMer. 02 Oct PAS DE LAB Mer. 09 Oct A3 Scientifique Jeu. 03 Oct Jeu. 10 Oct A4, A6 Semaine 1 Ven. 04 Oct Ven. 11 Oct A5, A7

Lun. 14 Oct Lun. 21 Oct B1 Mar. 15 Oct Mar. 22 Oct B2 Littérature Mer. 16 Oct PAS DE LAB Mer. 23 Oct B3 Scientifique Jeu. 17 Oct Jeu. 24 Oct B4, A8 Semaine 2 Ven. 18 Oct Ven. 25 Oct B5, A9

Lun. 28 Oct A1 Lun. 04 Nov B1Mar. 29 Oct A2 Phylogenèse Mar. 05 Nov B2 Phylogenèse Mer. 30 Oct A3 Des vertébrés Mer. 06 Nov B3 Des vertébrés Jeu. 31 Oct A4, A11 Semaine 1 Jeu. 07 Nov B4, A8 Semaine 2 Ven. 01 Nov A5, B3 Ven. 08 Nov B5, A9

Lun. 11 Nov A1 Lun. 18 Nov B1Mar. No12 v A2 Mar. 19 Nov B2Mer. No13 v A3 Microévolution Mer. 20 Nov B3 Microévolution Jeu. 14 Nov A4, A11 Semaine 1 Jeu. 21 Nov B4, A8 Semaine 2 Ven. 15 Nov A5, B3 Ven. 22 Nov B5, A9

Introduction

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Liste des salles (section & salles): Lundi Mardi Mercredi Jeudi Vendredi

Semaine 1 A1 BSC302 A2 BSC302 A3 BSC302 A4 BSC302 A6 BSC310

A5 BSC302 A7 BSC310

Semaine 2 B1 BSC302 B2 BSC302 B3 BSC302 B4 BSC302 A8 BSC310

B5 BSC302 A9 BCC310

Pour plus d’info, visitez le site web des laboratoires à: www.biolab1.uottawa.ca

Objectifs Généraux des laboratoires BIO1530 : Les laboratoires BIO1530 visent à:

Se familiariser avec les différentes étapes de la méthode scientifique en utilisant une approcheexpérimentale.

Développer la capacité à analyser et à communiquer efficacement les résultats obtenus aucours d'une expérience.

Compléter et approfondir la matière enseignée dans le cadre du cours théorique. Se familiariser avec le travail en laboratoire grâce à l’acquisition de techniques pratiques et le

respect des règles de sécurité en rigueur dans les laboratoires.

Matériel nécessaire : Pour les laboratoires dans le complexe BSC: Votre sarrau Une petite règle transparente en plastique Votre manuel de laboratoire Une gomme à effacer Un cadenas à combinaison TRÈS IMPORTANT! Un crayon à dessin (HB ou plus dur)

Matériel pour la sortie sur le terrain (Lab1) : Vêtements de pluie, un sac plastique Une planchette à pince ou porte-document De quoi écrire et prendre des notes Des vêtements secs et une serviette en cas de pluie Chaussures appropriées (pas de talons hauts / bottes étanches en cas de pluie)

Ressources en ligne de BIO1530 : Site web des laboratoires : www.biolab1.uottawa.ca pour consulter tous les documents en rapport avec les laboratoires : horaires, nouvelles, instructions, adresses des démonstrateurs. Consultez le site web régulièrement, en particulier avant vos séances de laboratoire.

Le Guide BIOlabo* est un site de référence crée par le Dr. Jon Houseman, de l’Université d’Ottawa. Il contient de nombreuses ressources au sujet des techniques utilisées dans les laboratoires de biologie. Il est fortement conseillé de visiter le site BIOlabo à : http://salinella.bio.uottawa.ca/biolabo/

*Il est possible que certains modules ne soient pas disponibles en Français

Séance d’introduction : Le semestre débutera par une séance d’introduction aux laboratoires durant laquelle vous rencontrerez vos démonstrateurs/trices pour la session. Ils/elles vous donneront des informations sur le déroulement des laboratoires BIO1530. Cette séance servira également de préparation au 1er laboratoire, qui est une sortie sur le terrain. Les horaires de cette séance sont particuliers (durée : environ 1h30). Votre présence à la séance d’introduction est obligatoire.

Introduction

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Séances de Laboratoire : Après la séance d’introduction, les laboratoires ont lieu du Lundi au Vendredi de 14h30 à 17h20. Tout le monde doit avoir quitté les laboratoires au plus tard à 17h30. Utilisez le lobby du 3ème étage si vous avez besoin de parler à vos démonstrateurs après cette heure.

Pour le lab1 (sortie à Mer Bleue), présentez-vous sur la rue Louis Pasteur entre Carrefour des apprentissages (CRX) et Brooks 14h25 au plus tard pour embarquer dans les autobus. Veuillez vérifier le lieu de RDV au moment de votre laboratoire sur le site web des laboratoires.

Règlements relatifs aux laboratoires : Pour des raisons de sécurité (ordre du Service des incendies) et d'espace, aucun vêtement d'extérieur, sac d'école, sac de gymnastique, etc., n'est autorisé à l'intérieur du laboratoire. Des casiers sont disponibles à l'extérieur des laboratoires. Assurez-vous d’utiliser un cadenas pour verrouiller votre casier. Ne laisser pas d’objets de valeurs dans un casier non verrouillé. Vous ne pouvez utiliser votre casier que pour la durée de la séance de laboratoire. Tout cadenas laissé le soir sera coupé.

Les 6 règles d’or: 1. Vous devez TOUJOURS porter un sarrau dans les laboratoires. Vous ne devez (et ne

pourrez) pas entrer dans les laboratoires sans sarrau* 2. Il est interdit d’utiliser un téléphone cellulaire dans les laboratoires 3. Il est interdit de manger ou de boire dans les laboratoires. 4. Il est interdit de faire du chahut dans les laboratoires. Nous utilisons du matériel coûteux et

parfois même dangereux, et des substances toxiques. 5. Le calme est de rigueur. Nous encourageons la discussion mais les décibels doivent être limités. 6. La propreté est essentielle. Tenez votre matériel et vos notes en ordre. Nettoyez le matériel et

votre poste de travail à la fin de chaque séance.

*Les sarraus et les lunettes de sécurité sont en vente dans la pièce 308 du bâtiment Marion (MRN308).

Sécurité dans les laboratoires : Que devriez-vous faire au cas où :

1- Vous cassez de la verrerie (les béchers, les pipettes, etc.) ou un thermomètre. Avertissez votre démonstrateur, qui jettera les morceaux dans les boîtes pour la verrerie cassée. Si vous cassez un thermomètre, un technicien (qui a suivi les ateliers sur le nettoyage des déchets dangereux) viendra régler la situation.

2- Vous vous coupez ou vous avez un autre problème médical. Avertissez votre démonstrateur, qui utilisera la de premiers secours pour vous aider. Ces trousses sont situées dans un tiroir étiqueté dans chaque laboratoire. Un téléphone est disponible dans chaque salle sur le podium pour les urgences médicales (composez le 5411).

3- Vos vêtements prennent feu. Utilisez la douche de sécurité située dans le couloir pour éteindre le feu. Des extincteurs sont également présents dans la salle en cas de besoin.

4- Vous entendez un signal d’alarme. Restez calme. Quittez le laboratoire immédiatement et en bon ordre. Rendez-vous à la sortie d’urgence primaire pour votre pièce. Si la sortie primaire n’est pas accessible, dirigez-vous tout de suite vers la sortie d’urgence secondaire. Les sorties d’urgences primaires et secondaires sont indiquées ci-dessous :

Introduction

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Pièce Sortie d’urgence primaire Sortie d’urgence secondaire BSC 312/BSC330 Cage d’escalier A Cage d’escalier B BSC 310/335/302 Cage d’escalier B Cage d’escalier A

Une fois à l’extérieur, éloignez-vous d’au moins 30 mètres du bâtiment et attendez d’autres instructions.

5- Un liquide toxique est entré en contact avec vos yeux. Avertissez votre démonstrateur, qui vous amènera à une des deux douches oculaires d’urgence situées à en arrière de la salle. Un petit panneau vert en haut de l’évier vous signale cette station. Rincez vos yeux pendant au moins quinze minutes. Par la suite votre démonstrateur vous amènera aux services de santé.

Sécurité sur le terrain La sortie sur le terrain à Mer Bleue se tiendra quelles que soient les conditions météorologiques (pluie, vent, froid etc…). Arrivez bien préparés et portez des vêtements et des chaussures adaptés au temps et à l’activité. Le terrain peut être irrégulier et humide. Veuillez noter que des insectes et des animaux sauvages peuvent être présents sur le site de mer bleue. Il est interdit que déranger la faune et la flore pendant votre sortie. Apportez un sac en plastique hermétique (p.ex. Zip lock) pour ranger votre téléphone et / ou portefeuille en cas de pluie. Contactez le coordonnateur des laboratoires avant la sortie ou votre démonstrateurs/trice pendant la sortie si vous avez des questions au sujet de votre santé et sécurité pendant la sortie sur le terrain.

Évaluation Les éléments évalués seront variés : questionnaires pendant et/ou en dehors des laboratoires, rapports, note de participation. Vous recevrez des instructions au sujet des travaux notés pendant les séances de laboratoire. Cette information est également disponible sur le site web des laboratoires. Chacun des 4 laboratoires vaut 25% de la note finale des laboratoires BIO1530. Il n’y a pas d’examen final pour les laboratoires BIO1530. La composante laboratoire vaut 20% de la note finale de BIO1530. Il n’y a pas de note minimale de laboratoire à obtenir pour passer le cours BIO1530. Néanmoins, les conditions de présences doivent être remplies afin de recevoir une note.

Présence aux laboratoires et Absences : Avec Justification : Même avec une justification, vous devez être présent à 3 des 4 laboratoires ET remettre les travaux associés aux laboratoires auxquels vous assistez. Le cas contraire, les laboratoires vaudront 10% du cours et les 10% restant seront transférés à la partie théorique. En cas d’absence pour raison médicale vous devrez fournir une note médicale à votre démonstrateur/trice ou au coordonnateur des laboratoires. Tous les billets d’absence doivent être transmis dans les 7 jours, ou vous recevrez un zéro pour le laboratoire manqué.

Sans Justification : Vous devez assister à 3 des 4 laboratoires et remettre 80% travaux notés. Tout manquement à ces conditions résultera en l’obtention d’un zéro pour la composante laboratoire.

Si vous manquez un laboratoire pour des raisons non médicales, contactez [email protected] le plus rapidement possible pour reprogrammer votre laboratoire. Si c’est trop tard, contactez le coordonnateur aussitôt que possible. Vous recevrez un zéro pour tout laboratoire manqué sans justification.

Introduction

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Si vous savez à l’avance que vous serez absent(e) à un des laboratoires, contactez [email protected] aussitôt pour reprogrammer votre séance (une justification sera nécessaire).

Format des rapports de laboratoire : Format : Imprimé (sauf dessin, schémas et graphiques) sur papier blanc, 8.5 x 11 pouces (interligne 1.5, 12 pts). Commencez par une page de titre (voir l’exemple sur la page 8), agrafez les pages en haut à gauche. Ne remettez pas votre rapport dans un cartable, ni dans une chemise en plastique (ce matériel sera recyclé sans vous être rendu). Un fichier contenant des instructions précises pour chacun des laboratoires sera posté sur la page du site web dédiée à chaque laboratoire. Les rapports de laboratoires doivent respecter certains critères de qualité. Par exemple, les rapports contenant des pages arrachées d’un cahier ne seront pas considérés et recevront un zéro. Contactez votre démonstrateur ou le coordonnateur si vous avez des questions à ce sujet.

À quelle date dois-je remettre mon rapport ? La date de remise des rapports sera indiquée par vos démonstrateurs. Les rapports doivent être remis le jour dû au plus tard à 17h00 (= un rapport remis à 17h05 est en retard d’un jour). Le bâtiment Biosciences est fermé la fin de semaine ainsi qu’après 18h00.

Est-ce que je peux remettre mon rapport en retard? Oui, mais pas plus de 24h en retard. De plus, 10% de pénalité sera appliquée. Après cela, vous recevrez un ZERO pour votre rapport, qui sera néanmoins corrigé. Note : La fin de semaine compte pour un jour, donc les rapports dus le vendredi doivent être impérativement remis avant le lundi 17h00 pour ne pas recevoir un zéro.

Où déposer mon rapport? Au rez-de-chaussée du centre de Bioscience. Entrez au 30 Marie Curie, passez les portes à gauche puis tournez à droite dans le hall de Biosciences en direction de la cours Husky. Les boîtes sont dans le recoin sur votre droite (voir plan sur le site web). Le centre BSC est fermé après 18h et les fins de semaine toute la journée.

Si vous remettez votre rapport dans la mauvaise boîte, une pénalité de de retard sera appliquée. Par exemple, si votre rapport est dû le lundi et que vous déposez votre rapport dans la boîte d’une section du mercredi, une pénalité de 2 jours (20%) sera appliquée. La pénalité de « mauvaise boîte » est de 10% par jour, jusqu’à 100%. Si vous remettez votre rapport dans la mauvaise boîte le même jour que votre rapport, une pénalité de 10% sera appliqué. En bref : Remettez votre rapport à la bonne date dans la bonne boîte ou vous perdrez des points! Si vous avez eu l’autorisation d’assister au laboratoire avec une autre section (voir Absence, ci-dessous), remettez votre rapport avec la section avec laquelle vous avez suivi votre laboratoire.

Plagiat : Lisez ceci attentivement avant de remettre votre premier rapport. Sauf instructions contraires, chaque étudiant doit remettre son propre rapport. De ce fait, chaque rapport doit être le fruit unique de votre travail et non une copie de l'ouvrage de quelqu'un d'autre. Même si vous consultez d’autres étudiants, ou partagez vos résultats avec votre partenaire de laboratoire, vous devez rédiger un rapport individuel. Si deux rapports (ou parties de rapports) identiques sont identifiés pendant la correction, un zéro

Introduction

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sera attribué comme note pour toutes les personnes concernées et un avertissement émis. Par « rapport » ou « partie d’un rapport », nous comprenons : tout texte, graphique, légende, tableau, dessin, ou autre partie remise dans un rapport (sauf la page de titre). Contactez votre TA ou le coordonnateur si vous avez des questions à ce sujet. Le plagiat d'un ouvrage, du travail d'un(e) autre étudiant(e), etc., constitue une fraude académique et est susceptible de sévères sanctions. Veuillez visiter la page dédiée à l’intégrité et aux infractions académiques : https://www.uottawa.ca/vice-recteur-etudes/lintegrite-etudes/ressources-lintention-etudiants/foire-aux-questions-faq Vous y trouverez des explications afin d’éviter le plagiat, et savoir ce qui est acceptable et ce qui est inacceptable concernant la citation des sources.

Aide supplémentaire Lisez soigneusement les documents disponibles sur le site web. La réponse à la plupart des

questions y figure, en particulier dans les fichiers d’instruction et les présentations pré-lab. Contactez votre démonstrateur/trice. Assurez-vous d’avoir toutes les informations nécessaires

pour le/la contacter : adresse courriel, heures de bureau. Si vous n’êtes pas disponible le jour des heures de bureau de votre démo, arrangez un rendez-vous ou consultez un(e) autre démo (les heures de bureau de tous les démonstrateurs sont disponibles sur le site web des laboratoires BIO1530.

En cas de problème ne pouvant pas être résolu par un démonstrateur, ou pour toute assistance supplémentaire, contactez-moi (le coordonnateur des laboratoires) à [email protected] (ou passez à mon bureau : BSC106).

Si vous avez des besoins particuliers pour les laboratoires, adressez-vous au service d’appui au succès scolaire pour obtenir de l’aide et de l’information, et/ou contactez le coordonnateur des laboratoires. En général, n’hésitez pas à contacter les membres de l’équipe d’enseignement si vous éprouvez des difficultés liées aux laboratoires BIO1530.

Bonnes manières & courriel Incluez toujours le code du cours dans la case sujet de votre courriel. Dans le message lui-même, indiquez votre nom et numéro d’étudiant (des salutations sont également appréciées). Les messages non signés et impolis seront ignorés. Utilisez votre courriel UOttawa si possible, les instructeurs utiliseront cette adresse pour vous contacter si nécessaire.

Accommodements et problèmes liés aux laboratoires N’hésitez pas à contacter le coordonnateur des laboratoires si vous éprouvez des difficultés avec les laboratoires. Si vous avez besoins d’accommodements particuliers pour des raisons médicales ou autres, visitez le site du service d’appui au succès scolaire (service d’accès) à www.sass.uottawa.ca, et/ou contactez le coordonnateur. Les accommodements ne permettent pas d’obtenir une extension pour la date de remise des rapports, car il s’agit d’un problème de gestion de votre temps, et non d’apprentissage. Bonne session,

Dr. Fabien Avaron, Coordonnateur des laboratoires de première année.

Exemple de page de titre :

Taux de transpiration chez les plants de tomate – Effets de la température et du mouvement d’air

Jean P. Dubois 1762847

BIO1530 Section A1

Démonstrateurs:

Anthony Leclerc et Céline Gallant

24 Septembre 2019

Département de Biologie

Université d’Ottawa

*pendant la sortie sur le terrain, vous devrez observer et identifier toutes les espèces de plantes qui figurent dans la liste, pas uniquement la plante qui vous a été assignée.

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Distribution des plantes à Mer Bleue

Objectifs Après avoir complété ce module, vous devriez être en mesure de :

Décrire les particularités de la végétation et des habitats à Mer Bleue Reconnaître les espèces de plantes dominantes à Mer Bleue Produire un graphique représentant fidèlement et efficacement des

données quantitatives Comprendre comment l’erreur d’échantillonnage affecte la capacité à

énoncer et éprouver des hypothèses scientifiques Énoncer une hypothèse quant à l’effet d’un facteur limitant la distribution

d’une espèce de plante Faire une prédiction sur la l’abondance et la distribution de cette espèce

suite à un changement du niveau d’eau à Mer Bleue.

Déroulement

Avant la sortie sur le terrain

1. Familiarisez-vous avec les sites d’échantillonnage et les espèces de plantes que vous verrez sur le terrain* en lisant attentivement le manuel de laboratoire

2. Visitez le site web des laboratoires (www.biolab1.uottawa.ca) afin de 1) lire la présentation Powerpoint et le fichier d’instruction pour le lab1, 2) observez les photos en couleurs des plantes dominantes du site de Mer Bleue et 3) prenez connaissance de la plante qui vous a été assignée* pour le rapport du laboratoire 1.

3. Prévoyez des vêtements appropriés à la température le jour de votre sortie, qui aura lieu quel que soit le temps. Apportez de quoi écrire et prendre des notes (voir introduction).

4. Allez à la salle de bain, si nécessaire, avant de monter dans l’autobus.

5. Présentez-vous à 14h25 au plus tard (14h20 si possible) sur la rue Louis Pasteur entre CRX et Brooks. Dirigez-vous vers l’autobus que l’on vous aura désigné et donnez votre nom au démonstrateur. Aucun autre moyen de transport n’est permis. Vous ne pouvez pas vous rendre à Mer Bleue par vos propres moyens. Tout le monde doit prendre l’autobus. Il n’y aura pas d’exception. Si vous manquez le bus, n’utilisez PAS votre véhicule pour vous rendre à Mer Bleue. Contactez le coordonnateur des laboratoires.

Lab 1 – Distribution des plantes à Mer Bleue

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Pendant la sortie.

