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Universidad de San Carlos de Guatemala

Facultad de Ingeniería

Escuela de Ingeniería Química

Área de Química

Laboratorio de BIOQUÍMICA

Instructor: Ing. . Erwin Manuel Ortíz Castillo. Msc.

Supervisor de Laboratorios Area de Química

Profesor titular Escuela de Ing. Quimica.

Ing. Erwin Manuel Ortiz Castillo. Msc.

Segundo Semestre de 2015.

Alumno:__________________________________________Carnet:___________

Este documento ha sido recopilado, adaptado y editado por Erwin Manuel Ortiz Castillo. Derechos

Reservados.

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SOBRE LA REALIZACIÓN DE LA PRÁCTICA

Las prácticas de laboratorio se llevarán a cabo una vez por semana en los horarios

preestablecidos de la Sección A y la Sección B los días lunes (Esto estará sujeto a cambios de

acuerdo a disponibilidad de equipos y condiciones de los mismos, debido a la cantidad de

alumnos que sobrepasa en cada grupo los 20, estos cambios serán de común acuerdo con los

señores estudiantes equipos, salvo que se indidque otra cosa). Se dispone de 11 prácticas de

las cuales se seleccionaran 6 como minimo a ser efectuadas durante el presente semestre. Los

estudiantes deberan llevar sus registros de sus laboratorios, es personal. Se trabajará en grupos,

organizados por el instructor. Para la realización adecuada de las prácticas, deberán atenderse

las siguientes indicaciones:

1. Es obligatorio presentarse puntualmente a la hora de inicio del laboratorio, ya que en ese

momento se cerrará la puerta y se procederá a realizar el examen corto.

2. Exclusiones al derecho de practica de Laboratorio son:

a) Desconocimiento de la experiencia a realizar, en particular requerimiento

cognoscitivo y metodológico del mismo.

b) No tener puesta la bata de laboratorio, lentes de protección y toalla de limpieza.

c) Falta de participación de algún miembro del grupo, se le hará un control de

conocimiento de la práctica en ejecución,

d) Que falten a las normas mínimas de seguridad en el laboratorio.

3. Cada grupo debe revisar cuidadosamente el equipo que le corresponde, ya que se le

cargará al grupo cualquier faltante o rotura. En caso de que no se reponga el material

dañado o perdido durante la realización de la práctica, el estudiante o el grupo completo

deberá ser reportado al listado de personas que deben cristalería, material o equipo

dañado. Si durante la realización de la práctica se requiere de equipo adicional, deberá

ser solicitado al instructor y se le cargará a la hoja de responsabilidad.

4. No se aceptan visitas durante la realización de la práctica, así como tampoco se permite

hablar a través de las ventanas..

5. Se prohíbe terminantemente comer, beber, fumar dentro del laboratorio.

6. No se permitirá reponer ninguna práctica.

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7. Al finalizar la práctica deberá entregarse al instructor una hoja con los datos originales,

que contiene en una forma breve y concisa todas las observaciones experimentales de la

práctica, identificándose con el nombre, carnet y firma de cada uno de los integrantes así

como el número del grupo, con letra clara y limpia. No se aceptarán hojas arrancadas

de cuaderno.

8. Para las prácticas inmediatas, ya sea en grupo o individuales, no se permitirá el

uso del instructivo de laboratorio, ni de ningún diagrama de flujo, solamente

deberá ingresar dos hojas de papel bond tamaño carta, calculadora no

programable (no HP 48 o 49 G, ni Casio Fx 880), lápiz, lapicero y una regla de ser

necesario.

.

DISTRIBUCIÓN DE LA NOTA . EVALUACIÓN

La nota de laboratorio de BIOQUÍMICA. está distribuida de la siguiente manera:

Reportes 14.00 puntos

Cortos 5.00 puntos

Prereportes 1.00 puntos.

Examen intermedio 2.50 puntos

Examen final de laboratorio 2.50 puntos

TOTAL 25.00 puntos

La nota mínima para aprobar el laboratorio es de 15.25 equivalente al 61% o lo

que se acuerde en el curso.

Existe siempre la posibilidad de realizar cambios en las prácticas por motivos de

disponibilidad de reactivos o de equipos, por lo que, se avisará con anticipación

para solventar algunos inconvenientes.

Todo que no esta contemplado en este instructivo será resuelto por el instructor.

Las personas que estén llevando el curso de Bioquímica durante el presente

semestre y se desasigne tiene la obligación de avisar al instructor haciendo

efectivo enviándole al instructor una nota.

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NORMAS GENERALES DE SEGURIDAD

PARA EL LABORATORIO DE BIOQUÍMICA.

|El riesgo de sufrir un accidente puede ser disminuido notoriamente, si todas las

instrucciones son cuidadosamente seguidas y si se hacen las cosas con cuidado razonable y

sentido común.

Casi todos los reactivos usados en el laboratorio de Bioquímica son tóxicos, inflamables

o ambos. Para dar una idea de la toxicidad de éstos, puede hacerse mención del Eter dietilico o

isopropilico, éter del petróleo éstos son inflamables por lo que es necesario utilizar estufas

eléctricas y no tener llamas presentes en el laboratorio porque existe siempre posibilidad de

incendio, debe utilizarse si es posible o como regla, guantes de hule o de cirugía ya que es una

membrana que no permite el contacto directo con la piel, lo que no permite que a través de la piel

se absorban sustancias tóxicas.. Si bien es cierto que se limitará el uso de compuestos tan

tóxicos, debe de ser tomada toda posible precaución para evitar la inhalación, ingestión o

derrame de sustancias.

Para poder desarrollar con seguridad la práctica de laboratorio, deberán tomarse en

cuenta las siguientes indicaciones (cualquier desacato de las mismas puede traer graves

consecuencias, tanto a usted como a sus compañeros de trabajo):

PROTECCION PERSONAL

1. El estudiante deberá llevar puesta en todo momento su bata de protección, la cual debe ser

de manga larga, con broches metálicos (de preferencia) hasta el cuello y cubrir por lo menos

hasta la altura de las rodillas.

2. Los ojos deben ser protegidos durante todo el período de laboratorio, parezca o no peligroso

lo que esté haciendo, por ello son necesarios los lentes de seguridad.

IMPORTANTE: La desobediencia a las anteriores normas de protección personal

dentro del laboratorio puede ser sancionada con: no ingreso al laboratorio, un

descuento del 10% hasta un 30% del valor del reporte de dicha práctica o expulsión del

estudiante de la práctica).

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NORMAS DE SEGURIDAD

1. Mantenga su mesa de trabajo limpia y ordenada. Mantenga siempre un limpiador a mano

(toalla pequeña). No ponga sobre ella libros o aparatos que no esté usando.

2. Evite los juegos y actitudes violentas en beneficio de su seguridad personal y la de sus

compañeros de trabajo. Sea cortés, acomedido, amable y respetuoso con sus compañeros.

Las buenas relaciones interpersonales son importantes para su trabajo.

3. Adquiera el hábito de trabajar de pie sin inclinarse demasiado sobre los tubos o aparatos.

4. Cuando trabaje con sustancias inflamables, asegúrese de que no haya llamas en su

proximidad.

5. Se debe evitar el contacto con las sustancias usadas y nunca saborearlas. Lávese las manos

después de efectuar transferencias de líquidos o cualquier otra manipulación de reactivos.

6. Al determinar el olor de un compuesto, coloque el recipiente a no menos de una cuarta de la

nariz y suavemente lleve con la otra mano un poco del aire que está sobre el recipiente, inhale

lentamente. Si no detecta olor alguno, puede acercar más el recipiente pero nunca inhale

profunda ni directamente.

7. Nunca regrese el reactivo sobrante a la botella con el reactivo original. Descártelo. Nunca

introduzca varillas de agitar, pipetas, goteros, etc. en las botellas de reactivos. Transfiera un

volumen prudencial de la botella a un earlenmeyer o beaker y de allí tome lo que necesite.

Etiquete cada muestra para conocer su contenido (fórmula y concentración). Nunca

lleve los frascos de reactivos a su mesa de trabajo. Si se toma demasiado, déjese el exceso

para que sea utilizado por otros estudiantes, o bien, descarte en el lugar apropiado lo que no

use.

8. Tape perfectamente los reactivos después de usarlos. Con ello evitará el desperdicio y la

contaminación.

9. Lea las etiquetas antes de utilizar los reactivos químicos. Se debe adquirir la seguridad de

que se tiene el reactivo químico correcto. Si algún frasco tiene la etiqueta deteriorada,

repóngala inmediatamente.

10. Caliente lentamente los tubos de ensayo y cualquier otro equipo de vidrio, antes de

calentarlos fuertemente.

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11. Cuando se esté calentando un líquido en un tubo de ensayo, o bien, se esté llevando a cabo

una reacción en él, nunca dirija la boca del tubo hacia usted mismo o hacia algún estudiante

vecino.

12. Nunca vierta agua en ácido concentrado. Viértase siempre lentamente el ácido en el agua, al

mismo tiempo que se mezclan mediante un agitador, y de preferencia se realiza el mezclado

en un baño frío.

13. Si durante un experimento se desprenden vapores que sean peligrosos, hágase bajo la

campana del extractor.

14. Colóquense todos los desperdicios químicos en los recipientes indicados por el instructor. Si

no se tienen recipientes disponibles. Todos los desperdicios sólidos (excepto aquellos que se

indiquen) deberán colocarse en los cestos de desperdicios. No tire los sólidos en el drenaje.

15. Maneje con cuidado y precaución los aparatos calientes y las sustancias corrosivas como

ácidos y bases fuertes.

16. Si se derrama cualquier reactivo químico sólido, límpiese. Si se derrama cualquier ácido o

base sobre la mesa o el piso, espolvoréese un poco de carbonato hidrogenado de sodio sobre

el producto derramado para neutralizarlo, enjuagando después.

17. Cuando se manipule vidrio para meterlo en tapones o mangueras, se debe lubricar con

glicerina, o al menos agua, y proteger las manos con una toalla. Las manos deben trabajar

muy próximas para evitar cortes en la piel (ver Figura 1).

18. Nunca se debe trabajar sin que haya alguna otra persona en el laboratorio. Se debe trabajar

cerca de otras personas para que éstas se den cuenta rápidamente de un accidente y puedan

dar ayuda.

19. Si se siente desfallecer; siéntese, ponga la cabeza entre las piernas y avise a sus

compañeros o al instructor.

20. Si se salpican los ojos, cara o manos con cualquier ácido, lávense con abundante agua.

Téngase presente la situación de la fuente de agua más cercana, en tal forma que se pueda ir

a ella tan rápido como sea posible. Si alguien salpica con estas sustancias, notifíquese al

instructor, quien recomendará acción posterior.

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21. Notifique inmediatamente al instructor cualquier lesión o accidente, por leve que sea. Él

sabrá qué hacer y cómo ayudarlo.

22. Tan pronto como se termine un experimento, desmóntese los aparatos y límpiese el equipo

utilizado. Regrese todo equipo al lugar designado.

23. Todos los experimentos de este manual tienen sus instrucciones y procedimientos, los

cuales deberá seguir fielmente para evitar en lo posible cualquier error. Nunca se deberán

realizar experimentos no autorizados.

24. En caso de duda consulte a su instructor.

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COMO REPORTAR

Uno de los objetivos de este laboratorio es que el estudiante aprenda a elaborar un

reporte técnico, por lo que se pondrá especial énfasis en los aspectos que comprende el mismo.

Un reporte debe ser breve, conciso y claro, aunque debe ser suficientemente específico

para que el lector pueda profundizar en cualquier aspecto que sea de interés. Dado que su

propósito es transmitir información a otros deberá responder a las preguntas siguientes:

¿Cuál es el propósito del reporte? ¿Qué información va a transmitir? ¿Por qué va a transmitir

esa información? ¿Quién va a leer el reporte? ¿Cuál es el nivel cultural y científico del lector?

¿Por qué lo va a leer?

Las secciones de las cuales consta un reporte de Química Orgánica, y el orden en el cual

deben aparecer, son:

A. Carátula

B. Indice

C- Resumen (al final) o 10

Introducción al inicio

C. Objetivos de la práctica 05

D. Marco teórico 05

E. Marco Metodológico. 05

F. Resultados 15

G. Pruebas de identificación

H. Interpretación de resultados 30

I. Conclusiones 15

J. Observaciones 05

K. Referencias bibliográficas 05

Apéndice:

L. Hoja de datos originales (firmada)

M.Muestra de Cálculo/prepara-

Ción de reactivos.

M. Fotografias.

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En caso de no adjuntar la hoja de datos originales tendrá cero en el reporte; ya

que para poder realizar el reporte es necesario contar con datos y observaciones

obtenidos durante la experiencia. En caso de inconcordancia entre la hoja de datos

originales y los datos u observaciones citados dentro del reporte automáticamente se

anulará dicha sección del reporte.

Si son hallados dos reportes parcial o totalmente parecidos se anularán

automáticamente dichos reportes.

Se deberán incorporar fotografías si esto fuera posible a los reportes para

ilustrarlos de una mejor manera.

La introducción se pone al inicio y si es resumen se pone al final.

Debe aplicarse el procedimiento de presentación en formato adicional que se

proporcionará sobre la presentación del reporte en cuanto al tipo de letra etc.

C. RESUMEN (se coloca al final) y si es INTRODUCCIÓN (se coloca al inicio).

Tiene por objeto que el lector pueda tener una idea completa del trabajo sin tener que

leerlo todo, por lo que debe expresar de una manera general el contenido del mismo.

Básicamente debe responder a los siguientes cuestionamientos:

¿Qué se hizo? Se refiere a lo que se alcanzó con el desarrollo general de la práctica

¿Cómo se hizo? Se refiere al procedimiento descrito resumidamente, si se utiliza un método

específico mencionarlo, indicar los reactivos utilizados.

¿A qué se llegó? Se refiere al resultado específico de la práctica (generalmente incluye el

rendimiento); en el caso de la síntesis de un compuesto puede mencionarse si el método

empleado produce verdaderamente el resultado esperado sobre la base de las pruebas de

identificación y a los resultados en sí.

¿Bajo qué condiciones se hizo? Se refiere a las condiciones de proceso y ambientales si

afectas al fenómeno.

No escriba las anteriores preguntas, recuerde que usted debe de redactar lógicamente.

D: OBJETIVOS: En esta sección es necesario colocar los objetivos de la práctica de

laboratorio, guía la práctica y la construcción de las conclusiones.

E. MARCO TEÓRICO: En esta sección se colocan los hechos, reacciones,

fundamentos relacionados con el tema en estudio.

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F. MARCO METODOLÓGICO: En esta sección se colocan los procedimientos que

se siguen en la práctica.

G. RESULTADOS

En esta sección deben incluirse todos los datos obtenidos al final de la práctica, como

masa o volumen recuperados, contenido de algún elemento en un compuesto o cualquier otro

tipo de resultado final. Además de debe incluir el porcentaje de rendimiento en el caso que fuera

posible determinarlo.

En algunas prácticas los resultados pueden ser solamente cualitativos, como por ejemplo

la determinación de elementos que compone una muestra, determinación de la naturaleza de un

compuesto. Así como los resultados de las pruebas de identificación y deben de presentarse en

una tabla preferiblemente.

H PRUEBAS DE IDENTIFICACIÓN

Las pruebas de identificación tienen como finalidad asegurarse de que el método

utilizado es adecuado para obtener el producto deseado, teniendo como principio la evaluación

de propiedades, tanto físicas como químicas, del compuesto en cuestión; estas pruebas se

realizan poniendo en contacto el compuesto a ser identificado con algún otro compuesto (con el

cual se espera un comportamiento conocido y observable)

La forma de presentar una prueba de identificación es la siguiente:

Prueba No.

Nombre de la Prueba:

Criterio de la Prueba:

Reacción:

Observación:

Conclusión:

El nombre de la prueba se refiere al reactivo con el cual se trata el compuesto

desconocido.

En el criterio de la prueba se enuncia el comportamiento de la muestra, al ser sometida a

la prueba realizada, según la bibliografía, incluyéndose además la referencia y página de donde

se sacó el criterio.

En reacción debe indicarse la que sucede cuando se lleva a cabo la prueba, debiendo

aparecer debidamente balanceada; en algunas pruebas se evalúan únicamente propiedades

físicas, por lo tanto, se debe indicar que no existe por tratarse de una propiedad física.

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La observación se refiere a lo ocurrido en el laboratorio y debe enunciarse en términos de

“producto obtenido en el laboratorio”, sin citar el nombre del compuesto que supuestamente se

preparó.

Finalmente, la conclusión se refiere a si la prueba fue positiva o negativa; es lo único que

debe referirse. Una prueba positiva implica que el compuesto sufrió un cambio químico o físico;

en caso contrario la prueba es negativa.

I. INTERPRETACIÓN DE RESULTADOS

Esta sección corresponde a una demostración, explicación y análisis de todo lo que

ocurrió y resultó de la práctica, interpretando de una manera cuantitativa y cualitativa, tanto los

resultados como los pasos seguidos para la obtención de los mismos. Aún cuando la discusión

se apoya en la bibliografía, no debe ser una transcripción de la misma, ya que el estudiante debe

explicar con sus propias palabras y criterio lo que sucede en la práctica. Cuando se haga uso de

la teoría en alguna parte de la discusión debe indicarse colocando al final del párrafo (que debe ir

entre comillas), la bibliografía de donde se obtuvo la información. La forma de colocarlo es la

siguiente: (Ref. No.1, Pág.5)

Además debe analizarse cada uno de los pasos del mecanismo de reacción del

compuesto (en caso de que se haya sintetizado), mencionando aspectos importantes como las

concentraciones de las especies involucradas, temperatura, medio de la reacción, etc.