6. Suivez les directives données par vos démonstrateurs. Il est important que vous restiez dans votre groupe. Chaque groupe fera le circuit des 5 stations avant de revenir à l’autobus. (Environ 90 min). Le numéro de votre sous-groupe est celui de la station à laquelle vous commencez vos observations.

7. Remontez dans le même autobus qu’à l’aller et donnez votre nom au démonstrateur.

Après la sortie.

8. Dans les 18 heures après votre sortie (avant midi le lendemain) entrez vos données sur le site web des laboratoires BIO1530 (page du Lab1 entrée des données Mer Bleue).

9. Environ 24h après votre sortie, téléchargez les données combinées relatives à votre plante sur le site web des laboratoires (Lab1 données combinées Mer Bleue). Utilisez ces données pour faire votre graphique.

10. Une semaine après la sortie, remettez votre rapport comprenant votre graphique et les réponses aux questions, et ce avant 17h00.

11. Vous recevrez votre travail corrigé pendant votre second laboratoire.

12. Une semaine après votre lab 2, soumettez une seconde version de votre travail avec votre première version corrigée (facultatif).

13. Pour plus de détails au sujet du rapport Mer bleue, des dates de remises et des corrections, visitez le site web des labs BIO1530.

Description du site L’aire de conservation Mer Bleue est une zone protégée d’un peu plus de 30 km2 de terres humides qui est située environ 10 km au sud-est d’Ottawa (voir la carte sur le site web). Cette zone est d’un grand intérêt pour la conservation de la biodiversité parce qu’elle représente l’une des dernières zones à peu près intacte de tourbière dans le sud du Canada. C’est un refuge pour certaines espèces d’animaux et de plantes qui sont menacées d’extinction, dont la tortue ponctuée (Clemmys guttata).

La végétation qu’on y retrouve est assez semblable à celle retrouvée plusieurs centaines de km plus au nord dans la forêt boréale. Environ la moitié de la superficie de l’aire de conservation est une tourbière en forme de dôme. Les mousses de type sphaigne y poussent et libèrent des acides qui réduisent considérablement l’activité microbienne. Comme la décomposition est ralentie ou presque arrêtée, la mousse morte peut s’accumuler lentement (sur des centaines, voire des milliers, d’années) et finalement remplir les lacs et étangs jusqu’à former un dôme comme à Mer Bleue. L’habitat acide et semi-aquatique qui en résulte est colonisé


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par des plantes typiques que vous pourrez observer (bleuets, épinettes noires, cassandre, mélèze, etc.). La tourbière de Mer Bleue est située en bordure d’un marais dominé par les quenouilles et où les castors et rats musqués abondent. À la périphérie de la zone marécageuse on trouve des dunes de sable recouvertes d’une végétation caractéristique des terrains plus secs (tilleuls, vinaigriers, etc.…) ainsi que des plantations d’arbres résineux.

Votre tâche Vous allez devoir échantillonner visuellement la végétation dans 5 stations situées sur le site de Mer Bleue. En vous basant sur la liste d’espèces décrite ci-dessous, vous devrez indiquer quelles sont celles qui sont présentes sur la bande de terrain que vous échantillonnez.

Au retour, vous devrez entrer vos données en vous connectant au campus virtuel. Ceci permettra de combiner les observations de tous les étudiants partis sur le terrain le même jour.

1 semaine après votre sortie sur le terrain, vous devrez remettre un rapport de laboratoire utilisant les données combinées pour une espèce de plante qui vous a été assignée (utilisez l’outil d’assignation des espèces sur le site web des labs BIO1530 pour découvrir quelle est votre plante. Ceci peut être fait à n’importe quel moment).

Votre rapport contiendra :

1- Une Analyse graphique des données en représentant l’incidence de votre plante à travers les 5 stations d’observation (organisées selon un gradient sec → humide). Lisez les instructions dans le fichier d’instruction situé sur la page Lab1 du site web des laboratoires (www.biolab1.uottawa.ca)

2- La réponse aux questions énoncées dans le fichier d’instruction du lab1.

Pour plus d’info sur le rapport : www.biolab1.uottawa.ca

Modifié d’après un laboratoire créé par Antoine Morin.


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Index des plantes de Mer Bleue

Catégorie Nom Note

Grands arbres

Érable rouge Acer rubrum

Érable à sucre Acer saccharum

Merisier ou Bouleau jaune Betula alleghaniensis

Bouleau à papier Betula papyrifera

Frêne blanc Fraxinus americana Feuilles composées

Mélèze Larix laricina Aiguilles

Épinette noire Picea mariana Aiguilles

Pin rouge Pinus resinosa Aiguilles

Pin blanc Pinus strobus Aiguilles

Peuplier Faux-tremble Populus tremuloides

Cerisier tardif Prunus serotina

Tilleul ou bois blanc Tilia americana

Orme d’amérique Ulmus americana

Arbustes et arbrisseaux

Aulne rugueux Alnus incana

Cornouiller à feuilles alternes Cornus alternifolia Feuilles alternes

Cornouiller stolonifère Cornus stolonifera / Cornus Feuille opposéesd

Néprun bourdaine Frangula alnus

Aronia noir Photinia melanocarpa

Vinaigrier sumac Rhus typhina L. Feuilles composées

Saule Salix sp.

Buissons et petits arbustes

Framboisier Rubus idaeus Épines

Bleuet Vaccinium myrtilloides Petites plantes diverses

Aralie ou Salsepareille Aralia nudicaulis Feuilles composées

Asclépiade commune Asclepias syriaca Fruits

Aster à feuilles cordées Aster cordifolius Fleurs*

Cassandre caliculé ou faux bleuet Chamaedaphne calyculata Feuilles alternes

Quatre-temps Cornus canadensis

Rossolis à feuilles alternes Drosera rotundifolia Plante carnivore

Prêle des bois Equisitum sylvaticum

Linaigrette à feuilles étroites Eriophorum angustifolium Fruit

Kalmia à feuilles étroites Kalmia angustifolia 3 feuilles opposées

Lycopode foncé Lycopodium obscurum

Salicaire Lythrum salicaria

Matteuccie fougère à l’autruche Matteuccia struthiopteris Fougère

Onoclée sensible Onoclea sensibilis Fougère

Ptéridium des aigles Pteridium aquilinum Fougère

Thé du Labrador Rhododendron groenlandicum

Rudbeckie hérissée Rudbeckia hirta Fleurs

Silène ou Pétard Silene vulgaris Fleurs

Verge d’or Solidago species Fleurs possibles

Sphaigne Sphagnum spp.

Spirée blanche ou Thé du Canada Spiraea alba var. latifolia

Quenouille Typha latifolia

Vesce jargeau Vicia cracca Fleurs possibles

*Fleurs: vous devriez pouvoir observer des fleurs sur ces espèces en septembre


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Les espèces dominantes de plantes à Mer Bleue (Descriptions des plantes adaptées de Chambers et Bentley 1996)

Catégorie : Grands arbres

Figure 1.

Acer rubrum Red maple - Érable rouge Arbre de dimension moyenne, jusqu’à 25 m de hauteur. L’écorce jeune est lisse et gris pâle. Elle devient gris-brun avec

l’âge et forme des crêtes. Feuilles avec 3 à 5 lobes, ayant un sinus entre les lobes en forme

de V (les érables à sucre ont un sinus en forme de U). Surface supérieure est verte pâle. Le pétiole est souvent rouge.

USDA-NRCS PLANTS Database / Britton, N.L., and A. Brown. 1913. Illustrated flora of the northern states and Canada. Vol. 2: 495

Figure 2. Acer saccharum Sugar maple - Érable à sucre Grand arbre, jusqu’à 35 m de hauteur. L’écorce jeune est lisse et grise. L’écorce mature développe de

longues crêtes verticales qui sont relevées d’un côté. Feuilles à 5 lobes, à longue pointes obtuses, quelques dents

irrégulières, ayant un sinus entre les lobes en forme de U (les érables rouges ont un sinus en forme de V).

USDA-NRCS PLANTS Database / Britton, N.L., and A. Brown. 1913. Illustrated flora of the northern states and Canada. Vol. 2: 496. A

Observez les plantes de Mer Bleue en couleur sur www.biolab1.uottawa.ca


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Figure 3. Betula alleghaniensis Yellow birch - Merisier ou Bouleau jaune

Arbre pouvant atteindre 25 m Feuilles alternes, simples, 8-10 cm de long, de forme générale

ovale et comportant une extrémité pointue. La face supérieurs est vert-jaune, la face inférieure est plus pâle, avec 9 ou plus veines par côté.

L’écorce jeune varie du rougeâtre brillant au jaune ou bronze. L'écorce s’assombrit en vieillissant et se détache en pellicules frisées.

Modifié d’après: Chambers, Legasy and Bentley – Forest Plants of Central Ontario – ©1996 Lone Pine Publishing & Queen’s printer.

Figure 4. Betula papyrifera

Paper or White birch - Bouleau à papier

Arbre pouvant atteindre 30 m Feuilles alternes, simples, 6-8cm (long.) en forme de cœur,

bidentée. La face supérieurs est vert foncé, la face inférieure est plus pâle.

L’écorce caractéristique de cet arbre est mince, lisse, rougeâtre chez l’arbrisseau, blanche et ayant l’apparence du papier chez l’adulte.



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Figure 5. Fraxinus americana

White ash - Frêne blanc

Arbre pouvant atteindre 30 m. Feuilles composées formées de 5-9 (normalement 7) folioles.

Chaque foliole est 6-15 cm de longueur, de forme ovale à lancéolée, dessous des folioles est glabre sauf le long des nervures.

Rameaux et pétioles glabres. L’écorce mature a des crêtes qui s’entrecroisent, formant des

losanges réguliers.

USDA-NRCS PLANTS Database / Britton, N.L., and A. Brown. 1913. Illustrated flora of the northern states and Canada. Vol. 2: 725.

Figure 6. Larix laricina

Tamarack or larch - Mélèze

Arbre de taille moyenne (10 – 15 m) Les aiguilles (2-3 cm) sont douces, en touffes le long des

branches et tombent à l’automne.



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Figure 7. Picea mariana Black spruce - Épinette noire

Arbre de taille moyenne (7 – 10 m) Les aiguilles sont courtes (1 cm), raides, à bouts arrondis et

disposées tout autour de la branche. Les cônes sont petits (2-3 cm) et restent sur l’arbre.


Figure 8. Pinus resinosa Red pine - Pin rouge

Grand arbre (25-35 m) au tronc très droit. L’écorce est sillonnée, rougeâtre. Les aiguilles sont groupées par deux, raides, longues (10-15

cm). Les cônes sont ovales (3 – 4 cm).



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Figure 9. Pinus strobus

White pine - Pin blanc

Très grand arbre pouvant atteindre 50 m. Les arbres très vieux peuvent avoir une forme irrégulière.

Les aiguilles (6 – 10 cm), sont douces et en groupe de cinq. L’écorce du jeune est gris-vert et devient plus sombre et

crevassée avec le temps.


Figure 10. Populus tremuloides Trembling aspen - Tremble ou Peuplier faux tremble

Hauteur 10 – 15 m. L’écorce est lisse, d’apparence cireuse, vert pâle presque blanc.

Avec l’âge l’écorce devient grise et crevassée. Les feuilles sont presque rondes au bout pointu. Le pétiole est

mince et aplati ce qui fait trembler les feuilles à la moindre brise.



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Figure 11. Prunus serotina Black cherry - Cerisier tardif

Arbre de dimensions moyennes (jusqu’à 22 m de hauteur). L’écorce jeune est lisse, rouge-brune foncée avec lenticelles

horizontales grisâtres. L’écorce mature se divise en écailles, mais les lenticelles sont encore visibles.

Feuilles alternes, lancéolées, pointe aiguë, dessus vert foncé, dents à extrémité aiguë et incurvée, dessous de la feuille est couvert des poils oranges à chaque côté de la nervure médiane.

United States Department of Agriculture Forest Service Collection, Hunt Institute for Botanical Documentation, Carnegie Mellon University, Pittsburgh, PA

Figure 12. Tilia americana Basswood - Tilleul ou Bois blanc

Grand arbre (20 – 25 m). Feuilles en forme de cœur (longueur 10 cm et largeur 10cm),

pointues, finement dentelées, alternes qui tombent à l’automne. La base des feuilles est asymétrique.

Les fruits sont petits (diam. 0.5 – 1.0 cm) en paquets sur une bractée en forme de feuille.

L’écorce est foncée et légèrement sillonnée sur les arbres matures.



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Figure 13. Ulmus americana American elm - Orme d'Amérique

Grand arbre (jusqu’à 35 m) Feuilles alternes, ne sont pas en forme de cœur, 10-15 cm de

longueur, terminant en pointe aiguë. La base de la feuille est hautement asymétrique. Dessus de la feuille est vert foncé et rugueux. Le dessous est pâle et légèrement pubescent.

Écorce brun grisâtre foncé, creusée profondément, devenant tacheté de gris cendré et écailleuse avec le temps.


Catégorie: Arbustes et arbrisseaux

Figure 14. Alnus incana Speckled alder - Aulne rugueux

Arbuste ou petit arbre (2-4 m de haut). Les feuilles sont alternes, simples ovales, épaisses, doublement

dentelées. L’écorce est lisse, foncées, marquée de lenticelles (aspérités

colorées à la surface de l’écorce). Petits cônes ligneux.



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Figure 15. Cornus alternifolia Alternate-leaved dogwood - Cornouiller à feuilles alternes

Arbuste ou petit arbre 1-10m. Feuilles alternes, mais parfois concentrées à l’extrémité des

branches ou elles peuvent avoir l’air opposées en en verticille. Fleurs terminales formant une cyme aplatie. Baies bleu foncé.


Figure 16. Cornus stolonifera / Cornus sericea Red-osier dogwood - Cornouiller stolonifère ou Hart rouge

Arbuste 1-3m. Feuilles opposées. Fleurs terminales formant une cyme aplatie. Fruits blancs ou

bleuâtres. Jeunes branches rouge à pourpre.



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Figure 17. Frangula alnus Glossy buckthorn – Néprun bourdaine

Arbrisseau pouvant atteindre 6m. Tronc court couvert de pores clairs et allongés (lenticelles). Feuilles vert sombre, lustrées, font 5-8cm de long et 3-5cm de

large. Elles sont simples, principalement alternées et possèdent un bord lisse.

5 à 10 veines proéminentes par côté. Fleurs verdâtres à jaunes, 6mm de large maximum. Fruits allant du vert au rouge à pourpre-noir selon la maturité

(Août-Septembre). Baies charnues de 7mm de diamètres. Les fruits pendent en grappes.

Adapté de Zelimir Borzan, Université de Zagreb. Bugwood.org 2001. Creative Common Attributions.

Figure 18. Photinia melanocarpa (Aronia melanocara) Black Chokeberry – Aronia noir

Arbuste pouvant atteindre 2.5m Feuilles alternes, ovales ou elliptiques, pointues. Feuilles de 1-4cm de large et 2-8cm de long finement dentelées. Pétiole de 2-10mm avec stipule en forme de feuille Fleurs blanches en groupe de 5 à 15. Fruits pourpres à noirs, 6-10mm de diamètre, en grappes.

Modifié d’après: Forest Plants of Central Ontario –Chambers, Legasy and Bentley – ©1996 Lone Pine Publishing & Queen’s printer.


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Figure 19. Rhus typhina L. Staghorn sumac - Vinaigrier sumac

Arbuste pouvant atteindre 6 m de haut. Feuille alternes et composées, divisées en 11-31 folioles. Rachis central (prolongement du pétiole), rougeâtre et

recouvert de poils (30-50cm de long). Fruits rougeâtres recouverts de duvet, regroupés en larges

grappes en forme de cônes pointant vers le haut (Juillet-Août et persistent durant l’hiver).

USDA-NRCS PLANTS Database / Britton, N.L., and A. Brown. 1913. An illustrated flora of the northern United States, Canada and the British Possessions. Vol. 2: 481.

Figure 20. Salix spp.* Willow - Saule

Arbuste (1.5 – 2.5 m) à tige multiple. Souvent en groupes mono-

spécifiques. Feuilles alternes, étroites (long. 7 – 15 cm, larg. 2 cm) pointues,

finement dentelées, face inférieure blanchâtres.


*spp signifie « espèces ». Vous pouvez donc noter toutes les espèces appartenant au genre Salix dans cette catégorie.


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Catégorie: Buissons et petits arbustes

Figure 21. Rubus idaeus Raspberry - Framboisier

Tiges dressées (100-150 cm) avec faibles épines. Feuilles alternes composées comprenant 3-5 folioles.


Figure 22. Vaccinium myrtilloides Blueberry - Bleuet

Arbuste (20-60cm) Feuilles alternes souvent coriaces. Rameaux et feuilles comportent de nombreux poils. Feuilles non dentelées Fruit bleu ou rouge.



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Catégorie: Plantes diverses de petite-moyenne taille

Figure 23. Aralia nudicaulis Wild sarsaparilla - Aralie à tige nue ou salsepareille

Plante herbacée de 20-40 cm de haut. Tige unique et courte se divise pour porter 3 feuilles composées

formées de 5 folioles. Folioles 5 à 12 cm de long, finement dentées Fruit pourpre-noirâtre.

Modifié d’après: A Flora of New York. John Torrey 1843. New York by Appleton & Co., and Wiley & Putnam.

Figure 24. Asclepias syriaca Common milkweed - Asclépiade commune

Plante herbacée pubescente à tige robuste 100-150cm. Fleurs très odorantes en grappes roses ou pourpres. Feuilles opposées longues (10-20cm) couvertes de fins poils

blancs. Gros fruit ovoïde (8-10cm) vert pâle et recouvert de

protubérances pointues. Les graines sont très nombreuses, possèdent une aigrette blanchâtre et soyeuse.



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Figure 25. Aster cordifolius Heart-leaved aster – Aster à feuilles cordées

Plante vivace, haute de 20-120 cm Tige fleurie, quasiment glabre. Feuilles basales en forme de cœur, 3.5-12 cm de long et 2.5 à

7cm de large. Les feuilles supérieures sont lancéolées, plus petites et dépourvues de pétioles.

Inflorescence organisée en panicule qui renferme à la fois des fleurs ligulées (plates et radiales) bleues ou violettes (en périphérie), et des fleurs tubulaires jaunes ou violettes (à l’intérieur). Le bouton central est jaune.


Figure 26. Chamaedaphne calyculata

Leatherleaf - Cassandre caliculé ou faux bleuets

Arbuste de forme irrégulière et asymétrique d’environ 60cm de haut.

Feuilles alternes, coriaces (ressemblent à du cuir), oblongues ou ovales (longueur : 1 – 5 cm), légèrement dentelées et dressées vers le haut

Les fleurs terminales, petites et en forme de cloche fleurissent au printemps ou début de l’été.



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Figure 27. Cornus canadensis Quatre-temps - Bunchberry

Plante vivace Tiges fleuries de 10-20cm de haut 4 à 6 feuilles, opposées et sans pétiole Feuilles de 2 à 7 cm de longueur, comportant 7 à 9 veines Inflorescences composées de 4 bractées blanches ressemblant

à des pétales et entourant de petites fleurs vertes ou violettes (Juin-Juillet)

Petites baies rouges-écarlates (Juillet à Août)


Figure 28. Drosera rotundifolia Round-leaved sundew - Rossolis à feuilles rondes

Petite plante carnivore (2cm à 15cm quand la fleur et présente) Feuilles ovales couvertes de pseudo-poils rouges et secrétant

un suc digestif.