Otro punto a discutir es el procedimiento experimental, el cual debe ser explicado

mediante la aplicación de conocimientos generales de química y fisicoquímica. Se debe discutir

el procedimiento en una forma ordenada, justificando cada uno de los pasos seguidos para el

desarrollo del experimento, tomando en cuenta las correcciones hechas al mismo. Por ejemplo,

debe explicarse el por qué de un calentamiento para aumentar la temperatura en una reacción, la

importancia de un lavado, y otros.

En cuanto a los resultados propiamente dichos, debe explicarse el por qué de los

mismos. Si el resultado está expresado como un porcentaje de rendimiento, debe explicarse por

qué éste es alto, bajo o incluso superior al 100%. Si es un resultado cualitativo debe

mencionarse los fundamentos en los cuales se basó para obtenerlo.

Por último, sobre la discusión de las pruebas de identificación, debe explicarse qué

propiedad del compuesto se evalúa, la razón por la cual el compuesto debe o no reaccionar con

el identificador, etc. Si alguna prueba resulta negativa, debe argumentarse alguna razón (de tipo

experimental), y debe evaluarse qué tanto afecta el resultado de la práctica.

J. CONCLUSIONES

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Constituyen la parte más importante del reporte. Las conclusiones son “juicios críticos

razonados” a los que ha llegado el autor, después de una cuidadosa consideración de los

resultados del estudio o experimento y que se infieren de los hechos. Deberán ser LÓGICAS,

CLARAMENTE APOYADAS Y SENCILLAMENTE ENUNCIADAS. Esta sección deberá de ser

extraída de la interpretación de resultados ya que allí han sido razonadas.

PROCEDIMIENTO (se coloca en el marco metódológico).

Es una descripción completa del procedimiento seguido en el laboratorio y debe

de incluir los cambios que hayan sido hechos durante la experiencia, debe de ser

escrito en tiempo pasado perfecto.

K. OBSERVACIONES

Las observaciones describen lo ocurrido durante la práctica en una forma empírica, es

decir, solamente se observan las propiedades o cambios visibles que sufren los compuestos sin

interpretar la naturaleza de dichos cambios.

En las observaciones se deben incluir las características de los reactivos (estado, color o

cualquier otra propiedad física); se deben describir los cambios que resultan de la mezcla de

algunos reactivos (donde no necesariamente ocurre reacción), como cambio de color, formación

de fases (describiendo su aspecto), liberación de calor, etc.; también deben mencionarse las

observaciones que se den como resultado de algún procedimiento específico, como

calentamiento, filtración, etc. Finalmente, deben colocarse las observaciones de las pruebas de

identificación, mencionando tanto las características de los reactivos utilizados como

identificadores, así como los cambios que resulten de la mezcla del identificador y el compuesto

a identificar. En esta sección podrá incluir únicamente las observaciones que se encuentren en

la hoja de datos originales, de no ser así tendrá cero en esa sección del reporte.

L REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

Esta sección consta de todas aquellas referencias (libros, revistas, documentos)

utilizados como base bibliográfica en la elaboración del reporte. Deben de citarse como mínimo

3 referencias bibliográficas (el instructivo no es una referencia bibliográfica), las cuales deben

ir numeradas y colocadas en orden alfabético según el apellido del autor. Todas deben estar

referidas en alguna parte del reporte (discusión o pruebas de identificación), o de lo contrario no

tiene validez.

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La forma de presentar las referencias bibliográficas es la siguiente:

1 Wade, L.G. Jr. “Química Orgánica”. Traducido del inglés. Segunda edición. Editorial

Prentice Hall. México, 1993. Págs.: 69, 84-87.

ES IMPORTANTE SEÑALAR QUE LA ESCRITURA DE LA BIBLIOGRAFÍA HA

VARIADO, MÁXIME CUANDO SE UTILIZAN LOS RECURSOS DEL INTERNET,

DEBE AGREGARSE ENTRE PARENTESIS LA FRASE EN LÍNEA (EN LÍNEA), E

INDICARSE EL DÍA Y LA HORA EN QUE FUE CONSULTADO EN EL INTERNET.

Puede utilizarse el manual del IICA como referencia para escribir bibliiografías de todo tipo.

M Hoja de datos originales (firmada por el instructor) sin esta hoja no se calificará el reporte.

DETALLES FÍSICOS DEL REPORTE

El reporte debe presentarse en hojas de papel bond tamaño carta. Cada una de

las secciones descritas anteriormente, deben ir identificadas y en el orden establecido.

Todas las partes del reporte deben ir impresas a computadora o escritas a máquina, a

1.5 espacios entre líneas.

Se deben de numerar las páginas en la parte superior derecha.

Numerar las ecuaciones entre paréntesis con números arábigos.

También deberá numerar y titular las tablas, indicar las unidades y dimensiones

e indicar la fuente del reporte de donde proviene la información tabulada.

Para reducir el consumo de papel deberá ser impreso a doble cara.

METODOLOGÍA:

Los reportes se entregarán a los siete días calendario de la realización de la práctica, al

iniciar la práctica siguiente. Indiscutiblemente no se aceptarán reportes tarde. El

instructor tendrá una semana para entregar las notas correspondientes a cortos y

reportes, y los alumnos podrán solicitar revisión de éstos en los próximos 3 días

calendario. De no solicitar las revisiones correspondientes durante este período, el

estudiante perderá su derecho a pedir revisiones de este tipo.

Los estudiantes tendrán que desarrollar una práctica de laboratorio, que puede incluir el utilizar un espectrofotómetro de absorción en la región visible y que será presentada entre la práctica 4 y 5. Además realizarán algunas revisiones bibliográficas para conocer algunas técnicas instrumentales.

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AREA DE INVESTIGACIÓN.

EN EL TRANSCURSO DEL CURSO DE BIOQUÍMICA SE REALIZARÁN ALGUNAS

INVESTIGACIONES QUE SE INCORPORARÁN A LOS REPORTES RESPECTIVOS.

El trabajo de investigación deberá incluir las siguientes secciones:

Carátula

Introducción

Objetivos

Marco Teórico

Recomendaciones

Referencias bibliográficas

EN EL CASO QUE LOS ESTUDIANTES ESTEN INTERESADOS EN AMPLIAR SUS

CONOCIMIENTOS EN BIOQUÍMICA EN LAS PRÁCTICAS DE LABORATORIO,

ESTOS PODRÁN DESARROLLAR ALGUNOS TEMAS ADICIONALES,

CONSTRUCCIÓN DE EQUIPOS O APARATOS O IMPLEMENTACIÓN DE OTRAS

TÉCNICAS DE LABORATORIO CON APLICACIÓN EN ALIMENTOS U OTRO.

LISTA DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO

(Debido a que hay dos secciones, A y, B. Las prácticas se programarán de acuerdo al tiempo disponible

que se tenga.). En caso de que exsista suspension de clases por cualquier motivo las practicas de

laboratorio de Bioquimica se reprogramaran oportunamente.

PRACTICA # 1 TITULACIÓN DEL ÁCIDO GLUTÁMICO

PRACTICA # 2 PROPIEDADES QUÍMICAS DE LOS AMINOÁCIDOS.

PRACTICA # 3 TIPOS FUNDAMENTALES DE PROTEINAS LÁCTEAS

PRACTICA # 4 ACTIVIDAD ENZIMÁTICA DE LA SACARASA

PRACTICA # 5 EXTRACCIÓN DEL ALMIDÓN DE PAPA Y ACTIVIDAD

ENZIMÁTICA DE LA AMILASA

PRACTICA # 6 EXTRACCIÓN DE LA PECTINA

PRACTICA # 7 EXTRACCIÓN DE ADN

PRACTICA # 8 DETERMINACIÓN CUANTITATIVA DE LAS CLOROFILAS

Anexo: Prácticas opcionales que pueden sustituir a alguna de las anteriores.

Práctica 9 Propiedades Químicas de las proteínas, Práctica 10 Saponificación de una

grasa. Práctica 11 Cafeína obtención por sublimación.

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CALENDARIO DE ACTIVIDADES (Fechas sugeridas).

Del Al Actividad

En caso que hubiere cualquier problema de cierre de edificios se reprogramarán las prácticas o en caso el

número de estudiantes asignados en el laboratorio supere la capacidad de este o cualquier disposición por

parte del Instructor. El número de prácticas a realizar dependerá del tiempo disponibles durante

El segundo semestre de 2015. Por la cantidad de estudiantes que demandan estar en este laboratorio las

prácticas quedan sujetas a la programación que se dará oportunamente, ya que el laboratorio tiene escasez

de insumos y de equipo. Se incorporará una práctica nueva probablemente la determinación de vitamina C.

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LABORATORIO DE BIOQUIMICA

PRACTICA #1

TITULACION DEL ACIDO GLUTAMICO

Objetivos:

1. Que el estudiante conozca las diferentes formas en que pueden existir los aminoácidos . 2. Que el estudiante determine prácticamente el punto isoeléctrico de un aminoácido.

Material y equipo:

2 buretas de 50 ml 2 beackers de 400 ml 1 balón aforado de 250 ml 2 pipetas volumétricas de 10 ml 2 earlenmeyers de 250 ml 1 varilla de agitación 1 vidrio de reloj 1 espátula 1 potenciómetro 1 balanza 1 juego de pinzas de bureta 1 soporte REACTIVOS:

Agua destilada a pH=7

HCl 1 M

NaOH 1 M

Glutamato monosódico PROCEDIMIENTO:

Primera parte:

1. Prepare 250 ml de una solución de glutamato monosódico 1 M. Use agua destilada a pH=7, como disolvente.

2. Determinar el valor de pH de la solución preparada. 3. Tomar dos alícuotas de 10 ml cada una, de la solución del paso 1, y colóquelas en

erlenmeyers separados. 4. Al primer erlenmeyer adicione un volumen de NaOH 1 M, hasta que la solución alcance un

pH = 11. Anote el volumen agregado. Guarde este erlenmeyer previamente identificado para la segunda parte.

5. Al segundo erlenmeyer adicione un volumen de agua destilada de pH = 7 aproximadamente igual, al volumen de NaOH agregado en el inciso 4. Identifique el erlenmeyer y anote el valor de pH de esta nueva solución.

6. Coloque en una bureta una solución de HCl 1 M. 7. Inicie la titulación; agregue los volúmenes de HCl según lo indique el instructor/a.

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SEGUNDA PARTE:

1. Tome la solución del paso 4, e inicie la titulación con HCl 1 M; agregue los volúmenes Sugeridos por el instructor.

REPORTE:

1. Construya la gráfica de titulación del ácido glutámico con HCl con los datos obtenidos en la primera y segunda parte de la práctica. (pH Vrs. vol. HCl agregado, pH Vrs. vol.)

2. Determine gráficamente el punto isoeléctrico ( pH Vrs. volumen de HCl agregado) 3. Ubique las regiones que se presentan en la gráfica y localice las formas ionicas del ácido

glutámico que existen durante la titulación. 4. Determine en la gráfica los valores de pK1, pK2 y pK3, con sus respectivas especies iónicas

para cada pK. 5. Escriba la reaccción de ionización del ácido glutámico.

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PRACTICA # 2

PROPIEDADES QUIMICAS DE LOS AMINOÁCIDOS.

OBJETIVO:

Familiarizar al estudiante con algunas pruebas Químicas con aminoácidos .

Pruebas con aminoácidos:

1. Prueba del Nitroprusiato Sódico

2. Prueba de Molish.

3. Prueba de azufre reducido.

4. Prueba de Elrich Diazo.

5. Prueba de Sakaguchi.

6. Prueba de ninhidrina.

7. Prueba de Hoopkins-cole.

Descripción de los procedimientos de las Pruebas con aminoácidos:

1. Prueba del Nitroprusiato Sódico

1. Se rotula los tubos con el nombre de los aminoácidos.

2. Se agrega2 mL de los respectivos aminoácidos y toma su respectiva fotografía para

comparar.

3. Se agrega 2 mL de NaOH al 10 % a los tubos del paso 2.

4. Se prepara la cámara digital para las fotografías.

5. Se agrega 1 mL de nitroprusiato sódico al 2 % a los tubos del paso 3.

6. Se anotan las observaciones.

Nota: El NaOH es irritante, usar guantes. El nitroprusiato sódico es muy tóxico y

dañino al ambiente, no descarte por el lavamanos.

2. Prueba de Molish.

1. Se coloca 2 ml de cada solución a analizar en tubos de ensayo separados.

2. Se agrega 2 gotas de 1-naftol al 5%

3. Se agrega cuidadosamente ácido sulfúrico concentrado hasta que se forme una fase

en el fondo del tubo.

4. En la interfase se observa un anillo de color púrpura que indica la presencia de un

carbohidrato.

5. Se anotan sus observaciones.

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3. Prueba de azufre reducido.

1. Se rotulan los tubos con el nombre de los aminoácidos.

2. Se agregan 2 mL de los respectivos aminoácidos y tomó su respectiva fotografía para

comparar.

3. Se agregan 2 mL de NaOH al 10 % a los tubos del paso 2.

4. Se agrega 0.5 mL de (CH3COO)2Pb al 10 % a los tubos del paso 3.

5. Se prepara su cámara digital para fotografíar.

6. Se sumergen los tubos por 5 minutos, en un baño de agua previamente hervido.

7. Se observa la formación de un precipitado gris obscuro.

Nota: El NaOH es irritante, usar guantes. El acetato de plomo (II) es tóxico y dañino

al ambiente, no descarte por el lavamanos.

4. Prueba de Elrich Diazo.

1. Se rotulan los tubos con el nombre de los aminoácidos.

2. Se agregan 2 mL de los respectivos aminoácidos y se toman las fotografías para

poder comparar..

3. En un tubo aparte, agregan 2 mL de ácido sulfanílico al 0.5 %, 2 mL de ácido

clorhídrico al 2 %, 2 mLde nitrito de sodio al 0.5 % y enfriar con hielo por 10 minutos.

4. prepare su cámara digital para fotografiar.

5. Se agregan a cada uno de los tubos del paso 2, 1 mL de la mezcla del tubo del paso 3.

6. Se mezclan bien y se agrega hidróxido de amonio concentrado (en la campana) con

el gotero, hasta que la solución se tornó ligeramente alcalina, verificó este cambio con

papel pH.

7. Se anotó sus observaciones.

Nota: El HCl es irritante evitar respirar vapores y tener contacto con la piel, manos

y ropa. .El hidróxido de amonio despide vapores. ESTA PRUEBA SE TRABAJA

ESTRICTAMENTE EN LA CAMPANA.

5. Prueba de Sakaguchi.

1. Se rotuló los tubos con el nombre de los aminoácidos.

2. Se agregan 5 mL de los respectivos aminoácidos y toma su respectiva fotografía para

comparar.

3. Se enfria en un baño con hielo por 10 minutos los tubos del paso 2 y agregue 1 mL de

hidróxido de sodio al 40 %.

4. Se enfrian por otros 10 minutos los tubos del paso 3.

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5. Se prepara su cámara digital para la fotografíar.

6. Se agregan 5 mL de 1-Naftol y 3 gotas del reactivo de sakaguchi a los tubos del paso

4.

7. Se observa el color que se forma y anotan sus observaciones.

Nota: Tener cuidado al preparar el reactivo de sakaguchi ya que el bromo es muy

tóxico y muy corrosivo.

6. Prueba de ninhidrina.

1. Se rotulan los tubos con el nombre de los aminoácidos.

2. Se agrega 1 mL de los respectivos aminoácidos y se toman su respectiva fotografía

para comparar.

3. Se agrega 1 mL del reactivo de ninhidrina a cada uno de los tubos del paso 2, y

empiece a filmar.

4. Se sumergen los tubos por 10 minutos, en un baño de agua previamente hervido.

5. Se observan los colores desarrollados y se anotan las observaciones.

Nota: El reactivo etanol-ninhidrina es inflamable, tóxico e irritante. Aleje los

mecheros, evite el contacto con ojos, piel, ropa y la inhalación de los vapores.

7. Prueba de Hoopkins-cole.

1. Se rotulan los tubos con el nombre de los aminoácidos.

2. Se agregan 2 mL de los respectivos aminoácidos y toman su respectiva fotografía para

comparar.

3. Se agregó 2 mL del reactivo de Hopkins-cole a los tubos del paso 2.

4. En la campana y con el tubo inclinado a 45 ° se deja resbalar por las paredes 1 mL de

ácido sulfúrico concentrado

6. Se observa el color que se forma y se anotan las observaciones.

Nota: El ácido sulfúrico es tóxico, corrosivo y puede causar quemaduras. El

reactivo de Hopkins es corrosivo, tóxico e higroscópico y puede causar

quemaduras. Tomar las respectivas precauciones ya que se agregará ácido a una

solución acuosa. EL ÁCIDO SULFÚRICO SE AGREGA EXCLUSIVAMENTE EN LA

CAMPANA.

21

8. Prueba Xantoproteìca:

1. Se rotulan los tubos con el nombre de los aminoácidos.

2. Se agregan 2 mL de los respectivos aminoácidos y toman su respectiva fotografía para

comparar.

3. Se agregó 0.5 mL de àcido nítrico concentrado a los tubos del paso 2 tener cuidado ya

que es un ácido fuerte. Tomar en cuenta las precauciones para no ocasionar daños a sus

compañeros de laboratorio. Consultar al instructor.