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Figure 29. Equisetum sylvaticum Woodland Horsetail – Prêle des bois

Prêle vivace pouvant atteindre 50 cm Tiges stériles verte organisées en verticilles portant des

branches en plumeau. Cônes sporifères de 1.5-3 cm en position terminale sur une tige

de 2 à 6 cm de long.

Watson, L., and Dallwitz, M.J. 2004 onwards. The Equisetum species (horsetails) of the British Isles. Version: 21st June 2009.

Figure 30. Eriophorum angustifolium Cottongrass - Linaigrette à feuilles étroites

Plante vivace à feuilles longues et étroites (20-60 cm) Fruit présentant de nombreuses soies blanches.

Forest Plants of Central Ontario –Chambers, Legasy and Bentley – ©1996 Lone Pine Publishing & Queen’s printer.


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Figure 31. Kalmia angustifolia Sheep laurel - Kalmia à feuilles étroites

Arbuste (15-100 cm de haut). Feuilles opposées ou en verticille de 3 feuilles. Feuilles allongées, pointues. Dessous de la feuille vert pale, face

supérieure légèrement plus foncée. Les feuilles terminales pointent vers le haut alors que les

feuilles basales tombent vers le bas. Fleurs roses ou pourpres en juin.

E.L. Core and N.P. Ammons 1958. Woody Plants In Winter p.252. West Virginia University Press.

Figure 32. Lycopodium obscurum

Ground pine - Lycopode foncé

Petite plante herbacée (haut. 10 cm). Se propage à partir de rhizomes (une tige sous-terraine).



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Figure 33. Lythrum salicaria Purple loosestrife - Salicaire

Plante herbacée vivace de 60-150 cm. Feuilles embrassantes (=absence de pétiole) à la base. Épis terminaux de fleurs pourpres.

USDA-NRCS PLANTS Database / Britton, N.L., and A. Brown. 1913. Illustrated flora of the northern states and Canada. Vol. 2: 581. Figure 34. Matteuccia struthiopteris

Ostrich fern - Matteuccie fougère-à-l'autruche

Très grande fougère (60-230 cm). Les longues feuilles sont étroites à la bases et larges à leur

extrémité distale (35cm ou plus) Feuilles non ramifiées, poussent en groupe. Fructifications distinctes des frondes vertes



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Figure 35. Onoclea sensibilis Sensitive fern - Onoclée sensible

Fougère à fronde triangulaire (45-60 cm haut). Contrairement à la plupart des fougères les folioles sont

légèrement ondulées au lieu d’être bien divisées.


Figure 36. Pteridium aquilinum Bracken fern- Ptéridium des aigles

Fougère à fronde triangulaire et à tige raide (30-100 cm).

Fronde divisée en 3 ramifications (parties).



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Figure 37. Rhododendron groenlandicum Labrador tea - Thé du Labrador

Petit arbuste (Haut. 30-120 cm). Feuilles alternes, épaisses, cireuses sur la face supérieure. La

face inférieure est couverte de petits poils bruns à oranges. Les rebords des feuilles sont très recourbés.

Modifié d’après: USDA-NRCS PLANTS Database / Britton, N.L., and A. Brown. 1913. Illustrated flora of the northern states and Canada. Vol. 2: 677.

Figure 38. Rudbeckia hirta Black-eyed Susan - Rudbeckie hérissée

Plante hispide (poilue) dans toutes ses parties (30-100cm). Les fleurs ont un disque central noirâtre entouré de pétales

jaunes.



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Figure 39. Silene vulgaris Maiden’s tears - Silène ou Pétard

Plante vivace 15-45cm, ramifiée dès la base. Fleurs blanches globuleuses en forme de cloche.

Source: file Nsr-slika-366.png from Wikimedia commons (commons.wikimedia.org).

Figure 40. Solidago species Golden Rod (several species) - Verge d’or (plusieurs espèces)

Plante vivace 30-150cm de haut Feuille alternes, sans pétiole, lancéolées, 6-13cm de long et 0.5-

1.8cm de large Feuilles nombreuses et serrées, dentelées Inflorescence (capitule) jaunes 2-3mm de haut Les fleurs individuelles sont nombreuses (jusqu’à 30), et situées

sur la face supérieure des branches qui sont souvent courbées, et arrangées en groupement triangulaire (ex : Solidago canadensis)



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Figure 41. Sphagnum spp. Sphagnum moss - Sphaigne

Petite (1-10 cm) plante verte non vasculaire, composée d’une

tête (capitule, 1.5 cm larg.) de "feuilles" et d’une "tige". La couleur varie selon l’exposition au soleil (de vert à rouge-

pourpre)

BIODIDAC Jon Houseman

Figure 42. Spiraea alba var. latifolia White meadowsweet - Spirée blanche ou Thé du Canada

Arbuste 1-2 m. Feuilles alternes, simples, elliptiques (5 cm

long.), finement dentelées. Petites fleurs blanches en panicules

étroites.

Spiraea latifolia : Adapted from: Chambers B. Legasy, K and Bentley, C. - Forest plants of central Ontario.p.68 - ©1996 Loner pine publishing, ON.

Spirea alba : Adapted from: Chambers B. Legasy, K and Bentley, C. - Forest plants of central Ontario.p.67 - ©1996 Loner pine publishing, ON.


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Figure 43. Typha latifolia Cattail or Bulrush - Quenouille

Plante herbacée poussant en groupe. Les feuilles sont longues (long.1 – 2.5 m, larg. 0.6 – 2.5 cm). À l’automne, la quenouille produit une fleur en forme de cigare

brun qui libère des graines.


Figure 44. Vicia cracca

Cow vetch - Vesce jargeau ou jargeau

Plante vivace à tiges grimpantes. Fleurs bleues ou violettes.



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Les sites d’échantillonnage

Figure 45. Photo aérienne du secteur de la promenade

de l’aire de conservation Mer Bleue où se font les

observations.

Station 1 - Le champ Situé sur la dune de sable, ce champ abandonné est probablement l’habitat le plus sec. Exposée au soleil, les plantes reçoivent beaucoup de lumière et sont exposées aux vents desséchants. On y retrouve de nombreuses graminées, plusieurs plantes vivaces et des arbustes. Station 2 - Le marais Royaume des quenouilles, le marais est un habitat quasi aquatique où l’eau est toujours disponible. Le ruisseau qui l’alimente apporte des éléments nutritifs et favorise l’oxygénation ce qui permet la décomposition de la matière organique et empêche l’accumulation de tourbe.

Station 3 - La tourbière Ici l’eau est recouverte d’un tapis de 1 à 7m de sphaignes, d’arbustes et de racines. L’eau qui la plupart du temps imbibe la sphaigne, est très acide et désoxygénée ce qui empêche la décomposition. Au fond, la tourbe s’accumule pour éventuellement remplir le lac. Station 4 – L’écotone À la périphérie de la tourbière, près du marais, cette station représente une zone de transition. Plus sec que dans la tourbière et le marais, le sol permet une meilleure croissance des arbres mais demeure acide. Station 5 – La Forêt Sur la dune de sable, cette station qui borde le marais a un sol bien drainé où de nombreux arbres y forment une voûte complète. Cette station est divisée en 2 parties : la partie basse, plus proche du marais et plus humide et la partie haute, plus sèche.

Références: Forest Plants of Central Ontario – Chambers, Legasy and Bentley – ©1996 Lone Pine Publishing & Queen’s printer.

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i Panneau d’information

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Stationnement

WC

Sentier

Ruisseau

Trottoir de bois

Sens de rotation entre les stations

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Littérature scientifique Laboratoire créé par Antoine Morin

Objectifs Après avoir complété ce module, vous devriez pouvoir:

• Évaluer si une publication sur papier ou électronique peut être considérée comme une publication scientifique originale

• Effectuer une recherche bibliographique en utilisant les ressources en ligne de l’Université d’Ottawa, notamment Web of Science

• Trouver une copie électronique d’une publication scientifique détenue par le réseau des bibliothèques de l’Université d’Ottawa

• Citer correctement des publications scientifiques dans des travaux ou des rapports de laboratoire

• Détecter le plagiat, savoir quelles sont les considérations éthiques ainsi que les sanctions possibles d’une fraude académique à l’Université d’Ottawa.

• Bâtir une base de données bibliographique, insérer des citations dans un texte et générer une bibliographie en utilisant un logiciel de gestion bibliographique (Mendeley).

Introduction Les connaissances scientifiques, pour être utiles, doivent être communiquées d’une manière crédible. La communication écrite, que ce soit sur papier ou sous une forme électronique, facilite la diffusion des connaissances scientifiques et autres. Cependant, la qualité des écrits varie. Les techniques modernes permettent désormais à quiconque de publier presque n’importe quoi. Le scepticisme est de bon aloi en science, et il peut paraître difficile d’évaluer la véracité de certains faits. Un bon jugement est donc nécessaire mais non suffisant pour évaluer la crédibilité ou la véracité d’une information. Les erreurs, fraudes, plagiats et canulars existent en science comme ailleurs. En utilisant notre jugement et en choisissant judicieusement nos sources d’information, on peut réduire considérablement le risque de se tromper et augmenter la crédibilité de nos écrits. En science, la source privilégiée d’information est la revue scientifique arbitrée (également appelée revue à comité de lecture) qui contient des publications scientifiques originales. Ce module vise à vous faire découvrir, si vous ne les connaissez pas déjà, certains aspects de l’entreprise scientifique. La première partie porte sur les publications scientifiques originales, leurs caractéristiques et le mécanisme usuel menant à leur publication dans une revue scientifique arbitrée. La deuxième partie, plus pratique, porte sur les outils en ligne à votre disposition à l’Université d’Ottawa. Ces outils vous permettront de

Lab2 – Littérature scientifique

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faire des recherches bibliographiques et de mettre la main sur des publications scientifiques originales. La troisième partie décrit quand et comment citer des sources bibliographiques pour éviter de commettre un plagiat et de risquer les sanctions prévues dans les cas de fraude académique.

Publications scientifiques originales et revues arbitrées

1- Définition

Une publication scientifique originale est un rapport ou article décrivant et interprétant les résultats d’observations, d’expériences ou d’analyses statistiques. La publication doit contenir une description de la méthodologie scientifique utilisée pour obtenir les résultats, ce qui permet au lecteur d’en évaluer la validité. Par originale, on entend non seulement que le contenu est original mais aussi que l’auteur (ou les auteurs) de la publication est celui ou celle qui a réalisé l’étude, par opposition à des revues de littérature, des livres ou des publications de vulgarisation dont les auteurs ne font que rapporter (et parfois imparfaitement) les résultats d’études effectuées par d’autres. De plus, pour être considérée crédible, la publication doit avoir été évaluée par des experts dans le domaine avant d’être publiée. Ce processus de révision distingue les revues scientifiques arbitrées des autres. Les quotidiens (tels que le Ottawa Citizen ou Le Droit) et les magazines (tels que le National Geographic ou Science et Vie) ne publient pas des articles scientifiques originaux. Les articles qu’on y trouve sont généralement rédigés par des journalistes qui ne sont pas des experts de la discipline, ne contiennent typiquement pas une description détaillée de la méthodologie expérimentale, et leur contenu scientifique est très rarement évalué par des experts du sujet (quoique le processus éditorial de ces publications puisse par ailleurs être très critique). Par conséquent, ces sources, aussi stimulantes soient-elles, ne sont pas considérées des sources crédibles d’information scientifique. L’immense majorité des sites web ne sont également pas considérés comme des sources crédibles d’information scientifique, soit parce que l’auteur n’est pas identifié, parce que l’information qu’on y retrouve n’a pas été révisée par des experts, ou parce que la méthodologie expérimentale utilisée pour obtenir l’information n’est pas décrite. Il existe cependant des bases de données et des publications électroniques diffusées par l’entremise de l’Internet qui sont crédibles parce qu’elles sont révisées par des experts selon le même processus et aussi sévèrement que les publications scientifiques dans les revues arbitrées. Les manuels et encyclopédies générales ou spécialisées sont généralement des sources fiables d’information, mais pas au même titre que les publications scientifiques originales. Ces ouvrages de synthèse ne


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présentent que rarement les détails de la méthodologie employée pour obtenir l’information, ne couvrent que superficiellement plusieurs sujets, et ne rendent généralement pas compte des recherches les plus récentes (à cause des délais de rédaction de ces ouvrages titanesques). Bref, si l’auteur n’est pas identifié, si celui-ci n’a pas été impliqué directement dans la réalisation des travaux rapportés, si la méthodologie détaillée (ou les données brutes) ne sont pas disponibles ou si la révision n’a pas été effectuée par des spécialistes du sujet, il peut être risqué de prendre au pied de la lettre le contenu d’une publication scientifique.

2- Revues scientifiques arbitrées

Il existe plusieurs milliers de revues scientifiques arbitrées, et la plupart sont des revues spécialisées dans une sous-discipline. Nature et Science, deux des revues scientifiques les plus prestigieuses, publient cependant des articles originaux dans presque toutes les disciplines scientifiques. La qualité des revues varie, certaines revues sont plus exigeantes que d’autres et ont meilleure réputation. Plusieurs choix s’offrent donc aux auteurs d’articles scientifiques originaux qui désirent les faire publier dans une revue scientifique arbitrée. Comme un article ne peut être publié que dans une seule revue et que les règles d’éthique empêchent de soumettre un article dans plus d’une revue à la fois, l’auteur a avantage à sélectionner la meilleure revue. Comment identifier les meilleures revues et les distinguer des revues de deuxième plan? Les meilleures revues ont généralement mérité leur réputation: sur une assez longue période de temps, elles ont publié et largement diffusé d’excellents articles dans une discipline donnée. Ces articles ont non seulement étés lus mais ils ont aussi été fréquemment cités dans d’autres articles publiés subséquemment dans cette même revue et ailleurs. Les chercheurs chevronnés ont donc une bonne idée de la qualité relative des revues scientifiques publiant dans leur domaine de spécialisation. Pour les autres, l’ « Institute of Scientific Information » publie des statistiques telles le facteur d’impact basé sur la fréquence des citations. Le facteur d’impact (Impact Factor) est une mesure du nombre moyen de fois que les articles publiés dans une revue ont été cités pour une période donnée. C’est une métrique objective, mais qui doit être utilisée avec discernement. En effet, cette statistique varie considérablement selon le type d’article (les articles de revue sont plus fréquemment cités) et la discipline. De plus, comme le nombre de citations peut varier énormément d’un article à l’autre dans la même revue, cette métrique de la tendance moyenne ne tient pas compte de cette variabilité. Pour ces raisons, le facteur d’impact est souvent critiqué, quoiqu’en l’absence d’alternative, il demeure un indice fort utile.


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3- Processus usuel de publication dans les revues arbitrées

De quelques semaines à plusieurs années peuvent s’écouler entre le moment où un article est soumis à une revue scientifique arbitrée et le moment ou cet article est publié. Le délai dépend de la revue, de l’étendue des modifications requises pour rendre l’article publiable dans la revue choisie, et de la rapidité à laquelle les auteurs, les éditeurs, l’imprimeur et les arbitres travaillent! Les étapes usuelles sont les suivantes: • Après de multiples versions préliminaires et une révision par tous les coauteurs, un manuscrit est envoyé à l’éditeur d’une revue scientifique • L’éditeur, ou un des éditeurs adjoints spécialisés sur le sujet du manuscrit demande à des experts du domaine (de 2 à 5) d’agir en tant qu’arbitres et leur envoie une copie du manuscrit. (1 semaine à 1 mois) • Les arbitres évaluent et critiquent le manuscrit anonymement (certaines revues, assez rares, font en sorte que les réviseurs ne puissent pas identifier les auteurs de l’article pour éviter les biais), et retournent leur évaluation à l’éditeur (ou l’éditeur adjoint) (1 semaine à 3 mois) • L’éditeur ou l’éditeur adjoint évalue la pertinence des critiques faites par les réviseurs et transmet à l’auteur les commentaires reçus ainsi qu’un verdict (accepté, accepté avec révisions, refusé). En pratique, presque tous les manuscrits doivent être révisés: il y a toujours des erreurs! (1 semaine à 1 mois) • L’auteur fait les révisions jugées nécessaires par l’éditeur ou retire sa soumission (peut-être pour soumettre l’article à une autre revue). La version révisée est retournée à l’éditeur avec une lettre détaillant les modifications faites ou justifiant le statu quo. (1 semaine à 1 an) • L’éditeur évalue si les modifications nécessaires ont été faites. Dans certains cas, il peut demander aux arbitres originaux de réévaluer l’article révisé. Généralement, un verdict final est rendu à cette étape. Si l’article est accepté, l’éditeur demande généralement à l’auteur de faire certaines corrections mineures (de présentation ou de style). (2 semaine à 2 mois) • L’auteur soumet une version finale à l’éditeur qui, lorsque tous les articles d’un numéro sont reçus, l’envoie à l’imprimeur. (1 semaine à 6 mois) • L’imprimeur envoie une copie des épreuves de l’article à l’auteur pour vérifier l’exactitude de la transcription et pour corriger les erreurs restantes. L’auteur retourne les épreuves à l’éditeur qui fait les dernières corrections et retourne tous les articles du numéro de la revue à l’imprimeur. (1 semaine à 2 mois) • L’imprimeur produit le numéro final qui est posté aux abonnés (2 semaines à 1 an).

Outils de recherches bibliographiques Cette section décrit les outils de recherche bibliographique mis à votre disposition sur le site web de la bibliothèque de l’Université d’Ottawa (http://biblio.uottawa.ca/fr). Une brève description des différents outils,


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des bases de données bibliographiques les plus couramment utilisées en biologie et un bref guide d’utilisation sont présentés pour vous permettre de compléter l’exercice associé à ce module. Si vous débutez une recherche bibliographique, il n’est pas nécessaire de vous rendre sur place; une bonne partie du travail peut se de n’importe quel ordinateur branché à l’Internet à l’aide des outils de recherche mis à votre disposition par la page web du réseau des bibliothèques. Le catalogue en ligne des bibliothèques, disponible depuis la page d’accueil de biologie, vous permet de déterminer si un titre donné est disponible à la bibliothèque. Cependant, ce catalogue n’est que de peu d’utilité pour débuter une recherche: le contenu des articles scientifiques n’y est pas indexé. Si vous y faites une recherche par mot-clé, seuls les livres apparaîtront dans la liste des documents que le système vous retournera.

Figure 1. Page d’accueil de la bibliothèque

Pour faire une recherche d’articles originaux, vous devrez vous brancher sur un des systèmes qui indexent le contenu des périodiques arbitrés. Le réseau des bibliothèques vous permet d’accéder à plusieurs banques bibliographiques depuis la page d’accueil en cliquant sur le lien « bases de données ». Trois des banques les plus utiles pour les recherches sur des sujets biologiques sont Web of Science, Scopus et Medline. Web of Science indexe les tables des matières de plus de 12000 publications scientifiques. C’est une base de données multidisciplinaire contenant un index des citations vous permettant de rechercher des articles qui en citent un autre. Scopus est un autre outil important qui contient plus de références que Web of Science, mais qui n’offre pas d’index de citation. Il s’agit néanmoins d’un outil de recherche très puissant.


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Medline est une base de données bibliographique couvrant les sciences biomédicales (environ 3900 revues). Cette base de données est accessible depuis le site PubMed (www.pubmed.org) qui est un service de la national library of medicine aux Etats-Unis. Ce laboratoire ne couvrira pas l’utilisation de PubMed / Medline, mais une fois à l’aise avec les bases de données de Web of Science, vous n’aurez pas de problème à utiliser ces autres ressources.