4. Se observa el color que se forma y se anotan las observaciones.

Nota: El ácido Nítrico es tóxico, corrosivo y puede causar quemaduras. El reactivo

es corrosivo, tóxico e higroscópico y puede causar quemaduras. Tomar las

respectivas precauciones ya que se agregará ácido a una solución acuosa. EL

ÁCIDO NÌTRICO SE AGREGA EXCLUSIVAMENTE EN LA CAMPANA.

Reportar con base en el siguiente cuadro.

Pruebas efectuadas a los aminoácidos propuestos.

No. PRUEBA AMINOÀCIDO AMINOÀCIDO AMINOÁCIDO OBSERVACIONES

1 Nitroprusiato sódico

Cistina Cistina Metionina

2 Molisch Tirosina Histidina

3 Azufre reducido

Metionina Cistina Arginina

4 Elrich Diazo Fenilalanina Tirosina Histidina

5 Sakaguchi Lisina Arginina Asparagina

6 Ninhidrina Asparagina Arginina Hidroxiprolina

7 Hopkin Cole Fenilalanina Tirosina

8 Xantoproteìcae Fenilalanina Tirosina Cisteína.

Las observaciones tienen que contener el cambio que ocurre en cada uno de los

aminoácidos propuestos, por ejemplo cambios de color, formación de anillos con

coloración determinada, separación de fases, etc.

22

PRACTICA # 3

PROPIEDADES QUIMICAS DE LAS PROTEINAS

OBJETIVO:

Familiarizar al estudiante con algunas de las propiedades químicas más comunes de las proteínas, especialmente aquellas que puedan ser utilizadas para distinguir entre unas y otras.

COMPOSICION ELEMENTAL DE LAS PROTEINAS

Parte 1 :

Material y Equipo:

1 tubo de ensayo 1 microespátula pinzas parta tubo de ensayo 1 soporte de metal 1 mechero bunsen Reactivos:

Caseína Procedimiento:

1. Agregue una pequeña cantidad de Caseína a un tubo de ensayo que esté completamente seco.

2. Caliente con un mechero ( mantenga el tubo inclinado) hasta que la proteína comience a carbonizarse. Aprecie el olor característico.

3. Anote las observaciones. Nota: El color negro del residuo en el fondo confirma la presencia de carbono en la

proteína, y la condensación de agua en la parte superior del tubo indica la presencia de

hidrógeno.

Parte 2:

Material y Equipo:

1 tubo de ensayo 1 microespátula pinzas parta tubo de ensayo 1 soporte de metal 1 mechero bunsen 1 mortero y pistilo Reactivos:

Caseína

NaOH sólido PROCEDIMIENTO:

1. Pulverice en un mortero una pequeña cantidad de hidróxido de sodio hasta obtener un polvo fino. Evite el contacto con la piel.

2. Coloque una pequeña cantidad de caseína en un tubo de ensayo y agregue el hidróxido de sodio del paso 1.

3. Caliente lentamente y con precaución con ayuda del mechero.

23

4. Anote las observaciones.

NOTA: Puede apreciarse el olor a amoníaco lo que confirma la presencia de nitrógeno en la proteína.

5. Determine la acidez de los vapores producidos con papel alizarina.

REACCIONES DE COLOR DE LAS PROTEINAS

Parte 3:

Material y Equipo:

2 pipetas volumétricas de 2 ml 4 tubos de ensayo Reactivos:

NaOH 6 M

CuSO4 0.5%

Caseína 2%

Peptona 2%

Gelatina 2%

Glutamato monosódico 2%

Albúmina de huevo 2% PROCEDIMIENTO:

1. Tome 2 ml de cada una de las soluciones indicadas y colóquelas en tubos de ensayo separados.

2. Agregue a cada tubo 2 ml de NaOH 6 M y agregue una gota de solución de sulfato de cobre al 0.5 %. Si no se observara color azul en la solución agregue más sulfato de cobre

hasta observar un color azul o violeta según sea el caso estudiado. 3. Compare las diferencias de color entre las distintas soluciones.

Parte 4: Reacción de Elrich Diazo Material y Equipo:

2 pipetas volumétricas de 1 ml tubos de ensayo 1 pipeta volumétrisca de 1 ml Reactivos:

ácido sulfanílico 0.5%

nitrito de sodio al 0.5%

HCl 2%

hidróxido de amonio concentrado Procedimiento:

1. Coloque 2 ml de cada una de las soluciones a analizar en un tubo de ensayo. 2. En un beacker agregue 2 ml de solución de ácido sulfanílico al 0.5 %, 2 ml de HCl al 2% y 2

ml de solución de nitrito de sodio al 0.5 %. 3. Mezcle bien y después dde transcurridos 30 segundos agregue 1 ml de esta mezcla a cada

solución. 4. Agite y luego agregue suficiente hidróxido de amonio concsentrado, hasta hacer que esta

mezcla se torne alcalina. 5. Anote las observaciones. La presencia de histidina produce un color rojo mientras que la

tirosina genera un color naranja.

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Parte 5: Test de Azufre reducido Material y Equipo:

2 pipetas volumétricas de 2 ml plancha de calentamiento 5 erlenmeyers de 50 ml 1 pipeta serológica de 1 ml Reactivos:

NaOH 6M

PbAc al 2% Procedimiento :

1. Coloque 2 ml de cada solución a analizar en tubos de ensayo separados. 2. Agregue 4 ml de NaOH 6M en cada tubo. 3. Agregue 0.5 ml de PbAc al 2% a la solución anterior. 4. Caliente hasta ebullición. 5. Continúe el calentamiento por 3 ó 4 minutos más. 6. Puede ser necesario calentar la proteína por un tiempo prolongado. 7. Suspenda el calentamiento después de que se deposite un sólido negro de sulfuro de plomo. 8. Anote sus observacciones.

Parte 6: Test de Molisch Material y Equipo:

4 tubos de ensayo de 2 ml 5 erlenmeyers de 50 ml Reactivos:

alfa-naftol al 5%

ácido sulfúrico concentrado Procedimiento :

1. Coloque 2 ml de cada solución a analizar en tubos de ensayo separados. 2. Agregue 2 gotas de 1-naftol al 5% 3. Agregue cuidadosamente ácido sulfúrico concentrado hasta que se forme una fase en el

fondo del tubo. 4. En la interfase se observará un anillo de color púrpura que indicará la presencia de un

carbohidrato. 5. Anote sus observaciones.

Parte 7: Coagulación por calor Material y Equipo:

2 pipetas volumétricas de 2 ml plancha de calentamiento 5 erlenmeyers de 50 ml 1 pipeta serológica de 1 ml

Reactivos:

NaCl al 5%

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Procedimiento :

1. Coloque 2 ml de cada solución a analizar en tubos de ensayo separados. 2. Agregue 1 ml de solución de NaCl al 5%. 3. Caliente hasta ebullición y obsserve la cantidad de coaglo formado. 4. Anote sus observaciones.

Parte 8: Precipitación por sales formadas por metales pesados Material y Equipo:

4 tubos de ensayo 2 pipetas volumétricas de 5 ml Reactivos:

cloruro férrico al 1%

sulfato de cobre al 2%

PbAc al 2%

nitrato de plata al 2%

hidróxido de sodio 6M Procedimiento :

1. Coloque 2 ml de cada solución a analizar en tubos de ensayo separados. 2. Agregue poco a poco un ml de una solución de cloruro férrico al 1%. 3. Repita el procedimiento agregando CuSO4, PbAc, AgNO3. 4. En caso del CuSO4 agregue unas gotas de NaOH 6M. 5. Anote sus observaciones.

Parte 9: Precipitación por ácidos mineralees fuertes

Material y Equipo:

6 tubos de ensayo

Reactivos:

HNO3 concentrado

HCl concentrado Procedimiento:

1. A 3 ml de solución de albúmina de huevo agreguee unas gotas de HNO3 concentrado. 2. Observe el precipitado que se forma al mezclar estos dos líquidos. 3. Repita el experimento con HCl concentrado. 4. Repetir pasos 1 a 3 con soluciones de peptona y gelatina.

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PRACTICA # 4

TIPOS FUNDAMENTALES DE PROTEINAS LACTEAS

Objetivos:

1. Conocer los constituyentes de la leche y llevar a cabo una separación adecuada de tales constituyentes,

2. Identificar las proteínas, grasas y carbohidratos principales que se encuentran en la leche.

Material y equipo:

2 probetas de 50 ml 2 beackers de 50 ml 2 earlenmeyers de 250 ml 1 varilla de agitación 1 vidrio de reloj 1 espátula 1 potenciómetro 1 balanza 1 plancha de calentamiento 1 soporte 1 vidrio de reloj 2 embudos de separación 1 termómetro 0-150 o C

Reactivos:

Leche

HCl concentrado

NaOH 6M

MgSO4 solución saturada

éter

acetona

Procedimiento:

Parte 1

1. Tome una muestra de 50 ml de leche. 2. Pese la muestra y colóquela en un erlenmeyer. 3. Anote el valor de pH de la muestra. 4. Acidifique la leche con HCl concentrado gota a gota hasta alcanzar un pH de 4.6.