1- Connexion au réseau des bibliothèques

Vous pouvez accéder librement au contenu du réseau des bibliothèques à partir de n’importe quel ordinateur du campus de l’Université d’Ottawa, ou de votre domicile. Pour la connexion hors campus, consultez la page d’aide du site de la bibliothèque.

2- Connection à Web of Science

Sur la page d’accueil de la bibliothèque, cliquez le lien bases de données A-Z (en-dessous de Recherche), puis sélectionnez Web of Science dans la liste (il y a également un lien direct dans le panneau « fréquemment utilises » à la droite de la fenêtre.

Exemple de recherche par mot-clé dans Web of Science

1- Sélectionnez les mots-clés

Pour effectuer une recherche sur un sujet, par exemple l’effet des changements climatiques sur les tourbières de l’Ontario, il est nécessaire de procéder par étapes. On fait d’abord une recherche très générale afin d’identifier un grand nombre de références potentiellement intéressantes, puis on procède à une recherche de plus en plus pointue jusqu’à ce que le nombre de références obtenues devienne plus raisonnable. Notez que c’est un processus itératif et que l’on doit souvent procéder en suivant plusieurs pistes. Une bonne approche consiste d’abord à définir les concepts principaux de notre sujet. Pour notre exemple, on pourrait définir trois concepts:

1. Climat 2. Tourbière 3. Ontario

Ensuite, on peut penser à des synonymes ou des concepts plus pointus qui pourraient servir à affiner notre recherche: 1. Climat: changements climatiques, température, réchauffement 2. Tourbière: Tourbe, mousse, sphaigne 3. Ontario: Amérique du Nord, Canada, Ontario Cette analyse préliminaire complétée, on peut effectuer une première recherche en utilisant chaque concept individuellement, puis une autre qui combinera ces 3 concepts:


43

1. Végétation ou tourbière 2. “changement climatique“ 3. Canada ou Ontario

La recherche devant se faire en anglais les termes seront : 1. bog or vegetation 2. ‘’climate change’’ 3. Canada or Ontario Notez la conjonction OR dans les termes 1 et 3, appelé un opérateur. Celui-ci signifie que la recherche retournera les articles qui contiennent un des deux termes. Dans le terme 2, les guillemets signifient que l’on recherche les deux mots dans cet ordre.

2- Débutez la recherche

Entrez le premier concept dans le champ de recherche du haut et assurez-vous que le type de mot-clef recherché indique bien Topic (sujet) dans le menu déroulant situé à droite du champ.

Figure 2. We of Science Recherche générale. Entrez les deux premiers termes dans le champ de recherche et sélectionnez TOPIC comme type de mot-clef.

Après avoir cliqué sur SEARCH, on obtient l’écran suivant:

Figure 3. Fenêtre de résultats de la recherche.

On peut voir qu’il y environ 191,000 citations sur la végétation ou les tourbières. C’est beaucoup plus de références que ce que notre cerveau

Topic (sujet) est sélectionné dans le menu déroulant

Les mots‐clés associés au premier concept sont entrés ici

208,812


44

peut analyser. Répétez l’opération avec les concepts 2 et 3 (cliquez le lien Back to Search pour retourner à l’écran de recherche). Vous obtiendrez >292.000 et >252.000 références pour les concepts 2 et 3, respectivement, donc toujours trop de références. Pour réduire ce nombre, vous allez devoir combiner chacune des recherches que vous venez d’effectuer. Cliquez sur Search History, (en haut à droite de la fenêtre de recherche) ce qui vous conduira vers une page où apparaissent les recherches effectuées auparavant. Pour combiner les recherches, sélectionnez-les en cochant les cases dans la colonne « Combine Sets », choisissez AND comme operateur puis cliquez sur Combine.

Figure 4. Résultat des recherches après avoir utilisé les trois concepts de mots-clés.

Pour accéder aux résultats de cette recherche, cliquez sur le nombre de références qui apparaît dans la page de résultats (1581 en Juin 2019, cercle rouge sur la figure 4). Parmi ces articles, celui de Boulanger Y. et al. Publié en juin 2017 semble intéressant pour notre étude. Cliquez sur le titre pour ouvrir la fenêtre de description complète (Full record) de cet article (fig. 5). Note : vous pouvez choisir n’importe quel article si vous ne trouvez pas celui de l’exemple du manuel).

Figure 5. Description complète (« Full Record ») d’un article.

Cette page contient des informations importantes comme la liste complète des auteurs, le résumé (« abstract »), combien de fois l’article a été cité etc…


45

Ceci nous aidera à déterminer si cet article est intéressant ou non pour notre étude. Si cela est le cas, cliquez sur le bouton add to marked list (situé au-dessus du titre de l’article) afin de pouvoir le retrouver plus rapidement dans le futur. Vous pouvez également l’exporter vers un outil de gestion bibliographique en ligne, tel que Mendeley (nous verrons comment un peu plus tard). Cliquez sur Return to Search Results pour retourner vers la page de résultats et sélectionner plus d’articles.

Astuces pour la sélection des mots-clés La sélection des mots-clés est déterminante dans le succès d’une recherche bibliographique. Dans certains cas, on a la main heureuse. Souvent, on est moins chanceux, et il faut recommencer la recherche en utilisant un autre sous-ensemble de mots-clés. Quelques trucs peuvent vous aider: • Examinez la liste bibliographique à la fin de vos meilleurs articles • Si vous n’obtenez pas assez de références, ratissez plus large! Par

exemple, utilisez “Climatology” au lieu de “climate change”, ou “North America or nearctic” au lieu de “Canada or Ontario”

A l’opposé, si vous obtenez trop de références, utilisez des mots-clés plus spécifiques ou affinez vos résultats (voir paragraphe suivant).

Remarques : Effectuer une bonne recherche requiert du temps et parfois de l’ingéniosité. Gardez à l’esprit les quelques remarques suivantes: • Pour une recherche exhaustive, une bonne stratégie consiste à effectuer plusieurs recherches à partir de différents mots-clés, ou sur des bases de données différentes. • Pour vous simplifier la vie, consultez l’aide en ligne pour la syntaxe. En particulier, n’hésitez pas à utiliser les codes pour les suffixes et préfixes (“wildcards”).

Affinez vos recherches Vous pouvez réduire le nombre de références que vous obtenez en ajoutant des mots-clés. Vous pouvez également restreindre le nombre de résultats selon différents critères grâce au panneau « Refine Results », situé à la gauche de la page de résultats dans Web of Science. Vous pouvez filtrer par année de publication, le titre de la publication, les auteurs etc… Pour cela, cliquez sur un ou plusieurs critères (cliquez sur « More options/Values » pour afficher plus de choix), et cliquez sur « Refine ».

Accès en ligne au texte intégral des articles La version électronique de la plupart des articles est accessible en ligne et peut être téléchargée dans le format PDF. Différentes options s’offrent à vous pour cela :


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1- Parcourez la liste complète des périodiques accessibles électroniquement. Pour cela, cliquez sur le lien Revues électroniques A-Z situé sur la page d’accueil du réseau des bibliothèques. Vous pourrez ainsi parcourir les numéros courants et passés des périodiques et obtenir le texte intégral de leurs articles.

2- Accédez à la page de description complète (« Full Record ») d’un article (voir fig. 5). Vous y verrez un bouton « Full Text Options» situé au-dessus du titre de l’article. Cliquez sur ce bouton et plusieurs options s’offriront à vos. Choisissez « Full Text From Publisher » si cette option est présente. Alternativement, vous pouvez utiliser le bouton “Afficher /Get it”.

Trouver des articles qui en citent un autre Web of Science permet de trouver des références qui citent un article publié précédemment. Si vous avez trouvé une bonne référence, par exemple un article faisant une revue du sujet, vous pouvez faire une recherche qui vous donnera les articles qui ont cité l’article original. L’index de citation permet de faire cela très facilement dans Web of Science.

Par exemple, la recherche par mot-clé que nous avons faite précédemment nous a présenté l’article suivant :

Bunbury, J. “Holocene hydro-climatic change and effects on carbon accumulation inferred from a peatbog in the Attawapiskat River watershed, Hudson Bay Lowlands, Canada.” Quaternary Research (Orlando) Volume: 78 Issue: 2 Pages: 275-284 Published: SEP 2012

Il est très simple de trouver qui a cité cet article après sa parution. Pour cela, allez dans Web of Science Core Collection et entrez Bunbury J* dans la boite de texte. Assurez-vous que le menu à droite indique « Author » puisque vous venez d’entrer le nom d’un auteur. Ensuite, cliquez sur « +Add Another Field » pour entrer davantage d’informations, tapez l’année de publication « 2012 », puis sélectionnez « Year Published » dans le menu à droite (fig. 6). Cliquez sur « Search » pour lancer la recherche.

Figure 6. Recherche de références citées dans Web of science


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L’article “Holocene hydro-climatic change and effects (…)” apparait en haut de la page des résultats. Cliquez sur le titre pour afficher la page de description complète (Full Record Page) de cet article (fig. 7).

Figure 7. Page de description complète de l’article de J. Bunbury.

Sur cette page on peut voir sur le panneau de droite (Citation Network) que l’article a été cité 27 fois depuis sa publication. Cliquez sur « 27 Times Cited » pour afficher la liste des articles ayant cité celui de J. Bunbury. De cette façon, vous pourrez trouver des articles intéressants qui font référence à l’article de J. Bunbury (2012).

Trouver des articles qui citent les mêmes références Web of Science permet également de trouver des articles qui citent des sources similaires et qui pourraient avoir échappé à vos recherches par mots-clés. Sur la page de description complète d’un article, cliquez sur View Related Records dans le panneau de droite pour obtenir la liste des articles qui partagent le plus grand nombre de références avec celui de Bunbury.

Le catalogue des bibliothèques En plus des articles scientifiques, il est important de savoir comment mettre la main sur un bon livre de référence qui pourra vous aider à bien maîtriser votre sujet de recherche. La bibliothèque Morisset possède une large collection de livre et nombre d’entre eux peuvent être consultes en ligne sur votre ordinateur personnel.

Effectuer une recherche avec le catalogue des bibliothèques

Pour cela, vous utiliserez la boite de texte Chercher+ située sur la page d’accueil de la bibliothèque (fig. 8). Cliquez sur le bouton Recherche avancée pour afficher plus d’option de recherche. Ensuite, entrez les mots-clés concernant notre nouveau sujet d’intérêt : L’évolution des vertébrés. La bibliothèque possède des ouvrages en Français et en Anglais. Dans cet exemple, nous utiliserons des mots-clés anglais : Vertebrate evolution. Entrez ces mots-clés en sélectionnant « Livres » comme format (nous ne sommes pas intéressés par les articles périodiques pour cette recherche).

27 Times Cited


48

Figure 8. Catalogue de la bibliothèque avec les options Chercher+ affichées

Les résultats apparaissent dans la fenêtre suivante : 612 livres ont été identifiés. Vous pouvez ajouter des mots-clés supplémentaires si nécessaire afin d’affiner votre recherche. Le second ouvrage (en Juin 2016) semble intéressant :

Figure 9. Résultat de la recherche.

En cliquant sur le titre, on peut consulter les détails liés à cet ouvrage, comme son emplacement et sa disponibilité. Certains ouvrages sont disponibles en ligne. Dans ce cas, cliquez sur le bouton « Online Access » directement sur la page de résultats (fig. 9)

Quand et comment citer vos sources?

Quand citer? Dans vos rapports et travaux, vous devrez citer vos sources lorsque vous présentez des faits précis, importants, ou des interprétations pouvant être contestées. Il n’est pas nécessaire d’avoir des références pour toutes les affirmations retrouvées dans vos textes. Les faits bien établis et les prémices généralement acceptées ne requièrent pas de références. Par exemple, dans un travail sur l’état des stocks de morue dans l’Atlantique Nord, il n’est pas nécessaire d’avoir une référence pour une affirmation comme “La morue est un poisson”, ni pour un énoncé aussi vague que “La morue est une des espèces probablement surexploitées au Canada”. Cependant, si l’énoncé est plus précis, comme “La morue est le poisson le plus menacé au Canada”, alors il devrait sans doute y avoir une référence.


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En supportant vos affirmations les plus importantes par de bonnes références, vos écrits seront plus convaincants et démontreront mieux votre maîtrise du sujet.

Que citer? Vous devrez citer la source originale des faits et opinions que vous rapportez. Vous ne devriez citer que des sources que vous avez personnellement consultées. La plupart du temps, dans vos travaux et rapports scientifiques, vous devrez citer les références originales ayant été publiées dans les revues arbitrées. Les articles de revue dans les périodiques arbitrés sont également d’excellentes sources. Les rapports gouvernementaux peuvent également être de bonnes références quant aux politiques ou aux statistiques. Cependant, ces rapports présentent rarement les détails méthodologiques et sont donc moins bien vus que les publications originales comme références pour supporter des affirmations. Les manuels, encyclopédies et articles de quotidiens ne sont généralement pas très bien vus. Le web, à moins que la source soit bien identifiée, crédible et que l’information ait été soumise à une révision par des experts, n’a que peu de crédibilité.

Comment citer? Vous devez citer vos sources en respectant 2 principes: 1. La source des faits ou opinions rapportés doit être clairement identifiable. 2. La référence donnée doit être suffisamment complète pour permettre à quiconque de retrouver la source sans équivoque. En pratique, les détails du format varient. Chaque revue scientifique a ses propres normes. Cependant, la présentation la plus courante en science est l’inclusion dans le texte du nom et de l’année de l’auteur (Mercier et al. 1999). Vous pouvez également utiliser votre référence comme sujet dans une phrase : « Mercier et collègues (1999) ont étudié les effets de …. ». De plus vous devez dresser une liste complète des références (la liste bibliographique) en ordre alphabétique à la fin du texte, dans un format similaire à ceci* : Mercier V, Vis C, Morin A & Hudon C (1999) Patterns in invertebrate and periphyton size distributions from navigation buoys in the st. lawrence river. Hydrobiologia 394, 83-91.

Il existe deux types de références aux sources dans un article scientifique: 1. Les citations dans le texte (ou citation en ligne), qui sont brèves afin de ne pas trop perturber la lecture de l'article. Elles apparaissent dans


50

différents formats, les plus courants étant le nom de l'auteur et l'année de publication (ex: smith 2012). Dans le cas d'une publication ayant 2 auteurs, leurs noms doivent être indiqués (Smith and Charles 2012). Si plus de deux auteurs ont contribué à l'article, et nom du premier auteur, suivi de et al. ("et autres") est inscrit (ex: Smith et al. 2012). La citation peut être également utilisée comme sujet d'une phrase. Dans ce cas le nom du ou des auteurs est écrit, suivi de l'année de publication entre parenthèse (ex: « Smith (2012) a montré que.... » ou « Smith et al. (2012) ont montré que.... »). Un autre format courant pour les citations dans le texte est d'indiquer un nombre ou une lettre (souvent en exposant) qui fait référence à un des articles de la liste bibliographique (voir ci-dessous).

2. La liste des références bibliographiques (ou "bibliographie") située à la fin du document, et qui contient toutes les références complètes, avec le nom de tous les auteurs, souvent le titre de l'article, le numéro, page et journal dans lequel l'article a été soumis. Cette information permet au lecteur de retrouver facilement l'article cité en utilisant un outil de recherche bibliographique. Il y a pratiquement autant de styles qu’il existe de publications, heureusement, la vaste majorité sont disponibles dans les outils de gestion bibliographiques.

Gestionnaire bibliographique Ce type d’outil, tel que Mendeley ou End Note, vous permet de stocker et d’organiser toutes vos références bibliographiques. Vous pouvez également insérer des citations dans un texte, générer la liste de références bibliographiques et de formater toutes les références dans de nombreux style de journaux prédéfinis à l’aide de ce type d’outil.

Utilisation d’un outil de gestion bibliographique

Introduction

Vous devez citer vos sources à chaque fois que vous présentez les données ou les idées de quelqu'un d'autre (sinon vous seriez coupable de plagiat, ou vol intellectuel). En conséquence, votre collection de références va rapidement grandir. Aussi, la gestion d'un grand nombre de références bibliographiques peut rapidement devenir très compliquée, surtout quand arrive le moment de retrouver une référence pour insérer une citation dans un document, ou bâtir et formater la liste des références. Vous pouvez éviter de nombreux problèmes en utilisant un logiciel de gestion bibliographique. Il existe de nombreux produits, dont Mendeley, qui est gratuit. Ce programme vous permet d'organiser vos références, insérer des citations dans un document, mettre en place et formater une liste de références bibliographique. Mendeley contient également un outil de recherche de références, mais il ne s'agit pas vraiment d'un outil de recherche, cette dernière fonction permet plutôt de récupérer une référence déjà identifiée en utilisant les bases de données du Web.


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Nous ne couvrirons ici que les méthodes permettant d'importer des références bibliographiques dans votre bibliothèque Mendeley ainsi que comment insérer des citations dans un texte et créer une liste de référence à la fin de celui-ci. Pour plus de détails, visitez la page Mendeley sur le site web de la bibliothèque.

1- Installer Mendeley

Mendeley consiste en 3 éléments : Le programme Mendeley lui-même qui gère et enregistre vos références bibliographiques Le module (plugin) de Microsoft Word pour insérer vos citations dans le texte et générer la liste bibliographique Le signet internet (bookmark) permettant d’ajouter des références depuis une base de données en ligne telle que Web of Science à votre bibliothèque Mendeley.

Voici la procédure à suivre pour installer ces éléments : 1. Le programme Mendeley peut être téléchargé à l’adresse suivante (les

liens sont présents sur la page 2 du site web des laboratoires) : https://www.mendeley.com/download-mendeley-desktop/ Sélectionnez la version qui correspond à votre ordinateur et installez le programme.

Lancez le programme Mendeley. Vous devrez créer un compte pour utiliser Mendeley. Notez ces informations car vous en aurez besoin plus tard. 2. Module Microsoft Word : Dans le programme Mendeley, allez dans

le menu Tools et cliquez sur « Install de MS Word Plugin » et suivez les instructions. Ceci ajoutera un nouvel onglet dans Word appelé REFERENCES (fig. 11)

3. Installez le signet pour importer les références. Dans votre navigateur internet (Chrome ou Safari), visitez l’adresse suivante : https://www.mendeley.com/import/ Suivez les instructions correspondant à votre navigateur internet. Ceci ajoutera un signet (bookmark) à votre navigateur.

2- Importer des références vers Mendeley

Il est très simple d’ajouter des références à sa bibliothèque en ligne Mendeley. Dans Web of Science, cliquez sur le titre d'un article d’intérêt. Ceci ouvrira la page de description complète de l’article, comme montré sur la figure 5. Ensuite, sur votre navigateur internet, cliquez sur le signet d’importation que vous avez installé dans l’étape 3 du paragraphe précédent, et la référence sera ajoutée à votre bibliothèque Mendeley (fig. 10)


52

Ouvrez le programme Mendeley pour gérer votre bibliothèque. Cliquez sur la section « Recently added » (récemment ajoutés) dans « My Library » et vous verrez l’article que vous venez d’importer (s’il n’apparait pas, cliquez sur le bouton SYNC au-dessus de la barre de menu de Mendeley). Une autre méthode consiste à utiliser la fonction « Literature Search » dans le logiciel Mendeley. Ceci vous permet de retrouver facilement un ou des articles lorsque vous connaissez le nom de l’auteur, l’année etc… Tapez des mots-clés dans la barre de recherche, sélectionnez la référence qui vous intéresse et dans la barre de détail (à droite des résultats) cliquez sur « Save Reference » pour ajouter ce titre à votre collection Mendeley.

Figure 11. Fonction “Literature Search” du programme Mendeley Desktop.

3- Insérer des citations de Mendeley dans un document texte

Lorsque vous avez installé le plugin de Mendeley dans Word, ceci a ajouté un onglet « REFERENCES » (fig. 11). Il vous permettra d’ajouter des citations dans le texte de vos documents Word.

Figure 12. Onglet REFERENCES dans MS Word–––

Figure 10. Importer une référence dans Mendeley (ici, à partir de Web of Science).


53

3-1- Choisir le style de vos références

Le format des références insérées dans le texte est appelé « Style » dans Mendeley. Chaque journal a son propre style, qui lui est particulier, et vous devrez appliquer ce style lorsque vous voudrez publier dans ce journal. Les styles ont été préprogrammés dans Mendeley et ils peuvent être sélectionnés dans le menu Style de l’onglet REFERENCES de MS Word. Bien que le format des citations puisse être changé à n’importe quel moment, il est préférable de le sélectionner avant d’insérer des citations*. Choisissez le format dans le menu Style. S’il n’apparait pas, cliquez sur « More Styles…. »; Cliquez ensuite sur l’onglet Get More Styles, entrez au clavier le nom du style que vous voulez ajouter, puis sur Install. Allez ensuite dans l’onglet Install et cliquez sur Use this style, puis sur Done. Le style peut maintenant être utilisé (et vous n’aurez pas besoin de le réinstaller).

3-2- Ajouter des citations dans le texte

Dans votre document Word, placez le curseur au niveau du texte où vous désirez insérer une citation. Ensuite, cliquez sur Insert Citation dans l’onglet REFERENCES (fig. 11). Ceci ouvrira la barre de recherche de Mendeley. Entrez au clavier un mot clé, tel que le nom du premier auteur ou l’année de publication de l’article à citer. Le/les article(s) correspondant apparaitront dans la barre de recherche (fig. 12). Sélectionnez l’article d’intérêt et appuyez sur Ok.

Figure 13. Ajouter une référence de votre bibliothèque Mendeley dans votre texte.

Si vous désirez insérer plusieurs références à la fois, procédez comme décrit précédemment en sélectionnant une deuxième (ou troisième) référence AVANT de cliquer le bouton OK. Les citations seront insérées et formatées selon le style que vous avez choisi auparavant.

3-3- Créer la liste bibliographique

Dans Word, cliquez sur le bouton Insert Bibliography dans l’onglet REFERENCES. La liste bibliographique sera ajoutée au niveau du curseur

*Note : Il faut en fait ajouter au moins 1 citation avant de pouvoir sélectionner un style


54

dans le texte. Le style correspondra au style des citations que vous avez sélectionné. Vous pouvez ajouter des citations dans le texte après avoir généré la liste bibliographique, celle-ci sera mise à jour automatiquement. Vous pouvez également changer le style à tout moment.

Le plagiat La faculté des Arts et la Faculté des Sciences Sociales ont produit une excellente brochure, reproduite sur la page suivante, qui explique clairement ce qu’est le plagiat, quelles en sont les conséquences, et donne des exemples concrets de ce qui est permis et ce qui ne l’est pas. N’hésitez pas à consulter votre démonstrateur/trice si vous avez des questions à ce sujet.

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Centre d’aide à la rédaction des travaux universitairesService d’appui au succès scolaire

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correctement;

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ensée critique; •

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ent la distinction entre les idées des autres et votre p

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• C

réer une bonne image de vous-m

ême en tant que rédacteur;

• Prévenir la fraude scolaire involontaire.

1. Citer

• Le b

ut de citer est d

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• Prenez les m

ots exacts d’un auteur et p

lacez-les entre guillemets.

• La citation est d

ifférente d

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ots de l’auteur original.

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• Soyez fid

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ans la citation.•

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2. Résu

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3. Paraphraser

• Le b

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style sans changer le sens du texte original.

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EST-CE QU’IL Y A DES SOURCES QUI N’EXIGENT PAS DE RÉFÉRENCE?Vos propres idées n’exigent pas de référence. Toute conclusion que vous tirez de votre recherche ou tout élément qui est le fruit de votre propre réflexion représente votre idée.

Un travail qui a déjà été soumis est une exception. Vous devez en indiquer la référence comme pour n’importe quelle autre source.

Si votre idée est semblable à celle d’un autre auteur, indiquez clairement dans votre rédaction que vous avez développé cette idée par vous-même, mais que vous l’avez retrouvée plus tard dans une autre source. (ex. : des conclusions semblables peuvent être retrouvées dans…).

Les connaissances de base n’exigent pas de référence. Si l’information répond aux critères suivants, elle est habituellement considérée comme une connaissance de base : • Elle apparaît dans plusieurs sources sans référence. • Elle n’est pas controversée. Cela signifie que l’information

est généralement considérée comme un fait accepté. • Elle représente, dans le travail, une idée d’importance

mineure. Si elle fait partie de votre hypothèse de travail ou de vos arguments principaux, ou si elle représente le fondement de votre recherche, elle doit être référencée.

Si vous avez des doutes à savoir si l’information constitue une connaissance de base, référencez la source ou consultez votre professeur.

Il y a deux types de travaux de groupe qui peuvent poser un problème de plagiat.

1) Travaux de groupe autorisés : dans le cas où le professeur donne comme projet un travail de groupe, chaque membre du groupe est également responsable du produit final. Si un de vos partenaires se rend coupable de plagiat, vous êtes autant responsable que lui et vous pouvez être sanctionné.

2) Travaux de groupe non autorisés : dans le cas où des étudiants travaillent ensemble à un projet sans la permission du professeur, le partage de données et la copie du travail d’un autre étudiant, même si ce n’est qu’un passage minime, sont considérés comme du plagiat. Chaque étudiant impliqué peut être sanctionné.

TRAVAUX DE GROUPE

Lorsque vous passez aux études supérieures, votre responsabilité en ce qui concerne la documentation que vous utilisez dans votre travail et les souces de cette documentation n’en est que plus grande. Cette question prend encore plus d’importance dans les deux situations suivantes :

1) La révision de votre thèse peut occasionner certaines complications. La ligne de démarcation entre ce qui est acceptable et ce qui ne l’est pas n’est pas toujours très

claire. Demandez à votre professeur ou votre directeur de déterminer le niveau de révision auquel vous avez droit.

2) Le travail effectué en collaboration avec un professeur comporte ses propres défis. Il est bon d’établir une entente, avant que le travail commence, sur qui aura le mérite du travail accompli. Vous avez droit à ce que vos idées soient protégées, tout comme n’importe quel autre auteur.

REMARQUES IMPORTANTES POUR LES ÉTUDIANTS DIPLÔMÉS

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La Phylogénèse des Vertébrés

Objectifs de ce laboratoire • Faire des observations précises et détaillées de caractères morphologiques chez

plusieurs espèces de chordés. • Recueillir et reformuler les données dans des matrices d’observations et de

caractères. • Déterminer la polarisation de chaque caractère en utilisant la méthode de

comparaison hors-groupe • Comprendre la terminologie associée avec l’analyse cladistique • Exprimer l’information phylogénétique au sujet de l’évolution des vertébrés dans un

cladogramme • Identifier les homoplasies et déterminer si elles sont le résultat de convergence ou

d’inversion • Postuler une hypothèse concernant l’évolution de l’endothermie chez les vertébrés

Introduction

En 1835, le Beagle fait escale dans les îles Galapagos. À son bord, Charles Darwin, un passionné d'histoire naturelle, fait d'étonnantes observations sur la faune terrestre des îles, particulièrement sur les pinsons. Finalement, ces observations le convaincront que les espèces évoluent, c'est-à-dire qu'elles dérivent les unes des autres par transformation. Darwin utilise le mot phylogénie (qu’Ernst Haeckel inventa en 1866) pour la première fois dans la dernière édition de l'Origine des espèces (1872), et le définit comme étant « les lignes généalogiques de tous les êtres organisés ». Ainsi, l’analyse phylogénétique a pour objectif de reconstruire l'arbre de la vie sur terre. Cette recherche a grandement progressé au cours des dernières décennies grâce au progrès des méthodes d'analyse et à l'accès à de nouvelles banques de données (moléculaires). La recherche phylogénétique occupe maintenant une place prépondérante à l'intérieur du programme de recherche général en biologie évolutive. Cette recherche vise à établir le cadre historique de la descendance des êtres vivants. Ce cadre historique est important puisqu'il permet de mieux comprendre les processus responsables de l'évolution de la diversité biologique. Votre travail sera de définir les relations phylogénétiques entre quelques espèces de vertébrés. Ces espèces sont de dignes représentantes des grands groupes actuels de vertébrés. Lors de l'analyse vous utiliserez la méthodologie cladistique. Cette méthodologie a pour objectif de définir des groupements monophylétiques. Afin d'établir ce monophylétisme, l'approche la plus convaincante consiste à démontrer que les membres d'un groupe partagent une ou plusieurs caractéristiques qui leur sont exclusives. Cet exercice a été modifié à partir d'une méthode d'analyse cladistique par Brooks et al. (1994).

Lab 3 - Phylogénèse des vertébrés

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Méthodes Ce laboratoire est divisé en trois étapes :

1- Vous ferez une série d'observations morphologiques de 12 caractères chez 9 espèces. 2- Vous reporterez vos observations dans la matrice correspondante et déterminerez la

polarité des caractères en utilisant la lamproie comme groupe externe. 3- Vous procéderez à l'analyse cladistique de vos données : vous construirez un

diagramme ramifié, ou cladogramme, en utilisant les données de votre matrice. L’organisation des branches dans ce cladogramme reflétera la distribution des caractères observés chez les espèces étudiées.

1. La collecte de données Une des activités majeures de la systématique est la découverte de caractères qui permettent de définir les relations entre différents groupes d’espèces. Nous avons sélectionné pour vous une liste de caractères et d’espèces pour cet exercice. 12 caractères et 9 espèces vous seront assignés et votre première tâche consistera à déterminer l’état de chacun de ces caractères, et ce pour chacune des espèces qui vous ont été assignées. Vous déterminerez cette information en examinant les spécimens en démonstration, dans les documents imprimés disponible au laboratoire et en effectuant des recherches sur l’internet.

Description des caractères. Les paragraphes ci-dessous présentent la liste des caractères inclus dans l’exercice d’aujourd’hui. Chaque caractère est décrit brièvement, puis les différents états de ce caractère sont indiqués (p. ex. Présent et Absent).

Amnios. Il s’agit d’une membrane entourant l’embryon, et qui forme le sac amniotique. Les cellules de l’amnios secrètent le liquide amniotique dans lequel l’embryon se développe. Les états possibles de ce caractère: Présent (P) ou absent (A).

Carapace. Le corps peut être recouvert d'une carapace dorsale (composée d'une couche externe kératinisée et d'une couche interne d'os) et d'une plaque ventrale (plastron) ou bien d'une couverture dorsale de plaques osseuses et kératinisés. Les états possibles pour ce caractère sont carapace présente (P) ou absente (A).

Condyles occipitaux. Protubérances postcrâniennes qui servent de point d'articulation pour la colonne vertébrale. Les animaux qui n'ont pas de cou (aucun mouvement de la tête par rapport au thorax) n'ont pas de condyles occipitaux. Chez les animaux capables de flexion de la tête, il peut y avoir un ou deux condyles occipitaux. Les états possibles de ce caractère sont: 0, 1 ou 2 condyles occipitaux.

Dents sur la mâchoire. Elles peuvent être présentes (P) ou absentes (A).

Élimination des déchets azotés. Les vertébrés éliminent principalement leurs déchets azotés sous 3 formes : ammoniac et sels ammoniacaux (on parle d’ammonotélie), urée


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(uréotélie), et acide urique (uricotélie). L’excrétion d’ammoniac est commune chez les vertébrés aquatiques. L'ammoniac est soluble dans l'eau et une grande quantité d'eau est nécessaire pour son élimination. En milieu terrestre, la conservation de l'eau est importante et les déchets azotés sont éliminés sous des formes qui nécessitent moins d'eau: l'urée et l'acide urique. L'urée est excrétée par les amphibiens et les mammifères, et elle joue un rôle dans la régulation osmotique chez différentes espèces, comme les requins. Les tortues terrestres, lézards, serpents, crocodiliens et oiseaux, sécrètent de l'acide urique pour éliminer leurs déchets azotés. Cette molécule présente l'avantage de se précipiter sous forme de sels qui peuvent être effectivement éliminés avec très peu d'eau. Les états de ce caractère sont: ammoniac (lamproie, poisson osseux) urée (Chondrichthyens, amphibiens, mammifères) acide urique (tortues, lézards, crocodiles, oiseaux).

Estomac. Site de la digestion et d'entreposage des aliments, l'estomac est caractérisé par sa paroi musculaire permettant de broyer les aliments, son milieu acide (HCl) et ses enzymes protéolytiques (pepsine, etc.). Les états du caractère sont présent (P) ou l'absent (A).

Fenêtres temporales. Les fenêtres temporales sont des ouvertures sur les côtés du crâne. L'évolution de ces fenêtres est associée avec l'évolution des muscles des mâchoires chez les vertébrés. Les cavités (fenêtres) sur le côté de la boîte crânienne allouent plus d'espace à l'action des muscles augmentant ainsi la force de la morsure. Les états possibles de ce caractère sont absence (0), une (1) ou deux (2) paires de fenêtres temporales.

Gésier. L'estomac de certains vertébrés montre une région qui assure le broyage des aliments grâce à son épaisse paroi musculeuse et aux cailloux qu'elle peut parfois contenir. Les états possibles de ce caractère: présent (P) ou absent (A).

Mâchoire. Les mâchoires servent à mordre, couper et/ou orienter la nourriture avant de la faire passer dans le tube digestif. Les vertébrés ayant des mâchoires sont des gnathostomes; les vertébrés sans mâchoires sont des agnathes. Les états de ce caractère sont présent (P) ou absent (A).

Membres paires (nageoires ou membres). Paire d'organes projetés à partir du squelette axial, habituellement impliqués dans la locomotion. Les états pour ce caractère sont présent (P) ou absent (A).

Membres antérieurs modifiés pour le vol. Des os légers dans les membres antérieurs, de forme ovale, réduits en nombre, résultant d'une fusion et contenant toujours plusieurs cavités d'air (os pneumatisés). Les états de caractères sont les modifications présentes (P) ou absentes (A).

Membres pairs avec tarses et carpes. Les tarses et les carpes forment les os de la cheville et du poignet, respectivement. Il faut noter les états suivants: présents (P) et absents (A).

Nombre de doigts sur les membres postérieurs. Recueillez vos informations à partir des diagrammes et des spécimens dans le laboratoire ainsi qu'à partir des sources de références extérieures. Si aucun membre arrière n'est présent, le nombre de doigts est zéro. Les états de caractères possibles sont 0, 4 ou 5 doigts.


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Nombre de vertèbres sacrées. Les vertèbres sacrées (formant les hanches) servent de point d'attachement de la ceinture pelvienne liant les membres postérieurs au squelette axial. Les états possibles correspondent au nombre de vertèbres: (0), (1), 2 ou plus (2+).

Notochorde (persistante ou transitoire) : Il s’agit d’une structure cartilagineuse en forme de tige ovale retrouvée dans la partie dorsale des embryons des chordés. Elle persiste parfois chez les adultes et procure un support squelettique axial. Les états sont notochorde présente (P) ou absente (A).

Poils. Les états possibles de ce caractère: Présent (P) ou absent (A).

Poumons et structures dérivées (vessie natatoire). Chez de nombreux vertébrés, les poumons abritent les surfaces d’échanges gazeux nécessaires à la respiration. Néanmoins, certains animaux aquatiques se servent de structures dérivées des poumons (vessie natatoire) pour contrôler leur flottaison. Les états de ce caractère sont poumons et structures dérivées présents (P) ou absents (A).

Système néphrétique adulte (type de reins). Chez les poissons et les amphibiens, le rein fonctionnel (le mésonéphros ou l’opistonéphros) se retrouve sur la partie plus postérieure, encore une fois se vidant par l'entremise des tubules dans un canal commun du mésonéphros. Chez les reptiles, oiseaux et mammifères, le rein adulte (le métanéphros) est une fois de plus sur la partie postérieure et se vide par l'entremise des tubules dans un uretère commun. Les états des caractères pour ce trait sont : mésonéphros (Ms) ou métanéphros (Mt). Des diagrammes montrant les différents types de reins seront disponibles dans le laboratoire.

Tissu squelettique. Le tissu squelettique peut être à prédominance de cartilage ou de tissus osseux. Les états de ce caractère sont: cartilagineux (C) ou osseux (O).

2. Codage et polarisation des caractères. Une fois la phase d’observation complétée, les caractères doivent être convertis en valeurs numériques. Ceci a pour but de 1) simplifier la lecture de la matrice et 2) permettre de polariser les caractères, c’est-à-dire déterminer quel état représente l’état ancestral et quel état représente l’état dérivé. Pour cela, nous utiliserons la lamproie comme groupe externe : Par définition, l’état rencontré chez le groupe externe définit l’état plésiomorphe, codé par un zéro. Tout autre état est défini comme apomorphe, codé par "1" ou "2" (voir les annexes dans ce chapitre pour plus d'informations sur le codage des caractères).

3. Construction du cladogramme Le cladogramme est bâti caractère par caractère en suivant la méthode expliquée dans les annexes de ce chapitre. Il s'agit de définir une hiérarchie de groupes monophylétiques sur la base du partage de caractères dérivés (synapomorphies). L’hypothèse de base est que l'ensemble des espèces étudiées (le groupe interne) forme un groupe monophylétique et que la lamproie (le groupe externe) possède un ancêtre commun direct avec le groupe interne. La lamproie étant le groupe le plus proche du groupe d’intérêt, il s’agit donc du groupe-frère de celui-ci.


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À faire : Étape 1 : Faites l'analyse phylogénétique en montrant graphiquement (cladogrammes) chacune des étapes de votre raisonnement (voir annexe 2 dans ce chapitre). Étape 2 : Une fois que vous avez un cladogramme montrant les relations phylogénétiques des grands groupes de vertébrés, vous pouvez l'utiliser pour vérifier des hypothèses sur l'évolution de caractéristiques morphologiques, physiologiques ou autres. Afin d'éviter la redondance dans l'interprétation de l'évolution de ces caractères, il faut que ces caractères n’aient pas été utilisés dans la construction du cladogramme. Ainsi, chez certains vertébrés, la chaleur provenant du métabolisme est faible et insuffisante pour assurer une activité métabolique convenable. On parlera dans ce cas de vertébrés ectothermes. Les vertébrés, où la production métabolique de chaleur est suffisante, seront appelées endothermes.

Conclusion à rédiger : En vous basant sur sa distribution sur votre cladogramme, que pouvez-vous conclure au sujet l'évolution de l'endothermie chez les vertébrés?

Conseil: Considérez l’endothermie comme un caractère. Identifiez les espèces endothermes et localisez-les sur votre cladogramme. Ensuite, utilisez votre connaissance de l’analyse cladistique pour formuler une hypothèse sur l’évolution de l’endothermie chez les vertébrés : de quel type de caractère s’agit-il? Définit-il un groupe monophylétique? Quel est l’ancêtre hypothétique commun à tous les vertébrés endothermes?....