Observe la formación de un precipitado.

5. Separe el precipitado del filtrado usando un embudo y papel filtro. 6. Identifique el recipiente donde se recoge el suero y guárdelo par su uso posterior. 7. Transfiera el precipitado a un beacker y agregue 10 ml de éter. 8. Agite la muestra con el objeto de mezclar ambas fases. 9. Repita el procedimiento con dos alícuotas de éter de 10 ml cada una. 10. Al sólido residual agregue 15 ml de acetona y homogenice la mezcla. Decante sobre el

papel filtro. Deseche el filtrado y repita el procedimiento con 15 ml más de acetona.

11. Transfiera el precipitado del paso 10 a un vidrio de reloj y deje secar al ambiente. 12. Pese el sólido seco. 13. Al filtrado reservado mida el pH y agregue NaOH 6M gota a gota hasta obtener un pH

de 8.

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14. A la solución del paso 10 agregue unas cuantas gotas de solución saturada de sulfato de magnesio hasta observar el precipitado coagulado.

15. Separe el precipitado y péselo cuando esté seco. Parte 2:

1. Tome una alícuota de 50 ml de leche y colóquela en un erlenmeyer. Ebulla durante 30 minutos.

2. Acidifique con HCl hasta un valor de pH=4.6. Observe la formación de un precipitado. 3. Separe las fases por decantación y realice los pasos 7 a 12 de la parte 1 del procedimiento.

28

PRACTICA # 5

EXTRACCION DEL ALMIDON DE PAPA Y

ACTIVIDAD ENZIMATICA DE LA AMILASA El almidón es el principal polisacárido que se encuentra en las plantas a las cuales les

sirve como reserva de alimento.

Material y Equipo 1 probeta de 25 ml 1 mechero 1 beacker de 250 ml 1 procesador sde alimentos 1 mantita 1 pipeta de 1 ml 1 varilla de agitación 1 balón de 100 ml 1 beacker de 25 ml

Reactivos

Papa

alcohol al 95%

Solución de yodo en yoduro 0.001M

Reactivo de Fehling

Procedimiento 1. Pele y pese una papa mediana. 2. Obtenga una pulpa fina con el procesador. 3. Colocar en un beacker la pulpa y el líquido que haya quedado en el procesador. 4. Agregue un volumen igual de agua y agite vigorosamente. 5. Filtre la pulpa con la mantita y recupere el filtrado en un beacker. Exprima bien la mantita. 6. Permita que el almidón se asiente y decante el l;íquido sobrenadante. 7. Lavar dos veces más con agua y decantar. 8. Filtrar el producto y lavarlo con alcohol. 9. Llevar a sequedad. Pesar.

Actividad enzimática de la amilasa.

1. Medir 100 ml de agua hirviendo y disolver 1 gramo de almidón. 2. Medir 25 ml de la solución anterior y colocarlo en un erlenmeyer de 125 ml. 3. Dejarlo enfriar. 4. Preparar un baño María e introducir el erlenmeyer. 5. Agregar 1 ml de saliva y agitar vigorosamente. 6. Tomar una alícuota de 1 ml, en intervalos de 1 minuto y agregar 1 ml de solución 0.001M de

yodo/yoduro. 7. A la muestra que ya no presente color practicarle Fehling. 8. Tomar una alícuota de 1 ml de la solución original de almidón y practicarle Fehling.

Reportar:

% de almidón en la papa

etapas de la hidrólisis del almidón

azúcares reductores y no reductores

29

PRACTICA # 6

EXTRACCION DE LA PECTINA

Objetivos:

Que el estudiante extraiga un polisacárido de gran uso industrial.

Generalidades:

Se denomina pectina a un grupo interesante de polisacáridos presentes en las paredes

celulares de los tejidos de todas las plantas, el cual funciona en combinación con material

celulósico como material de unión intercelular.

La composición de la pectina varía con la fuente y condiciones utilizadas durante el

aislamiento. El ácido d-galacturónico es siempre el principal componente pero varían las

cantidades de d-galactosa, l-arabinosa, l-ramosa y usualmente se encuentran pequeñas

cantidades de otras azúcares.

Material y equipo:

10 limones medianos 1 cuchilla 1 crisol 1 equipo de extracción Soxhlet 1 probeta de 100 ml 1 gotero 1 potenciómetro 1 mortero y pístilo 1 balanza 1 varilla de agitación 1 beacker de 500 ml

Reactivos:

etanol HCl acetato de plomo al 5% ácido cítrico al 5% cloruro de calcio al 10%

Procedimiento:

1. Medir 200 ml de agua destilada. 2. Ajustar el pH entre 1.5 y 3.0. 3. Pelar los limones y cortar en trozos pequeños. 4. Pesar las cáscaras. 5. Colocar las cáscaras dentro del Soxhlet y agregar el agua. 6. Armar el equipo y extraer durante 2 horas. 7. Evaporar el producto hasta que se obtenga un líquido viscoso. 8. Agregar etanol hasta que precipite un gel. 9. Separar la gel obtenida y lavarla con 30 ml de etanol. 10. Llevar a sequedad a 105 o C.

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11. Pulverizar el producto obtenido. 12. Pesar.

Pruebas de identificación:

1. Solubilidad: Tomar 1 gramo de producto y ensayar la solubilidad en agua, etanol y acetona. 2. Reacción con acetato de plomo: Disolver 1 gramo del producto en agua y agregar 5 ml de

una solución de acetato de plomo. Calentar y observar. 3. Gelación: Disolver 2 gramos del producto obtenido en 5 ml de agua, ajuste el pH a 3 con una

solución de ácido cítrico al 5%. Luego agregue gota a gota una solución de cloruro de calcio al 10%. Observar.

Reportar:

En el reportre debe incluir además:

Aplicaciones y usos de la pectina Biosíntesis y degradación enzimática Propiedades químicas Propiedades fisiológicas

31

PRACTICA # 7

EXTRACCION DE ADN

FUNDAMENTO

La extracción de ADN de una muestra celular se basa en el hecho de que los iones salinos son

atraídos hacia las cargas negativas del ADN, permitiendo su disolución y posterior extracción de

la célula. Se empieza por lisar (romper) las células mediante un detergente, vaciándose su

contenido molecular en una disolución tampón en la que se disuelve el ADN. En ese momento, el

tampón contiene ADN y todo un surtido de restos moleculares: ARN, carbohidratos, proteínas y

otras sustancias en menor proporción. Las proteínas asociadas al ADN, de gran longitud, se

habrán fraccionado en cadenas más pequeñas y separado de él por acción del detergente. Sólo

queda, por tanto, extraer el ADN de esa mezcla de tampón y detergente, para lo cual se utiliza

alcohol isoamílico.

MATERIAL Y REACTIVOS

Muestra vegetal

Agua (destilada o mineral)

NaCl

Bicarbonato sódico

Detergente líquido o champú

Alcohol isoamílico a 0ºC

Licuadora

Nevera

Equipo de Filtración al Vacio

Beacker

Tubo de ensayo

Varilla de Agitación

REALIZACIÓN

1. Preparar el tampón con los siguientes ingredientes y mantener en la nevera o en un baño de hielo

triturado:

o 120 ml de agua, si es posible destilada y si no mineral. No usar agua del grifo.

o 1,5 g de NaCl, preferentemente grado reactivo.

32

o 5 g de bicarbonato sódico.

o 5 ml de detergente líquido o champú.

2. Elegir la muestra que va a proporcionar el ADN entre los vegetales que pueda haber en la cocina

(cebolla, ajo, tomates, etc.) y cortarla en cuadraditos.

3. Triturar la muestra con un poco de agua en la batidora accionando las cuchillas a impulsos de 10

segundos. Así se romperán muchas células y otras quedarán expuestas a la acción del detergente.

4. Mezclar en un recipiente limpio 5 ml del triturado celular con 10 ml del tampón frío y agitar

vigorosamente durante al menos 2 minutos. Separar después los restos vegetales más grandes del

caldo molecular haciéndolo pasar por un colador lo más fino posible. Luego filtrar al vacio.

5. Retirar 5 ml del caldo molecular a un tubo de ensayo y añadir con pipeta 10 ml de alcohol

isoamílico enfriado a 0ºC. Se debe dejar escurrir lentamente el alcohol por la cara interna del

recipiente, teniendo éste inclinado. El alcohol quedará flotando sobre el tampón.

Se introduce la punta de una varilla estrecha hasta justo debajo de la separación entre el alcohol

y el tampón. Remover la varilla hacia delante y hacia atrás y poco a poco se irán enrollando los

fragmentos de mayor tamaño de ADN. Pasado un minuto retirar la varilla atravesando la capa de

alcohol con lo cual el ADN quedará adherido a su extremo con el aspecto de un copo de algodón

mojado.