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Annexe I

La recherche phylogénétique: théorie

La cladistique: une méthode simple La recherche phylogénique a pour objectif principal de reconstituer l'histoire évolutive des êtres vivants sur la base des similitudes et dissimilitudes qui les caractérisent. Lors des dernières décennies, la systématique s'est défini une nouvelle raison d'être scientifique en adoptant la méthodologie cladistique. Comme vous pourrez le lire dans cette annexe, selon cette méthode, les hypothèses phylogéniques prennent la forme de diagrammes ramifiés, ou cladogrammes (Fig. 1) représentant une hiérarchie de groupes monophylétiques. Ces derniers sont définis sur la base d'une concordance dans la distribution de caractères exclusifs au groupe qu’ils définissent, appelés apomorphies ou caractères dérivés. Ce laboratoire a pour objectif de vous familiariser avec les principes de base de la recherche phylogénétique.

Caractères: Terminologie Le fondement de toute hypothèse phylogénique repose sur la possibilité qu'a le chercheur de trouver un nombre suffisant de caractères pour la construire. Un caractère peut être un élément ontogénique, structural, comportemental, biochimique ou hormonal et qui se prête à des études comparatives (Nelson & Platnick, 1981). Ce dernier aspect est fondamental puisqu'il est nécessaire de déterminer la polarité des états de transformation de ce caractère. Par polarité, on entend la distinction, pour un caractère donné, entre son état ancestral* (également désigné comme plésiomorphe) et son état dérivé* (= apomorphe). Cette étape est cruciale puisque seul un groupe d'organismes présentant l’état dérivé (apomorphe) d'un caractère peut être considéré comme étant monophylétique sur la base de ce caractère. Wiley (1981) a déterminé un nombre de critères permettant de vérifier l'homologie (par opposition à l’homoplasie) des caractères. Ainsi, un caractère observé chez deux ou plusieurs taxa, sera qualifié d’homologue s'il est également observé chez un ancêtre commun à ces taxa. Si ce même caractère existe dans différents états dans différents groupes, ces états seront également considérés comme homologues, à condition que l’on puisse démontrer qu’ils dérivent l’un de l'autre. Dans ce cas, l'état original est considéré comme l’état plésiomorphe tandis que l'état dérivé est considéré comme étant l’état apomorphe du caractère. Une fois qu’il a été montré qu’un groupe d’espèce partage un caractère dans son l’état dérivé, cet état est défini comme une synapomorphie (apomorphie partagée) pour ces

Figure 1 : Cladogramme. (Illustrations : E. Chambers.)

*Par extension, nous utiliserons les termes ‘caractère ancestral’ et ‘caractère dérivé’ pour définir respectivement l’état ancestral ou dérivé d’un caractère.


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espèces. Un groupe d’espèces partageant une (ou plusieurs) synapomorphies est appelé un groupe monophylétique.

Caractères possédant plusieurs états dérivés : Il peut arriver qu’un caractère possède plus d’un état dérivé : un caractère a pu évoluer plusieurs fois au cours du temps (p. ex. le nombre de doigt des vertébrés actuels peut être aucun, 4 ou 5). Au niveau de l’analyse cladistique, cela signifie qu’il va falloir déterminer quelle est la séquence d’apparition de ces caractères : en effet, un des états dérivés est probablement plus récent que l’autre et l’analyse cladistique va permettre de résoudre cette incertitude. Nous verrons dans annexe 2 comment traiter pratiquement ce genre de caractère lorsque l’on construit un cladogramme.

Groupe monophylétique Une étude cladistique n'a de valeur scientifique que si le groupe étudié est reconnu comme étant 'naturel', c’est à dire monophylétique. Selon Hennig (1950, 1966), ce statut est atteint seulement si ce groupe contient tous les descendants, et seulement les descendants provenant d'un ancêtre commun immédiat (Fig. 2). Afin d'établir ce monophylétisme, l'approche la plus convaincante consiste à démontrer que les membres de ce groupe partagent une ou plusieurs caractères dérivés (apormorphie) qui leur sont exclusifs. Une telle caractéristique est appelée synapomorphie. Ainsi, une hypothèse concernant le statut monophylétique d'un groupe d'organismes est présentée dans un premier temps. Cette hypothèse sera réfutée ou confirmée suite à l'acquisition et l'analyse de nouvelles données. Dans le cas d'une réfutation, la conclusion principale sera que le groupe étudié n'est pas monophylétique. Ce résultat, très valable en soi, entraînera une réorientation de la recherche pour ce groupe. Dans le cas d'une confirmation, il sera conclu que l'hypothèse initiale représente une approximation raisonnable de la réalité historique. En revanche, un caractère qui est possédé par l’ancêtre commun d’un groupe d’espèce et seulement certain de ses descendants est qualifié de paraphylétique (Fig. 3). Un tel groupe n’est pas informatif au niveau cladistique et un caractère menant à la création d’un groupe paraphylétique n’est pas un caractère homologue (voir Homoplasie, ci-dessous). Il n'existe qu'une seule phylogénie pour un groupe donné mais il n'y a aucun moyen de savoir si le résultat d'une étude phylogénique correspond parfaitement à cette réalité historique. Conscients de cette maxime, les cladistes préfèrent opter pour une approche méthodologique qui vise à infirmer une hypothèse (hypothético-déduction), plutôt qu'à la confirmer (induction). Ainsi, la phylogénie la plus près de la vérité historique sera celle qui résistera le mieux à de multiples tentatives visant à la réfuter.

Figure 2 : Groupe monophylétique

Figure 3 : Groupe paraphylétique


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Le cladogramme : une représentation graphique de la hiérarchie phylogénique: Les cladistes incorporent les connaissances relatives à la phylogénèse des groupes qu’ils étudient dans un diagramme ramifié: le cladogramme. Le cladogramme est l'expression graphique la plus simple et la plus informative de la distribution des caractéristiques dérivées (apomorphies) à l'intérieur d'un groupe de taxa.

Comment lire un cladogramme ? Un cladogramme présente la distribution et la transmission de caractères dérivés.

L’axe vertical représente le temps, avec le présent au sommet et le passé vers le bas. L’axe horizontal ne porte aucune information phylogénétique, juste la liste des espèces étudiées présentée dans un ordre subjectif (par exemple il est fréquent de voir l’espèce hors groupe représentée complètement à gauche). Ainsi, seule les relations entre les espèces le long de l’axe Y est important, et aucune conclusion ne peut être faite sur la relations entre des espèces basée sur leur proximité sur l’axe X du cladogramme. De même, l’échelle du temps est représenté sur l’axe Y de façon non quantitative, et elle est différente sur chaque branche du cladogramme.

La distribution des caractères dérivés est figurée par la représentation des points de transformation des caractères. Chaque transformation est représentée par une ligne traversant une des branches du cladogramme et sur laquelle est indiqué X(Y), où X est le numéro du caractère et Y son nouvel état, dérivé, codé par un chiffre (voir figure 4). Le nouvel état (dérivé) est transmis à toutes les espèces qui sont situées au-delà du point de transformation, et ce jusqu’au temps présent ou jusqu’à ce qu’une nouvelle transformation intervienne.

GE A B C D

Embranchement: dernier ancêtre commun à C et D.

Transformation du caractère 1 de son état ancestral (0) vers son état dérivé (1).

Ancêtre hypothétique de toutes les espèces. A ce niveau tous les caractères sont dans leur état ancestral.

Écoulement du temps

Figure 4: Exemple de Cladogramme

Espèces contemporaines

Branche interne

Branches externes

1(1)

3(1)

2(1)


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Un cladogramme présente des groupes qui sont définis par le partage d’un caractère dérivé commun (synapomorphie). Ces groupes sont appelés monophylétiques. Sur la figure 4, les groupes [GE ABCD], [ABCD], [BCD] et [CD] sont monophylétiques.

Les espèces qui partagent un ancêtre commun récent sont plus proches au niveau phylogénétique que les espèces qui possèdent un ancêtre commun plus distant dans le temps : C et D sont plus proches que A et D.

Une méthode de détermination de la polarité des caractères: la comparaison hors-groupe (« outgroup comparison »). Comment déterminer si un caractère est présent dans son état apomorphe ou plésiomorphe? Une méthode permettant ceci est la comparaison hors-groupe. La comparaison hors-groupe implique la comparaison de l’état d'un caractère à l'intérieur du groupe étudié (appelé le groupe interne) avec l’état observé chez un groupe externe (ou hors-groupe). Ainsi, lorsque l’état d’un caractère d’une espèce du groupe interne est identique à l’état présent chez le groupe externe, cet état est défini comme ancestral (plésiomorphe). Inversement, tout état différent de celui du groupe externe est défini comme dérivé (apomorphe). Un bon groupe externe doit être relativement proche du groupe interne, sinon il sera difficile de trouver des caractères homologues entre ces deux groupes. Idéalement, le hors-groupe doit être un groupe monophylétique qui partage un ancêtre direct avec le groupe interne. Il représente dans ce cas un groupe frère (= les groupe le plus proche) du groupe interne.

Les généalogies conflictuelles: Le principe de parcimonie Très fréquemment, le phylogénéticien est confronté à des séquences de transformation contradictoires, qui impliquent des généalogies différentes. Face à de tels conflits, le principe de parcimonie est invoqué. Ce principe, connu également sous le nom de rasoir d'Occam, indique que la solution la plus simple, dans notre cas celle qui nécessite le moins de changements évolutifs (transformations de caractères), doit être choisie lorsque l'on se trouve en face d'hypothèses conflictuelles. En termes phylogéniques, ceci n'implique pas que l'évolution se fait nécessairement suivant une trajectoire parcimonieuse mais simplement que le cladogramme le plus acceptable, donc celui qui a le plus de chance de représenter la phylogénie réelle du groupe étudiée, est celui qui contient le moins d'étapes évolutives (qui sont des événements rares qui, du point de vue statistique ont peu de chances d’arriver). L'utilisation de ce principe évite le recours aux décisions arbitraires en cas de conflits. Il est important de noter que plusieurs cladogrammes tous aussi parcimonieux les uns que les autres peuvent être générés après l'analyse d'une matrice de caractères. Dans


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un tel cas, le systématicien se doit de présenter tous les cladogrammes et d'en discuter les dissimilitudes.

Homoplasies: convergence et inversion Les sources de conflits durant l’analyse cladistique sont de deux types : Le premier type est lié aux erreurs d'interprétation. Comme aucune méthodologie ne peut rectifier l'erreur humaine, il est inutile de s'attarder sur ce problème. Le deuxième type, nettement plus intéressant d'un point de vue de la science évolutive, a trait aux caprices de la nature. Certains caractères sont dits convergents : bien que structurellement semblables, ils sont apparus indépendamment chez des taxons qui ne possèdent pas un ancêtre commun immédiat. La capacité du vol chez les oiseaux et les chauves-souris est un caractère dit convergent pour ces deux groupes, puisqu’il n’existe pas d’ancêtre direct des chauves-souris et des oiseaux qui possédait la capacité de voler (sinon tous les reptiles et les mammifères devraient également posséder la capacité de voler). D'autres caractères présentent des inversions. On parle d'inversion lorsqu'un caractère dérivé au sein d’un groupe de taxons retourne à un niveau ancestral pour un ou plusieurs taxons à l'intérieur de ce groupe. Par exemple, la présence d'ailes est généralement considérée comme une caractéristique unique (apomorphie) des insectes. Mais il existe quand même plusieurs espèces d'insectes non-ailés (par ex. puces, poux, etc.) parsemées parmi plusieurs ordres d'insectes. Ces espèces sont issues d'ancêtres ailés. Bien qu'il s'agisse d'un retour à un stade plus général pour ce caractère, il est apomorphe pour ces espèces. Une hypothèse de convergence ne peut se faire a priori, mais bien a posteriori lors d'une analyse phylogénique. Ainsi, dans le cas des chauves-souris et des oiseaux, il existe plusieurs synapomorphies qui relient ces deux groupes à différents ancêtres non-ailés. C'est donc à partir de cette information que l'on peut postuler que l'aile est le résultat de convergence pour ces deux groupes. Le même raisonnement se fait dans le cas d'inversions. Il faut donc une connaissance préalable de la phylogénèse des groupes impliqués afin de pouvoir élaborer des hypothèses d'homoplasies. Par conséquent, selon la méthodologie cladistique, tous les caractères ont la même valeur lors de leur analyse. La qualité de l'hypothèse phylogénique est basée sur l'effet cumulatif de la concordance de la distribution de plusieurs caractères apomorphes à chaque niveau de la hiérarchie phylogénique, plutôt que sur une interprétation subjective de la valeur adaptative ou historique de quelques caractères. Suivant cette approche, il est donc possible que des similitudes initialement considérées comme étant apomorphes deviennent, après l'analyse de l'ensemble des caractères, des homoplasies.


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Annexe 2

Un exemple de recherche phylogénétique Le tableau suivant contient des observations (fictives) qui ont été faites sur 7 espèces de poisson (groupe interne) et sur une espèce qui correspond au groupe externe (GE) du groupe que nous voulons étudier. Table 1 : Matrice des observations

Caractères Chambre

branchiale Repro-duction

Écailles Nombre de nageoires dorsales

Compor-tement

parental Orientation

Position des yeux

sur la tête Dents

Nageoire caudale

Espèce (1) (2) (3) (4) (5) (6) (7) (8) (9)

GE* Fentes Œufs Absente 1 Non Dorsale Dorsaux Présente Ronde

A Opercule Vivipare Présente 1 Oui Terminale Dorsaux Présente Pointue

B Opercule Vivipare Présente 1 Oui Terminale Dorsaux Présente Carrée

C Opercule Œufs Présente 2 Non Terminale Latéraux Absente Pointue

D Opercule Œufs Présente 1 Non Terminale Latéraux Absente Pointue

E Opercule Œufs Absente 1 Non Ventrale Dorsaux Présente Ronde

F Opercule Œufs Présente 1 Non Ventrale Dorsaux Présente Pointue

G Opercule Vivipare Présente 2 Oui Terminale Dorsaux Présente Carrée

*Groupe-externe

I - Polarisation par comparaison hors-groupe. Dans cet exemple, l’espèce GE (groupe externe) sera utilisée pour la comparaison hors-groupe. Cette comparaison vous permettra de polariser les stades ou états de chacun de vos caractères. L’état observé dans le groupe externe est codé " 0 " pour chacun des caractères. Si ce stade est également observé chez certains membres du groupe interne, vous le codez également en tant que " 0 ".

Tableau 2: Matrice polarisée.

Caractères

Espèces (1) (2) (3) (4) (5) (6) (7) (8) (9)

GE 0 0 0 0 0 0 0 0 0

A 1 1 1 0 1 1 0 0 1

B 1 1 1 0 1 1 0 0 2

C 1 0 1 1 0 1 1 1 1

D 1 0 1 0 0 1 1 1 1

E 1 0 0 0 0 2 0 0 0

F 1 0 1 0 0 2 0 0 1

G 1 1 1 1 1 1 0 0 2

En revanche, si un état est différent de celui observé chez le groupe externe, il est apomorphe et doit être codé "1", ou "1" et "2" dans le cas d'un caractère ayant trois états.


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Le choix du caractère dérivé codé "1" et celui codé "2" est indiqué sur la feuille d’observation qui vous sera distribuée pendant la séance de laboratoire.

II - Construction de l’arbre phylogénétique Principe général: vous allez devoir ajouter progressivement les caractères sur le cladogramme en suivant trois règles de bases : 1- Le cladogramme doit présenter la distribution des états dérivés des caractères

observés. 2- Les espèces qui possèdent le même état dérivé doivent être regroupées 3- Lorsque plusieurs solutions s’offrent à vous, vous devez choisir celle qui fait intervenir

le plus petit nombre d’étapes ou de transformations. Une fois ces règles connues, vous pouvez commencer : Étape 1. On commence toujours la construction du cladogramme par un cladogramme sans résolution, où tous les groupes sont également apparentés. Étape 2. On procède ensuite à la construction du cladogramme en y ajoutant progressivement des caractères. Le choix du caractère avec lequel commencer est quelque peu objectif. Néanmoins, vous devriez toujours débuter en considérant les caractères binaires (seulement 0 ou 1 dans la matrice) et les caractères qui sont dérivés chez le plus grand nombre d’espèces (c'est-à-dire possédant le plus de « 1 » dans la matrice), car ils permettent de créer de grands groupes monophylétiques. Dans notre exemple, le caractère 1 (type de chambre branchiale) indique que tous les poissons du groupe d’intérêt ont un opercule (tissu osseux qui recouvre la chambre branchiale) alors que le groupe externe possède des fentes branchiales (comme les requins). Le cladogramme sans résolution peut être modifié pour ajouter ces nouvelles informations : la distribution des états du caractère 1 et position de l’événement de transformation de 1(0) à 1(1). Pour cela, on crée une nouvelle branche qui sépare le groupe externe GE (possédant l’état 1(0)) du groupe d’intérêt [A-G], qui possède l’état 1(1). La transformation du caractère 1 est représentée par une barre étiquetée avec le numéro du caractère suivi de son nouvel état entre parenthèses : 1(1).

Cladogramme 1 : Aucune résolution

GE A B C D E F G A B C D E F G


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A propos du principe de parcimonie : Nous avons choisi comme solution de créer un ancêtre commun aux espèces A-G car elle nécessite moins d’événements évolutifs que les solutions alternatives (comme par exemple de créer 7 transformations indépendantes sur chacune des 7 branches menant vers A à G). Ceci illustre le principe de parcimonie. Cela ne signifie pas nécessairement que l’hypothèse choisie reflète la réalité, mais qu’elle est plus probable au niveau statistique car impliquant moins d’événements dus au hasard. Étape 3. Caractère suivant est le caractère 3. Ce caractère est présent dans son état ancestral dans chez les espèces GE et E, et dérivé chez les autres. Comme pour l’étape précédente, nous allons tenter de regrouper les espèces qui possèdent l’état dérivé (A, B, C, D, F et G), tout en suivant le principe de parcimonie. Pour créer un tel groupe, nous allons utiliser une propriété fondamentale des cladogrammes : le fait de pouvoir intervertir librement les branches qui sont reliées au niveau d’un embranchement (ou nœud). Ainsi, sur le cladogramme 2a, les espèces A-G ont été arrangées dans l’ordre alphabétique, par habitude. Néanmoins, toutes ces branches sont reliées au niveau d’un nœud, et elles peuvent donc être réorganisées à votre guise. Le cladogramme suivant a été modifié afin de refléter la distribution du caractère 3. Cladogramme 2b : Réarrangement du cladogramme 2a

GE A B C D E F G

1(1) Cladogramme 2a

GE E A B C D F G

1(1)


72

On peut voir sur le cladogramme 2b que la branche qui porte l’espèce E a été déplacée à gauche vers le hors-groupe. Souvenez-vous, il n’y a pas d’information sur l’axe des X et le cladogramme 2b est identique au cladogramme 2 au niveau cladistique. On peut maintenant facilement créer un groupe contenant A, B, C, D, F et G et de positionner la transformation 3(0) 3(1) (cladogramme 3) : Étape 4. Le même raisonnement peut être suivi pour les caractères 2 (reproduction), 3 (écailles) 5 (comportement parental), 7 (position des yeux) et 8 (dents). Chacun de ces caractères permet de définir des groupements monophylétiques. On peut noter que deux groupes monophylétiques, [CD] et [ABG] sont supportés par 2 caractères. La concordance des caractères renforce l'hypothèse que ces groupes sont monophylétiques. Note : plusieurs caractères ont été ajoutés à cette étape pour ne pas rendre ce chapitre trop long. Les étapes intermédiaires sont disponibles sur le site web des laboratoires. Pour votre rapport, vous devrez produire UN cladogramme par caractère ajouté.