RESULTADOS

El producto filamentoso obtenido de la extracción no es ADN puro ya que, entremezclado con él,

hay fragmentos de ARN. Una extracción "profesional" se realiza añadiendo enzimas que

fragmentan las moléculas de ARN e impiden que se unan al ADN. Reportar por lo tanto

únicamente resultados cualitativos.

NOTA: PARA ESTA PRÁCTICA ES NECESARIO TRAER HIELO, LICUADORA Y VEGETALES

FRESCOS POR GRUPO.

33

PRACTICA # 8

DETERMINACION CUANTITATIVA DE LAS CLOROFILAS

FUNDAMENTO: La vida en la tierra depende fundamentalmente de la energía solar, la cual es atrapada

mediante el proceso fotosintético, que es responsable de la producción de toda la materia orgánica que

conocemos. La materia orgánica comprende los alimentos que consumimos diariamente tanto nosotros

como los animales, los combustibles fósiles (petróleo, gas, gasolina, carbón); así como la leña, madera,

pulpa para papel, inclusive la materia prima para la fabricación de fibras sintéticas, plásticos, poliéster, etc.

Utilizando técnicas cromatográficas se han identificado un grupo de sustancias en las plantas

verdes llamadas clorofilas, siendo las representantes la “a” y “b”. La clorofila a esta integrada por un núcleo

de Mg, 4N, C y H. Para que se pueda formar la clorofila es indispensable la presencia del Fe. Las formulas

de la clorofila son:

Clorofila a: C55H72O5N4Mg

Clorofila b: C55H70O6N4Mg

La clorofila tiene la capacidad de transformar la energía luminosa absorbida en energía química,

canalizándola hacia reacciones celulares de biosíntesis.

El pigmento no entra en si en las reacciones químicas que se llevan a cabo, si no que ejerce

solamente una acción catalítica que activa las reacciones sin intervenir en ellas. Esta acción catalítica es

extraordinariamente rápida y trabaja en fracciones de segundo.

La clorofila, el pigmento verde común a todas las células fotosintéticas, absorbe todas las

longitudes de onda del espectro visible, excepto las de la percepción global del verde, detectado por

nuestros ojos.

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Tal como se observa en la fórmula, la clorofila es una molécula compleja que posee un átomo de

magnesio en el centro, mantenido por un anillo de porfirinas. Numerosas modificaciones de la clorofila se

encuentran entre las plantas y otros organismos fotosintéticos (plantas, algunos protistas, proclorobacteria y

cianobacterias).

Los pigmentos accesorios que incluyen a la clorofila b (también c, d, y e en algas y protistas) y los

carotenoides, como el beta caroteno y las xantofilas (carotenoide de color amarillo), absorben la energía

no absorbida por la clorofila.

La clorofila a (R = --CHO) absorbe sus energías de longitudes de onda correspondientes a los

colores que van del violeta azulado al anaranjado-rojizo y rojo.

Además de las clorofilas a y b, en el cloroplasto de plantas superiores, hay otro grupo de

pigmentos que son los carotenoides y las xantofilas. Existen otros pigmentos, como son las antocianinas,

que se encuentran en células de vegetales superiores y que determinan, en especial, el color de las flores y

algunos matices en hojas y otras estructuras de la planta.

OBJETIVO

Determinarla la cantidad de clorofila extraída de una muestra de espinaca. Conocer las diferencias

entre clorofila, antocianinas y caroteno.

MATERIAL Y EQUIPO DE LABORATORIO

1 mortero

1 embudo Buchner

1 matraz de filtración

1 matraz aforado de 50 ml

1 probeta de 100 ml

1 vaso de precipitado de 200 ml

4 tubos de ensayo

1 pipeta de 5 ml

1 embudo

1 pipeta Pasteur, mechero, tripie y rejilla, espectrofotómetro y celdas, gradilla

2 discos de papel filtro

1 g de hojas frescas de espinaca

3 g de pétalos de flores azules

Arena

Reactivos:

Acetona al 80% (v/v)

H2SO4 0.1 N

NaOH 0.1 N

Papel pH 0-14

PROCEDIMIENTO

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A. DETERMINACION DE CLOROFILAS

Colocar 1 g de hojas frescas de espinaca, cortada en trozos pequeños y agregar arena y 1 ml de

acetona, después moler. En caso de que se evapore la acetona se agregaran 5 ml más. Filtrar al

vació.

Se agregaran a la pulpa otros 10 ml de acetona y volver a moler, después se filtra. En seguida se

aforara a 25 ml acetona. Después leer la absorbancia a 645, 652 y 663 nm.

B. OTROS PIGMENTOS NO FOTOSINTETICOS: LAS ANTOCIANINAS

Utilizar 3 g de flores azules; estas se lavan y se ponen a hervir con agua destilada por unos

minutos. Enseguida, se dejara enfriar y filtrar.

En 3 tubos se colocan 5 ml de extracto. El tubo 1 se utilizará como control; al tubo 2 se le agregará

gota a gota la solución de H2SO4 0.1N y observar los cambios de color y medir el pH del tubo; al

tubo 3, se le añade NaOH 0.1N gota por gota y medir el pH.

Agregar 5 ml de extracto a los tubos

Control H2SO4 NaOH

pH pH pH

Color color color

FORMA DE PRESENTAR LOS RESULTADOS

A. DETERMINACIÓN CUANTITATIVA DE CLOROFILA

1. Se calculará la cantidad de clorofila presente en el extracto, expresándola como mg de clorofila

por gramo de tejido extraído, de acuerdo con las siguientes ecuaciones:

Densidad óptica (nm) Absorbancia

Experimental

Absorbancia (Ejemplo)

645 0.336

652 0.516

663 0.850

989.0 25.01000

25 336.029.2 850.07.12

g

mlnmnmaClorofila

36

371.0 25.01000

25 850.068.4 336.09.22

g

mlnmnmbClorofila

495.1 25.01000

25 850.002.8 336.02.20

g

mlnmnmtotalClorofila

495.1 25.01000

25

5.34

1000516.0

g

mltotalClorofila

B. OTROS PIGMENTOS NO FOTOSINTETICOS: ANTOCIANINAS

Leer el pH, al agregarles H2SO4, NaOH.

Tratamiento Color pH

Extracto original rosa 7

Extracto + H2SO4 violeta 1

Extracto + NaOH azul 11

37

ANEXO:

Cualquiera de las siguientes prácticas podrán sustituir a las prácticas correspondientes a criterio del

instructor.

PRÁCTICA No. 9

PROPIEDADES QUÍMICAS DE LAS PROTEÍNAS

OBJETIVO

Familiarizar al estudiante con algunas de las propiedades químicas mas cumunes de las proteínas,

especialmente aquellas que puedan ser utilizadas para distinguir entre unas y otras.

GENERALIDADES:

Las proteínas son componentes indispensables de las células animales o vegetales. Contienen C, H, N, O;

además, pueden contener S, P y otros elementos. Son de peso molecular elevado y por hidrólisis dan α-

aminoácidos. Sus disoluciones tienen propiedades coloidales. Las proteínas dan reacciones coloridas con

algunos reactivos. Estos colores no son específicos de las proteínas sino de algunos de los aminoácidos que

los constituyen. Forman precipitados con las sales de los metales pesados, con algunos ácidos inorgánicos,

detergentes y colorantes; lo que se debe en parte a la formación de complejos y en parte a las propiedades

coloidales de las proteínas. Las proteínas son substancias anfóteras, combinándose tanto con ácidos como

con bases para dar sales ionizables. Las proteínas son generalmente insolubles en su punto isoeléctrico.

Algunas son coagulables por el calor, ácidos o etanol.

Reacciones coloridas. Dependiendo de la presencia de ciertos aminoácidos en enlaces peptídico. Solo las

dan positivas las substancias que lo contienen.

Parte experimental

Reacción xantoprotéica

Reactivos

ácido nitrico concentrado

solución proteica

hidroxido de sodio

procedimiento:

1. añada lentamente 1ml de ácido nitrico concentrado a 3 ml de una solución proteica.

2. después agregue cuidadosamente, gota a gota, una solución concentrada de hidroxido de sodio (20

a 25%) hasta que el liquido quede alcalino.

3. Deje reposar la mezcla y observe lo que ocurre, anote los colores producidos.

Reacción de Biruet. Es característica del alcance peptídico. A 3 ml de la solución proteica, añádale 5 gotas

de una solución de sulfato Curico (5 a 10%) y agite. Enseguida añada 2 ml de una solución de hidróxido de

sodio (5 a 10%). Deje 5 reposar la mezcla y observe lo que ocurre.

38

Reacción de Millon.

Reactivos

solución proteica

reactivo de Millon

nitrato mercuroso

nitrato mercúrico

ácido nítrico concentrado

procedimiento:

1. A 5 ml de una solución proteica añádale 1 ml de reactivo Millon

1.1 El reactivo de millon se realiza con una mezcla de nitrato mercuroso y nitrato mercúrico en

ácido nítrico, la cual se puede obtener dejando reaccionar durante 8 horas, ácido nítrico

concentrado con un poco de mercurio)

2. Caliente a ebullición.

3. Anote el color obtenido.

Reacciones de precipitación. Precipitación con sales metálicas.