Cladogramme 4

GE E F C A B G

1(1)

3(1)

2(1)

5(1)

7(1)

8(1)

D

GE E A B C D F G

1(1)

3(1)

1(1)

3(1)

Cladogramme 3


73

Étape 5. Caractères présentant plusieurs états dérivés :

Comment traite-on ce genre de caractère ? Tout d’abord il faut coder les différents états dans la matrice. Cette étape est simple, l’état ancestral est présent chez le groupe externe et codé par un zéro. Les états dérivés sont notés 1 puis 2, 3…. aléatoirement. Le chiffre qui code chaque état dérivé n’a pas de valeur informative sur la séquence des transformations. En d’autres termes lorsqu’un caractère possède trois états (0,1 et 2), l’état 0 est par définition ancestral et les états 1 et 2 sont tous deux dérivés, sans qu’on ne connaisse la séquence des transformations (0 12, 021 ou 201). Déterminer la séquence des transformations nécessite d’avoir une certaine connaissance de la phylogénie de votre groupe d’étude. Pour cela, il faut commencer par placer sur le cladogramme les caractères binaires, dont la polarité n’est pas ambigüe. Ensuite vous entreprenez de placer les caractères à états multiples (multi-états). Pour cela, vous suivrez la même méthode que pour les caractères binaires, mais en considérant chacun des deux états dérivés de façon indépendante. En général, un des deux états dérivés défini un groupe monophylétique. Cet état constitue l’état le plus récent. En comparaison, l’autre état dérivé est plus ancien, et défini un groupe paraphylétique. Parfois, chacun des deux états dérivés définit un groupe monophylétique et la séquence de ne peut être déterminée (ce qui correspond à l’hypothèse 201).

Les espèces A, B, C, D et G possèdent l’état 6(1). On peut voir sur le cladogramme 4 de l’étape précédente, que ces espèces peuvent être regroupées dans un groupe monophylétique en créant une branche entre [F] et [CDABG], indiquant la transformation vers 6(1). Les espèces E et F possèdent l’état 6(2), et la transformation vers 6(2) peut être placée sur la branche existant entre GE et E. 6(1)

Maintenant que tous les états du caractère 6 ont été places sur le cladogramme, on peut voir que l’état 6(2) est apparu avant 6(1), et déterminer la séquence des transformations : 6(0) 6(2) 6(1).

Cladogramme 5

1(1)

3(1)

2(1)

5(1)

7(1)8(1)

6(2)

6(1)

GE E F C D A B G


74

Étape 6. Le caractère 9 (forme de la nageoire caudale) présente un autre défi d'interprétation. Nous pouvons utiliser le même raisonnement que pour le caractère 6, et combiner l’information contenue dans la matrice et celle disponible sur notre cladogramme. Il est alors évident que la transformation 9(0) 9(1) est intervenue en premier entre les espèces E et F, alors que la transformation 9(1)9(2), qui ne touche que les espèces B et G, est plus récente. Une fois ces caractères dérivés placés sur le cladogramme, il devient : Étape 7. Nous n'avons pas encore discuté du caractère 4. L’état apomorphe de ce caractère (présence de 2 nageoires dorsales) est présent uniquement chez les espèces C et G. Étant donné que ces espèces ne possèdent pas un ancêtre commun qui leur est propre, le caractère 4 constitue un caractère non-homologue (ou homoplasie). Afin de déterminer s’il s’agit d’une convergence ou d’une inversion, nous devons tester ces deux hypothèses, puis sélectionner celle qui fait intervenir le moins d’évènement évolutifs (principe de parcimonie). Scénario d’inversion : L’ajout de 4(1) au niveau de l’ancêtre commun à C et G créerait un groupe monophylétique [CDAVG]. L’état dérivé serait transmis à C et G, et il devrait être « enlevé » des espèces D, A et B en leur attribuant à chacune une inversion 4(0)*. Le scenario de convergence ajouterait 4(1) à deux reprises, un au niveau de C et l’autre au niveau de G.

Cladogramme 6

6(2)1(1)

3(1)

2(1)

5(1)

7(1) 8(1)

9(2)

9(1)

6(1)

GE E F C D A B G C D G

Scenario d’inversion: Ce scenario implique 4 évènements évolutifs: ajout de 4(1) et trois inversions 4(0)* Les autres caractères ont été omis pour plus de clarté.

Scenario de convergence: L’ajout de 4(1)* comme convergence fait intervenir 2 évènements seulement.


75

Le scenario de convergence fait intervenir 2 x 4(1)* alors que l’inversion implique 4 évènement : 4(1) et 3 fois 4(0)* Ainsi, la convergence est sélectionnée. L’astérisque « * » après la transformation 4(1) indique que ce caractère n’est pas un caractère homologue.

Ceci nous donne le cladogramme final :

Note : Vous devrez ajouter un cladogramme supplémentaire à votre rapport sur lequel le nom des espèces (mais pas celui des caractères) est inscrit en toute lettre, au lieu de A, B, C etc….

Références: Brooks, D.R., D.A. McLennan, J.P. Carney, M.D. Dennison and C.A. Goldman. 1994. Phylogenetic systematics: developing an hypothesis of amniote relationships. Pages 239-258. Tested studies for laboratory teaching, Volume 15 (C.A. Goldman, ed.). Proceedings of the 15th Workshop/ Conference of the Association for Biology Laboratory Education (ABLE) Darwin, C. 1859. On the Origin of Species by Means of Natural Selection, or the Preservation of Favoured Races in the Struggle for Life. - John Murray, London. Futuyma, D. 2005. Evolution (2nd edition). Sinauer Associates, Sunderland, MA.

Cladogramme final

6(2)1(1)

3(1)

2(1)

5(1)

7(1) 8(1)

9(2)

9(1)

6(1)

4(1)*

4(1)*

GE E F C D A B G

77

Microévolution

Objectifs du laboratoire : Comprendre le principe de Hardy-Weinberg Être capable de calculer les fréquences alléliques et génotypiques dans une

population Déterminer si un changement évolutif a eu lieu dans une population au cours de

quelques générations Comprendre l’influence de la taille d’une population sur la dérive génétique Comprendre comment la fréquence initiale d’un allèle affecte son taux de fixation Observer l’effet cumulé de la dérive génétique et la sélection

Partie I : Simulation pratique d’une population de poissons

I- Introduction Au cours de ce laboratoire vous allez être membre d’une population de poisson. Vous pourrez observer des changements qui ont lieu lorsque cette population est confrontée à divers événements. Cette série d’exercices vous permettra d’acquérir une expérience pratique concernant différents concepts de microévolution et de génétique des populations: fréquence allélique, équilibre de Hardy-Weinberg, dérive génétique, sélection et évolution. Pour être bien préparé vous devez lire les chapitres de votre livre de cours traitant de la génétique des populations.

Tout d’abord, nous devons nous rappeler des principes de base des lois Mendéliennes sur la transmission des caractères : Nous considèrerons aujourd’hui dans notre simulation une espèce de poisson diploïde (c'est-à-dire qui possède deux copies de tous les locus dans son génome) qui a un mode de reproduction sexué.

Représentation typique d’un croisement entre deux individus diploïdes :

Le carré de Punnett est la représentation la plus commune de la transmission Mendélienne de caractères génétiques, et il permet de prédire la fréquence des génotypes résultant du croisement de deux individus. L’exemple suivant nous montre la descendance issue du croisement entre deux hétérozygotes pour un locus donné.

A a

A AA Aa

a Aa aa

♀ ♂

Lab4 - Microévolution

78

Figure 1: Carré de Punnett représentant le croisement entre deux hétérozygotes.

Ce tableau simple nous montre que ce croisement va produire 3 génotypes (AA, Aa et aa) et que leurs proportions relatives sont respectivement 25%, 50% et 25%. Ces proportions sont appelées fréquences génotypiques.

Maintenant, si nous ne sommes pas intéressés par l’étude de seulement deux individus mais de toute une population, nous entrons dans le domaine de la génétique des populations. Dans ce cas, nous ne devons plus considérer les allèles portés par chaque individu, mais l’abondance relative de chaque allèle au sein de la population (=la fréquence allélique).

Le locus de l’exemple précédent (locus A) possède deux allèles (A et a) qui sont présents dans la population dans des proportions différentes. La fréquence de A est désignée par p et celle de a par q, et la somme des fréquences p+q=1.

Puisque nous connaissons la fréquence des allèles dans la génération présente, il serait intéressant de pouvoir déterminer la fréquence des allèles et des génotypes dans la génération suivante.

Pour cela, nous utiliserons le carré de Punnett de la figure 2 : Etant donné que la probabilité d’un individu de porter l’allèle A est p, alors la probabilité d’un individu de posséder le génotype AA est p x p= p2 (fig. 2). De la même manière la probabilité d’être aa est q2 et celle d’être hétérozygote égale à 2(pq). La somme des fréquences des 3 génotypes est égale à p2 + q2 + 2(pq) = 1.

A (p) a (q)

A (p) AA (p2) Aa (pq)

a (q) Aa (pq) aa (q2)

Figure 2. Carré de Punnet pour une population. p et q représentent respectivement la fréquence des allèles A and a dans la population. La fréquence des génotypes peut être prédite à partir de la fréquence des allèles : [AA]=p2, [aa]=q2 et [Aa]=2*p*q.

Dans la nouvelle génération, l’allèle A est présent chez les individus de la descendance dont le génotype est AA ou Aa. La fréquence de l’allèle A dans la descendance (p’) est donc égale à p2+ 𝟏

𝟐 (2pq), puisque la moitié des allèles des individus Aa est de type A.

Donc, nous pouvons écrire que p’, la fréquence de A dans la prochaine génération sera : p' = p2+p(1-p) = p2+p-p2 = p ou p’ = p .

La conclusion est donc p’=p, ce qui signifie que la fréquence de A ne change pas d’une génération a l’autre. Un calcul similaire nous montrerait qu’il en est de même pour (q’) la fréquence de a.

Par exemple: Si dans une population de 100 individus (représentant 200 allèles puisque nous avons affaire à un organisme diploïde), 120 allèles sont de type A et 80 de type a, alors p=0.6 et q=0.4 (et p+q=0.6+0.4=1).


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La fréquence des génotypes dans la prochaine génération sera : [AA]=0.6x0.6=0.36, [Aa]=2x0.6x0.4=0.48 et [aa]=0.4x0.4=0.16. On peut en déduire p’, la fréquence de A = [AA]+1/2[Aa]=0.36. La fréquence de A n’a pas changé entre les deux génération (p’=p).

Cette conclusion constitue le principe de Hardy-Weinberg (HW), à partir duquel deux conclusions fondamentales peuvent être tirées :

1. La fréquence des allèles comme celle des génotypes ne change pas d’une génération à l’autre.

2. La fréquence des génotypes dans la génération suivante peut être calculée à partir de la fréquence des allèles dans la génération présente.

Néanmoins, ce principe n’est vrai que sous certaines conditions. Une population pour laquelle les deux conclusions du principe de HW sont rencontrées est dite en équilibre de Hardy-Weinberg. Cet équilibre repose sur plusieurs suppositions fondamentales vis-à-vis de cette population :

1. Il n’y a pas de sélection 2. Il n’y pas de mutation 3. Il n’y a pas de migration depuis ou vers cette population 4. Le phénomène de chance ne cause pas la transmission préférentielle de certains types

d’allèles (pas de dérive génétique) 5. Les accouplements se font aléatoirement.

Si l’une de ces suppositions n’est pas respectée, l’équilibre HW est brisé : la fréquence des allèles pourrait changer entre les générations et la fréquence des génotypes ne pourra plus être déduite de la fréquence des allèles. De ce fait, l’équilibre de HW représente l’hypothèse nulle pour tester la présence d’une force évolutive agit au sein d’une population : si la fréquence réelle (mesurée) des génotypes n’est pas égale à celle prédite par le principe de HW, c’est un signe que l’évolution peut être en œuvre.

C’est ce que nous allons observer durant la session d’aujourd’hui.

II- Méthodes

A- Introduction L’exercice suivant illustrera divers aspects de la génétique des populations et de la microévolution.

Gardez une trace écrite de vos résultats ainsi que des résultats combinés de la classe. Durant toute la séance, répondez aux questions posées dans le texte et rendez le questionnaire à votre démonstrateur à la fin du laboratoire.

B- En plongeant dans le lac… Au cours de la séance d’aujourd’hui, chaque paire d’étudiants va représenter un poisson vivant dans un lac dont les limites sont celles du laboratoire. Il devrait donc y avoir 30 à 40 poissons dans le lac.


80

Nous allons etudier la transmission d’allèles situées sur 2 loci : Le locus bleu et le locus vert. Ces 2 loci possèdent chacun 2 types d’allèles (l’allèle foncé et l’allèle clair), et ils sont situés sur des chromosomes distincts. Cela signifie que les allèles verts et bleus sont transmis de façon indépendante.

En plus des locus bleu et vert, les poissons sont caractérisés par un genre : XX et XY. Pour des raisons pratiques, les poissons garderont le même genre pendant toute la durée de l’exercice.

Au début de séance, vous serez attribué un certain génotype. Puis, vous procéderez à des échanges d’allèles pour créer plusieurs générations successives de poissons. Au cours de ces échanges, vous étudierez les variations de votre population au niveau génétique, et verrez la population du lac évoluer.

1- Caractérisation de la population. Comme nous l’avons vu plus tôt, le génotype de chaque poisson est défini par trois caractéristiques :

- Le locus Bleu (allèle foncé : B ou clair : b) contrôle la forme des nageoires. - Le locus Vert (allèle foncé : V ou clair : v) contrôle la forme et taille de la bouche. - Le genre (XX ou XY). Les poissons ne peuvent procéder un échange d’allèles

uniquement avec un individu du genre opposé.

Un génotype ainsi qu’un genre vous seront attribués au début du laboratoire. Notez ces informations en haut de carte génotypique sur la ligne « Génotype initial ».

Un de vos démonstrateurs notera sur le tableau la composition génotypique de la population. Utilisez ces chiffres pour calculer les fréquences.

Votre tâche pendant la séance: Suivez les instructions pas-à-pas et répondez aux questions sur le formulaire distribué en début de séance. Vous pouvez échanger vos idées et vos commentaires avec les autres étudiants et poser des questions aux démonstrateurs.

Répondez aux questions 1-5.

2- Équilibre de Hardy-Weinberg Répondez à la question 6.

Puisque nous connaissons les fréquences des allèles présents dans notre population, nous pouvons calculer les fréquences génotypiques attendues (théoriques) dans la population en utilisant le principe de HW.

Comparez les fréquences réelles (mesurées) à celles attendues et répondez aux questions suivantes :



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3- Dérive génétique Avant de commencer cet exercice, considérez les questions suivantes :

- Est-ce que la fréquence des allèles varie de génération en génération ?

- Est-ce que la fréquence des génotypes varie de génération en génération ?

Procédure d’échange des allèles: Conduisez votre poisson vers une des zones de ponte situées au bout de chacun des bancs du laboratoire où sont situées des boîtes contenant des cartes d’allèles supplémentaires. Vous pouvez aller vers n’importe laquelle des zones de pontes du lac/laboratoire et vous devez trouver un autre poisson (votre partenaire) dont le genre est différent du vôtre. Si vous ne trouvez pas un tel poisson, passez votre tour et attendez le second tour d’échange d’allèle. Veuillez noter que vous échangerez les allèles bleus et verts, mais vous garderez le même genre pendant toute la simulation.

1. Prenez 2 cartes d’allèles qui correspondent à votre génotype au locus bleu dans le plateau d’allèles (p.ex. pour le génotype « Bb » prenez un « B » et un « b »).

2. Placez un allèle dans chacune de vos mains, fermez les poings et demandez à l’étudiant(e) représentant votre poisson-partenaire de choisir au hasard une de vos mains. Inscrivez l’allèle sélectionné (B ou b) dans la ligne « Descendant 1, locus bleu, allèle 1 »).

3. Maintenant c’est à vous de sélectionner au hasard un allèle de votre partenaire. Notez l’allèle sélectionné dans la ligne « Descendant 1, locus bleu, allèle 2 ».

4. Votre 1er descendant possède maintenant un génotype au locus bleu. 5. Répétez les étapes 2-4 pour le locus Vert. 6. Le genre de la progéniture sera déterminé plus tard. 7. Félicitations, votre premier descendant a commencé son développement. Il naîtra

bientôt. 8. Répétez la procédure ci-dessus (étapes 1 à 7) pour déterminer le génotype du

deuxième descendant. Attention : prenez garde à bien utiliser les allèles correspondant aux génotypes des parents pour procéder aux échanges d’allèles, et non ceux des descendants.

9. Les deux descendants possèdent maintenant un génotype au locus bleu et vert. 10. Les parents sont maintenant arrivés au bout de leur cycle de vie. Ils meurent à l’issue

de l’accouplement et vont faire place à une nouvelle génération. 11. Les descendants vont maintenant naître : lancez une pièce de monnaie pour décider

quels étudiants deviendront le descendant #1 et le descendant #2. Vous avez maintenant une nouvelle identité, et peut être un nouveau génotype. Inscrivez le génotype de votre nouveau poisson dans la ligne « Votre Génotype » dans le tableau du prochain tour. Notez que vous garderez le même genre pendant toute la session afin de conserver l’équilibre mâle/femelle.

12. Une nouvelle génération vit maintenant dans le lac. 13. Quand toute la classe a procédé au premier échange d’allèle, déplacez-vous vers une

autre zone de ponte et trouvez un nouveau partenaire. Vous ne pouvez pas échanger de gènes avec le même poisson que la génération précédente pour éviter la consanguinité.


82

14. Répétez la procédure pour les générations 2, puis 3. 15. Quand vous avez terminé, inscrivez votre génotype final sur le tableau de la classe

pour calculer les fréquences de la classe.

Répondez aux questions 11 à 16.

4- Mutation et sélection Dans cet exercice, nous allons étudier la transmission d’un nouveau type d’allèle. Ces allèles sont apparus par mutation d’anciens allèles. En plus d’apporter de la diversité génétique dans la population, ces allèles mutants vont introduire un nouveau facteur : la sélection. Jusqu’à présent, tous les types d’allèles présents aux locus Bleu et Vert avaient la même valeur adaptative, ce qui signifie qu’ils n’influençaient pas le succès reproductif des individus qui les portaient. Maintenant, le nouvel allèle mutant B1 du locus Bleu confère un avantage aux poissons qui le portent. Rappelez-vous que le locus Bleu contrôle la forme des nageoires de nos poissons. Les poissons qui portent au moins une copie de l’allèle B1 (les mutants B1) possèdent des nageoires plus efficaces qui leur permettent de mieux échapper aux prédateurs. Ainsi les mutants B1 ont plus de chance de survivre jusqu'à l’âge de reproduction comparativement aux non-mutants (type sauvage).

Répondez à la question 17.

Un nouveau type allélique est également apparu au niveau du locus Vert. Les poissons qui portent cet allèle (mutants V1) possèdent une bouche plus large qui leur permet de saisir des morceaux de nourriture plus gros. Néanmoins, le lac contient une grande quantité d’aliments de toutes tailles et les mutants V1 n’ont pas d’avantage particulier par rapport au type sauvage. La mutation est dites neutre.


Méthode: De la même manière que durant l’exercice précédent, la population va procéder à trois cycles d’échange d’allèles. La différence provient de l’introduction par votre démonstrateur d’un certain nombre d’allèles mutants dans la population, de façon aléatoire. A cause de l’avantage qu’apportent les nouveaux types d’allèles, les règles ont légèrement changé. Suivez la nouvelle procédure :

1. Inscrivez votre génotype initial sur la carte génotypique. 2. Sélectionnez les allèles du locus Bleu :

Choisissez au hasard un allèle bleu comme décrit précédemment. Ensuite, selon le génotype du descendant, suivez les instructions suivantes :

Si le descendant possède au moins 1 allèle B1, il survit. Si le descendant ne possède pas d’allèle B1, il pourrait ne pas survivre. Pour

déterminer son destin, lancez une pièce de monnaie (pile=meurt, face=survit). Si le descendant meurt, recommencez la sélection des allèles depuis le début. Si le descendant survit ou possède un allèle B1, inscrivez son génotype sur la carte

génotypique.


83

3. Sélectionnez les allèles du locus vert :

Choisissez au hasard les allèles comme précédemment. Puisque la mutation n’apporte pas d’avantage aux poissons qui la portent, le descendant survit, qu’il soit de type mutant ou non. Inscrivez le génotype dans le tableau 4.

4. Déterminez le génotype du deuxième descendant en répétant les étapes 2-3.

5. Les parents meurent après la procédure d’échange de gènes. Faites naître vos descendants et prenez l’identité d’un des deux descendants comme pendant l’exercice précédent (lancez une pièce).

6. Une fois que toute la classe a terminé le premier tour, trouvez un nouveau partenaire et répétez les étapes 1-6 deux fois pour générer une deuxième et une troisième génération. Aucun nouvel allèle mutant ne sera introduit pendant ces étapes par vos démonstrateurs.

7. Votre démonstrateur/trice comptera le nombre de chacun des génotypique à l’issue

des 3 tours de reproduction.


Cet exercice a été modifié à partir de Winterer (2001). Am. Biol. Teach. 63(9) pp678-687.

Partie II : Introduction à la simulation de Génétique des populations sur ordinateur (Populus).

I- Instructions de base pour opérer Populus : Populus est un logiciel de simulation de génétique des populations développé par Don Alstad à l’université du Minnesota (http://www.cbs.umn.edu/populus/). Lancez-le à partir de la fenêtre de lancement « biology ».

Les différentes simulations que nous allons utiliser pour cet exercice sont accessibles depuis le menu ‘Model’. Chaque model de simulation consiste en deux fenêtres : la fenêtre d’entrée des paramètres (input window) et la fenêtre dans laquelle apparaissent les résultats de la simulation (output window). Les deux fenêtres sont redimensionnables.

Il est possible d’ajouter des lignes horizontales dans la fenêtre de résultats : sélectionnez le menu Option de cette fenêtre et choisissez ‘finer grid’ pour augmenter la densité des lignes horizontales. Vous pouvez également zoomer sur une partie du graphe montrant les résultats de la simulation en cliquant avec le bouton gauche de la souris sur la zone à agrandir, ou tracer un rectangle de sélection autour de la zone d’intérêt. Pour rétablir l’agrandissement original, cliquez sur le bouton droit n’ importe où sur la fenêtre.


84

II- Dérive génétique Dans le menu Model, sélectionnez Mendelian Genetics puis Genetic Drift (dérive génétique). La fenêtre d’entrée des paramètres devrait s’ouvrir. Assurez-vous que l’onglet Monte

Carlo soit bien sélectionné.

Par défaut vous pouvez entrer les valeurs de quatre paramètres : Taille de la population (population size), fréquence initiale (initial frequency), nombre de locus (number of loci) et nombre de générations (par défaut : 3 fois la population ou 3N).

Simulation 1-1 Tout d’abord, nous allons simuler une population de 250 individus et observer un allèle présent dans cette population avec une fréquence initiale de 0.5

Entrez dans la fenêtre de paramètres les valeurs suivantes : N=250, p=0.5 et nombre de locus=6. Ce dernier paramètre nous permet de suivre 6 populations en même temps. Entrez 300 générations puis cliquez sur View pour lancer la simulation et ouvrir la fenêtre de résultats. Dans cette fenêtre, vous pouvez observer une série de lignes brisées qui montre la variation de la fréquence allélique en fonction du temps exprimé en générations.

Parfois, une des lignes colorées atteint la valeur de fréquence 0 ou 1 (=fréquences de fixation). Lorsque la fréquence d’un allèle atteint 1 on dit que cet allèle est fixé alors que quand la fréquence est égale à zéro, l’allèle est perdu dans la population.

Répondez aux questions 1 et 2.

Faites tourner la simulation une autre fois avec les mêmes paramètres en cliquant sur ‘Iterate’ dans la fenêtre des résultats.


Simulation 1-2 Maintenant, changez la taille de la population à N=100 sans modifier les autres paramètres et lancez la simulation (répétez la simulation en cliquant sur ‘Iterate’ si vous désirez voir plusieurs simulations).


Afin de tester votre hypothèse, faites tourner la simulation 5 fois avec 6 locus à chaque fois, et notez le nombre d’allèles qui ont été fixés au bout de 100 générations. Utilisez les tailles de populations suivantes : N=25, 75 et 150.

Vous utiliserez un test statistique simple pour comparer vos résultats : l’intervalle de confiance à 95% (IC95%). L’intervalle de confiance à 95% nous informe que nous pouvons être confiant à 95% que la valeur moyenne est située entre la limite supérieure et inférieure de l’intervalle. Ainsi, si deux intervalles à 95% ne se


85

chevauchent pas, il est probable 95% du temps que les moyennes soient distinctes. Utilisez Excel et votre calculatrice pour calculer l’intervalle de confiance à 95% :

1. Calculez le nombre moyen d’allèles fixés pour chaque taille de population ( m ). 2. Calculez l’écart type (SD) de la moyenne en utilisant la fonction STDEV dans Excel

(votre démonstrateur vous montrera comment en début de séance). 3. Calculez l’erreur type (SE) avec la formule suivante :

où SD représente l’écart-type et n la taille de l’échantillon (nombre de mesures).

4. L’intervalle de confiance à 95% est centré sur la valeur moyenne et possède deux limites : Limite supérieure L1= m + 2 x SE Limite inférieure L2= m – 2 x SE

Entrez vos résultats dans le tableau 5.


Simulation 1-3 Ajustez la taille de la population à N=10 et faites tourner la simulation pendant 50 générations. Essayez différentes valeurs de p (fréquence initiale) et faites tourner la simulation plusieurs fois pour chaque valeur testée.


III- Dérive génétique et sélection Dans les simulations précédentes nous avons observé comment la dérive génétique peut affecter une population en changeant la fréquence des allèles par le seul fait du hasard. Nous allons maintenant voir ce qui se passe lorsque nous introduisons un nouveau facteur : la sélection. Dans Populus, la sélection est contrôlée en ajustant la valeur adaptative (fitness) de chacun des génotypes.

Dans le monde réel, les effets de la sélection et de la dérive génétique interviennent en même temps. Le but de cet exercice est d’observer les effets combinés de ces deux forces.

Fermez la fenêtre de la simulation précédente et sélectionnez Drift and Selection dans le menu Model > Mendelian Genetics.

Simulation 2-1 Dans la fenêtre des paramètres entrez les valeurs adaptatives suivantes pour les différents génotypes : wAA=0.8, wAa=1, waa=0.8 avec une population de N=500. Commencez avec une fréquence initiale de p=0.5 et faites tourner la simulation pendant 100 générations.


n

SDSE


86

Simulation 2-2 Changez la taille de la population à N=250 puis N=50 et répondez à la question 12.

Simulation 2-3 Maintenant, nous allons donner un avantage sélectif à un des génotypes. Ajustez les valeurs adaptatives comme indiqué : wAA=1, wAa=1 , waa=0.9 dans une population de N=200 et une fréquence initiale p=0.1


Simulation 4 Changez la taille de la population à N=25 et faites tourner la population plusieurs fois.


Cet exercice (partie II) a été modifié à partir d’un laboratoire proposé par Dr J.Brown au Grinnel College (1998).

N’oubliez pas de remettre votre questionnaire à vos démonstrateurs avant de quitter le laboratoire.

ANNEXES

Annexe I – Graphiques

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Représentation graphique de l’information quantitative

Utilisez un graphique lorsque vous voulez: Voir les tendances globales et les rapports entre les données Comparer deux facteurs (ou plus) d'une façon générale ou quantitative Présenter une grande quantité d'information quantitative d'une façon compréhensible et

analyser des données

Principes généraux de la construction d'un graphique A- Type de graphique Voici quelques exemples de différents types de graphiques:

Graphiques à barres (horizontales ou verticales) Ces graphiques sont composés de barres de largeur égale et de longueur variable. Les données quantitatives sont placées sur un axe seulement (l’axe des X pour les graphiques à barres horizontales ou l’axe des Y pour les graphiques à barres verticales). Les barres représentent une série de données discrètes (par exemple des lieux, des catégories, des périodes de temps) et elles sont séparées par des espaces. Il ne faut pas confondre les graphiques à barres avec les histogrammes. Ces derniers ont une échelle quantitative sur leurs deux axes.

Histogrammes Comme les graphiques à barres, les histogrammes sont composés de barres de largeur égale et de longueur variable. On les utilise notamment pour analyser et étudier des distributions. Pour construire un histogramme, il faut diviser l'étendue des données en un certain nombre d'intervalles et noter le nombre d'observations qui se retrouvent dans chaque intervalle. On peut alors calculer le pourcentage des observations pour chaque intervalle. Un histogramme contient donc des intervalles sur l'axe x et des valeurs en pourcentage sur l'axe y. Graphiques à barre ou histogrammes sur deux panneaux (arrangement vertical) Les règles générales des histogrammes ou graphiques à barres s’appliquent, plus :

L’axe des Y s’étend sur les panneaux. L’échelle de l’axe Y est la même sur les deux panneaux (même si l’étendue des valeurs

présentées peut être différente). L’étiquette de l’axe des X est inscrite sous l’axe du panneau inférieur. Les divisions sont présentes sur les 2 axes X. Une seule clé des symboles est utilisée pour les deux panneaux.

Graphiques à secteurs (circulaire) Un graphique à secteurs montre la proportion de chaque composante constituant l’ensemble des données. La lecture des graphiques à secteur est imprécise puisqu’il faut estimer l’angle formant un secteur donné pour connaître la valeur qu’il représente. Pour cette raison ce type de graphique généralement, est à éviter.

Annexe I - Graphiques

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Graphiques à lignes brisées On emploie ce graphique lorsque beaucoup de données (n>30) sont disponibles dans des intervalles uniformes, et pour illustrer les tendances ou les changements d'une variable dans le temps. On relie les points sur le graphique avec des lignes pour montrer les variations dans le temps. Diagrammes de dispersion (nuage de points) On utilise les diagrammes de dispersion afin de présentation les relations entre deux séries de données. Dans ces graphiques les variables quantitatives (ou semi quantitatives) sont présentes le long des deux axes. La variable indépendante est toujours présentée sur l’axe des abscisses, tandis que le la variable dépendante (celle dont la valeur dépend de la variable indépendante) est placée en ordonnée. Les diagrammes de dispersion permettent d’évaluer quantitativement le rapport entre les deux variables.

B- Présentation

I- Mise en page

Composez votre document en considérant la taille, la position et l'orientation du graphique. Typiquement un graphique occupe les 2/3 supérieurs de la page alors que le 1/3 inférieur est réservé à la légende d’une page en orientation « portrait ». II- Le rapport données / encre Le rapport données / encre insiste sur l'importance des données par rapport aux autres éléments du graphique, et donc le côté « minimaliste » du graphique. Ce rapport doit être le plus haut possible en réduisant la quantité d'encre qui n'est pas reliée aux données (grilles, encadrements et texte superflus).

III- Données

1. Symboles Utilisez des symboles clairement visibles pour représenter les données. Par exemple, les

cercles, les carrés ou les triangles vides ou remplis sont adéquats. Les symboles de données doivent être discernables de la courbe qui les relie ou des barres d’erreur (si présentes). Néanmoins, les symboles ne doivent pas être trop gros et aller à l’encontre du rapport données/encre.

Les étiquettes (« labels ») des axes doivent être précises et brèves. Lorsque plusieurs points de données se superposent, vous devez indiquer le nombre de

points superposés, soit en utilisant des symboles, soit en indiquant le nombre de points superposés à proximité du point lui-même (en format « exposant », par exemple).

Si vous tracez plus d'une série de données ou si vous utilisez plusieurs types de symboles sur votre graphique (p. ex. différentes formes), vous devez ajouter une clé des symboles. Placez celle-ci à l’intérieur de la zone de traçage (voir ci-dessous) dans un espace dépourvu de données. Si ce n’est pas possible, placez la clé des symboles directement au-dessus ou à droite de votre graphique. L’utilisation des couleurs est à éviter.

2. Barres d'erreurs Si vous tracez des moyennes, il faut présenter des barres d'erreurs. Ces barres peuvent être

l'écart type, l'erreur type ou l'intervalle de confiance (95%). Indiquez ce que les barres d’erreurs représentent.

Les barres d'erreurs doivent être moins visibles que les symboles des données.


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Dans le cas d’un graphique à barres, présentez seulement les barres d’erreurs au-dessus des barres de donnée.

La longueur des barres d’erreurs sur le graphique représente la valeur de celle-ci (ex. si l’erreur type est de 50, la barre d’erreur doit avoir une longueur de 50 sur votre graphique).

3. Rectangle des données / zone de traçage La zone de traçage est un rectangle imaginaire qui contient tous les symboles de données (points et barres d’erreur). Plus la zone de traçage est grande, plus les données seront faciles à lire (voir aussi mise en page). La zone de traçage ne doit pas être représentée. Elle ne sert que de guide pour produire votre graphique. IV - Axes

1. Échelle des axes Pour chacun des axes, choisissez une échelle appropriée afin que les données occupent la

majeure partie de votre graphique (voir aussi mise en page). Choisissez un intervalle des valeurs qui englobe toute l'étendue des données (y compris les

barres d’erreur, si présentes). Ajoutez trois à cinq marques de division sur les axes quantitatifs. Ces divisions doivent être

espacées régulièrement et représenter toute l’étendue des donnée (=les deux extrémités des axes doivent porter une marque de division).

Le nombre de divisions n’est pas limité sur les axes non-quantitatifs (placez une division par catégorie).

Les marques de division doivent pointer à l'extérieur des axes (sans les traverser) afin de ne pas masquer les données.

Toutes les marques de division doivent comporter une étiquette indiquant la valeur sur l’axe ou le nom de la catégorie qu’ils représentent.

Si les données s’étendent sur une très grande gamme de valeurs, vous pouvez convertir un ou les deux axes en une échelle logarithmique. L'effet majeur d'une conversion logarithmique est une compression de la partie supérieure de l'échelle par rapport à la partie inférieure.

2. Identification des axes (étiquettes) : L'identification des axes doit être adaptée aux variables présentées. Vous devez indiquer les

unités entre parenthèse après le texte de l’étiquette. N'utilisez que des abréviations SI (système international, voir annexe) pour les unités. Si vous utilisez les logarithmes, assurez-vous que l'identification des axes correspond aux

unités utilisées pour identifier les divisions des axes. V. Légende

Tout graphique doit comporter une légende. Placez-la directement en dessous du graphique.

1. Que dois-je mettre dans ma légende? Une légende commence toujours avec un numéro de graphique (p. ex. Figure 1. ou

Graphique 1). Pour un tableau, « Tableau 1 » est acceptable. « Figure 1» est approprié pour toutes les légendes, quel que soit le type de figure (graphique, tableau, dessin etc…).

La première phrase de la légende doit être un titre complet et précis. L’information portée sur les 2 axes doit être présente. De même, le nom complet de l’organisme étudié doit y figurer (voir nomenclature binominale).

Le texte de la légende doit être suffisamment détaillé pour expliquer comment les données ont été rassemblées et analysées.

Si plusieurs observations ont été regroupées, ou si une moyenne est représentée, la taille de


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l’échantillon doit être indiquée (par ex. n=30). Si vous avez utilisé seulement deux symboles, vous pouvez les expliquer soit directement

dans la légende, soit dans une clé des symboles. Pour plus de deux types de symboles, utilisez une clé des symboles située dans un espace vide de l’intérieur de la zone de traçage (voir Symboles).

Assurez-vous que la légende soit complète et informative. Ne décrivez pas les tendances de vos données. Le graphe est juste au-dessus et il parle par

lui-même.

2. Nomenclature binominale des organismes En plus du nom courant qui est lui est attribué, chacun des organismes possède également un nom unique basé sur les relations phylogénétiques qu’il partage avec tous les autres organismes. La façon la plus précise de nommer un organisme est d’utiliser la nomenclature dite binominale qui a été introduite au 18ème siècle par le biologiste suédois Linné. Cette nomenclature indique le genre et l’espèce, qui sont les caractéristiques les plus spécifiques dans la hiérarchie des désignations d’un organisme. Les règles typographiques de cette nomenclature imposent que le genre soit écrit avec une majuscule et l’espèce en minuscule alors que les deux noms sont inscrits en italique (ou soulignés lorsqu’écrits à la main). Par exemple, le chien (nom courant) est désigné par Canis domesticus ou Canis domesticus.

3. Description du type de données présentées sur le graphique : Si vous présentez les moyennes il faut le dire (ainsi que la taille de l’échantillon) Si vous avez transformé les données, il faut indiquer le type de transformation utilisé. Expliquez clairement les barres d'erreurs. Par exemple: moyenne ± écart type, moyenne ±

erreur type de la moyenne, moyenne ± l'intervalle de confiance à 95%.

C- Exemple de graphique :

0

2500

5000

0 3 6 9 12

Abondan

ce (individus / 10 m

l)

Temps (jours)

Figure 1: Croissance d’une population de Paramecium aurelia à 20oC dans une solution stérile de peptone protéolysée (1% masse/vol.) au cours du temps. Les moyennes (± erreur type) de 20 mesures sont présentées.


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D- À propos des variables La variable indépendante varie sans être influencée par la variable dépendante. Elle est en générale fixée par l’observateur, et est toujours portée sur l’axe X d’une graphique (ex. : catégories, temps, etc…). La variable dépendante représente le facteur qui varie en fonction de la variable indépendante, et doit être portée sur l’axe des Y (ex. abondance dans le graphique de la figure 1 présenté ci-dessus).

E- Critères d'évaluation Les critères suivants seront pris en compte pour l’évaluation de votre graphique (liste non exhaustive) : Présentation : Type de graphique, rapport données / encre, mise en page, clarté et propreté Données : Symboles, barres d’erreur, échelle, unités et étiquette des axes Légende : Description, nomenclature, taille de l’échantillon Nous recommendons que vous fassiez vos graphiques à la main sur du papier millimétré.

Néanmoins, vous pouvez remettre un graphique fait à l’aide d’un ordinateur. Dans ce cas, imprimez-le sur du papier blanc. Les graphiques sont évalués avec les mêmes critères, qu’ils soient faits à la main ou à l’aide d’un ordinateur.

Vérifiez que chacun des éléments de votre graphique suit les règles énoncées dans cette annexe.

Références: Cleveland, W.S. (1994). The elements of graphing data – 2nd edition Hobart Press, Summit, Nj Davis, P. (1974). Science in geography 3, data description and presentation - Oxford University Press, London, R-U. Reynolds, L. and Simmonds, D. (1981). Presentation of data in science - Martinus Nijhoff Publishers, Boston, Ma.

INTRODUCTION À LA BIOLOGIE DES ORGANISMES · BIO1530 – Introduction à la Biologie des...

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