Reactivos:

nitrato de plata

cloruro mercúrico

acetato de plomo

procedimiento:

1. A 3 ml de la solución de proteína, adiciónele 8 gotas de una solución de nitrato de plata al 2%.

2. Repita la experiencia, primero con cloruro mercúrico

3. y enseguida con acetato de plomo.

4. Obsérvese cuidadosamente la formación de precipitados.

Precipitación con reactivos de alcaloides.

Reactivos:

solución de proteína

ácido pícrico

ácido tánico

ferrocianuro de potasio

ácido acético

1. Coloque en cada uno de tres tubos de ensayo, 3 ml de la solución de proteína.

2. Añádale al primero 5 gotas de una solución acuosa saturada de ácido pícrico

3. al segundo igual cantidad de una solución de ácido tánico al 10%

4. y al tercero 5 gotas de una solución de ferrocianuro de potasio y 2 gotas de ácido acético al 10%.

5. Observe lo que ocurre.

Reacciones de coagulación. (Coagulación por el calor).

Reactivos:

Alcohol

1. Caliente 5 ml de la solución de proteína, añádale 8 a 10 ml de alcohol

2. Anote lo que sucede.

39

Salificación.

Reactivos:

sulfato de amonio

reactivo se Millon

reactivo de Biruet

procedimiento:

1. Sature 10 ml de la solución de proteína con sulfato de amonio en la forma siguiente: agregue al

principio un poco de sulfato de amonio y agite hasta que se disuelva

2. Añada otro poco y proceda en igual forma hasta que quede un poco de sulfato de amonio sin

disolver.

3. Filtre y ensaye la reacción de Millon en el precipitado

4. y la del Biruet en el filtrado.

5. Anote los cambios que haya observado e igualmente los resultados de las reacciones coloridas.

Nota: la solución de proteína se puede obtener de la clara de un huevo, la cual se pasa por un trozo de

manta de cielo o un cedazo fino (para eliminar materia en suspensión), y luego se disuelve en 100 ml de

agua. Con la yema del huevo (prácticamente lecitina, fosfolípido complejo, y un pigmento amarillo (el beta-

caroteno o provitamina A), se puede efectuar la separación del pigmento amarillo de la lecitina. Para esto,

se añaden a la yema 60 ml de acetona. La suspensión se filtra en un Buchner pequeño. El precipitado se

lava con dos porciones calientes de acetona, la cual se disuelve el pigmento y deja el fosfolípido. Observe

atentamente la coloración de una muestra de la solución de caroteno cuando se le añade 0.1 gr de nitrito de

sodio y 3 ml de una solución acuosa de ácido sulfúrico (1:4) v/v.

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PRÁCTICA No. 10.

Saponificación de una grasa obtención de ácido palmítico (láurico misrístico) y sus

esteres.

OBJETIVO:

* Que el estudiante se familiarice con la extracción de ácidos grasos y aprenda de las características que

estos poseen.

Generalidades:

Las grasas y aceites son esteres mixtos naturales de ácidos grasos, de peso molecular elevado y de la

glicerina. Generalmente un aceite o grasa por saponificación proporciona una mezcla de cuatro o mas

ácidos grasos, los cuales tienen puntos de ebullición elevados y cercanos entre si, lo que dificulta su

separación, en algunos casos es posible separarlos en forma de sus esteres metílicos o como complejos de

urea. Se conocen algunas grasas y aceites en los que predomina un ácido graso, por lo que se utilizan como

fuente de el. Las sales de los ácidos grasos se denominan jabones, las de sodio y potasio se utilizan como

detergentes y las de metales pesados, como lubricantes.

Reacciones

R-C02-CH2 CH2 – OH

│ │

R’-CO2 – CH + 3NaOH RCO2Na + R’CO2Na + R’’CO2Na + CH – OH

│ │

R’’-C02-CH CH2 – OH

Reactivos

aceite de palma o aceite de coco

hidróxido de potasio

ácido clorhídrico concentrado

procedimiento experimental

1. En un vaso de precipitados de 1000 ml, caliente en un baño maría (use una lata de dimensiones

convenientes) 30 gr. de aceite de palma o aceite de coco.

2. Agitando constantemente añada 26 gr. de hidróxido de potasio disueltos en 26 g de hidróxido de

potasio disueltos en 26 ml de agua.

3. Terminada la adición continué calentando en baño de maría y agitando, durante 50 minutos.

4. En seguida añada 500 ml de agua hirviendo, agite bien

5. Después (ver nota) añada lentamente 80 ml de ácido clorhídrico concentrado, continúe calentando

hasta que flote sobre la superficie de la mezcla una masa aceitosa color café.

6. Deje enfriar la suspensión. Separe la masa sólida formada, séquela suavemente entre dos hojas de

papel filtro.

7. Funda la mezcla de ácidos en una cápsula pequeña y decántela para separar el agua que pudiera

haber que dado atrapada. La mezcla de ácidos grasos se entrega en un frasco.

Nota: antes de acidular separe 30 ml de la solución de jabón para los siguientes experimentos.

a) A 10 ml de la solución añádale 10 g de sal común (cloruro de sodio), y observe la separación de un

jabón por efecto del “salado”

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b) Coloque 10 ml de la solución en un tubo de ensayo de 16 * 150 ml , tápelo y sacuda en el tubo

durante dos minutos, déjelo reposar y anote el tiempo que tarda en desaparecer la espuma.

c) A otros 10 ml añádales unos 5 ml de una solución al 10% de cloruro de calcio, agite la mezcla y

vea si forma espuma. Continúe adicionando cloruro de calcio en solución hasta que no se forme

mas espuma.

d) y e) Haga una solución al 2% de cualquier detergente comercial (FAB, ACE, etc.) y con dos

porciones de 10 ml repita los experimentos (a) y (b).

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PRÁCTICA No. 11.

CAFEÍNA OBTENIDA POR SUBLIMACIÓN.

OBJETIVO:

Que el estudiante pueda practique una forma de extracción de una purina , aprenda sobre sus

características y su identificación.

Generalidades

La cafeína es una purina que por su comportamiento parecido a de las bases o álcalis, se considera dentro

de la sustancias llamadas alcaloides. La cafeína fue aislada originalmente en la semilla del café, de allí su

nombre, donde se encuentra en concentraciones hasta de 1.5%; sin embargo, el te negro contiene hasta 5%

de cafeína, por lo que es más apropiado obtenerla del te. Usualmente los alcaloides se obtienen por

extracciones y precipitaciones sucesivas, pero la cafeína se puede separar por sublimación, aprovechando

sus propiedades físicas. Industrialmente la cafeína se recoge en las chimeneas de los tostadores de café. La

cafeína es oxidada por el ácido nítrico, formando un compuesto amarillo cuya sal de amonio tiene un color

rojo violáceo.( reacción de la murexina.) la disolución en benceno caliente de cafeína y ácido salicílico (mol

a mol) forma al añadirle éter de petróleo un precipitado de salicilato de cafeína.

Reactivos:

te negro

ácido nítrico

hidróxido de amonio

Procedimiento experimental

1. En una pequeña cápsula de porcelana se colocan unos dos gramos de te negro (tipo Lipton)

2. Se introduce un vidrio de reloj de diámetro conveniente para que quede a un centímetro de

distancia de la superficie del te.

3. Con un mechero se calienta la base de la cápsula.

4. La cafeína sublimada se deposita en el vidrio de reloj. Los cristales depositados se recogen con

cuidado, se observan con lente de aumento.

5. Con una parte se obtiene el punto de fusión, con otra parte se efectúa la reacción de la murexida.

Reacción de la murexida

5.1 En una cápsula o crisol pequeño, ponga 0.05 g de cafeína,

5.2 Agregue uno o dos ml de ácido nítrico concentrado (dens. 1.4)

5.3 Evapore la mezcla, calentándola en la campana en baño maría.

5.4 Al residuo amarillo se le añade una gota de hidróxido de amonio, poniéndose inmediatamente de

color rojo púrpura.

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PRÁCTICA FECHA DE ENTREGA FIRMA INSTRUCTOR

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Otras:____________________________________________________________________

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UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA FACULTAD DE INGENIERÍA ESCUELA DE INGENIERÍA QUÍMICA ÁREA DE QUÍMICA

SOLVENCIA DE LABORATORIO

CURSO: BIOQUÍMICA. CODIGO

NOMBRE:

CARNET:

SEMESTRE: Primer AÑO: 2015

JORNADA: SECCION:

ZONA LAB.: / 25 pts.

INSTRUCTOR

Ing. Msc. Erwin Manuel Ortiz Castillo.

Vo. Bo. Supervisor de laboratorio

Ing. Erwin Manuel Ortiz Castillo. MAEI. MsC. Ing. Sanitaria.

Nota: Esta solvencia de laboratorio..

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