ECOLE NATIONALE VETERINAIRE D’ALFORT 2005

INFECTION DU TRACTUS URINAIRE A CORYNEBACTERIUM UREALYTICUM

CHEZ LES CARNIVORES DOMESTIQUES : ETUDE RETROSPECTIVE A PARTIR DE 14 CAS

THESE

pour le

DOCTORAT VETERINAIRE

présentée et soutenue publiquement

devant

LA FACULTE DE MEDECINE DE CRETEIL

le

par

Mathieu DUTHEL Né le 6 juin 1980 à Nancy (Meurthe-et-Moselle)

JURY

Président : M. Professeur de la Faculté de Médecine de Créteil

Membres

Directeur : H.J. BOULOUIS

Professeur à l’Ecole nationale vétérinaire d’Alfort Assesseur : C. MAUREY

Maître de conférences à l’Ecole nationale vétérinaire d’Alfort

LISTE DES MEMBRES DU CORPS ENSEIGNANT Directeur : M. le Professeur COTARD Jean-Pierre

Directeurs honoraires : MM. les Professeurs PARODI André-Laurent, PILET Charles Professeurs honoraires: MM. BORDET Roger,BUSSIERAS Jean,LE BARS Henri, MILHAUD Guy,ROZIER Jacques,THERET Marcel,VUILLAUME Robert

DEPARTEMENT DES SCIENCES BIOLOGIQUES ET PHARMACEUTIQUES (DSBP)

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INFECTION DU TRACTUS URINAIRE A CORYNEBACTERIUM UREALYTICUM CHEZ LES

CARNIVORES DOMESTIQUES : ETUDE RETROSPECTIVE A PARTIR DE 14 CAS

Nom et Prénom : DUTHEL Mathieu Résumé :

L’infection du tractus urinaire par Corynebacterium urealyticum a été décrite pour la première fois en 1992 chez les chiens et les chats. Elle reste une affection rare. Ce faible taux d’infection peut être du à un sous diagnostic résultant de la difficulté à isoler C. urealyticum lors d’uroculture.

Quatorze cas d’infection du tractus urinaire par C. urealyticum (7chiens et 7 chats) ont été diagnostiqués à l’Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort entre 1998 et 2004. L’analyse des dossiers retenus montre que cette affection touche les animaux ayant une cause de prédisposition (chirurgie, manipulation ou atteinte neurologique atteignant le tractus urinaire). Une hématurie macroscopique, une pyurie sont retrouvés sur 13 animaux (93%). L’analyse d’urine met en évidence un pH urinaire très alcalin (> 8,5 dans 67 %), des cristaux de phosphate ammoniaco-magnésien, une leucocyturie et une hématurie.

L’échographie permet de suspecter fortement cette infection en visualisant une paroi vésicale très épaissie et des incrustations minérales (cystite incrustée), mis en évidence chez 8 animaux de notre étude.

Le traitement est difficile en raison des diagnostics trop tardifs et de l’antibiorésistance marquée de ce germe. La sensibilité aux tétracyclines reste la plus fréquente et souvent la seule retrouvée chez 6 animaux. Une résistance à tous les antibiotiques est notée chez 2 animaux.

Une guérison a été obtenue sur 9 animaux grâce à une antibiothérapie adaptée, une acidification des urines et une correction des causes prédisposantes. 5 animaux sont décédés suite aux complications de l’infection (pyélonéphrite, septicémie). Mots-Clés : CORYNEBACTERIUM UREALYTICUM, BACTERIE, ANTIBIORESISTANCE, CYSTITE INCRUSTEE, INFECTION, TRACTUS URINAIRE, CARNIVORE, CHIEN, CHAT. JURY : Président : Directeur : Pr. BOULOUIS Assesseur : Dr. MAUREY Adresse : Mathieu DUTHEL 36 les Nuguets - cidex 120 71570 LA CHAPELLE DE GUINCHAY

INFECTION OF URINARY TRACT BY CORYNEBACTERIUM UREALYTICUM AMONG DOMESTIC SMALL ANIMALS:

RETROSPECTIVE STUDY FROM 14 CASES SURNAME : DUTHEL Given name : Mathieu SUMMARY :

The infection by Corynebacterium urealyticum of the urinary tract was described for the first time in 1992 in dogs and cats. It is a rare affection. This low rate of infection is probably due to an under diagnostic resulting to the difficulty to isolate C. urealyticum from urine.

Fourteen cases of urinary tract infection due to C. urealyticum (7 dogs and 7 cats) were diagnosed at Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort from 1998 to 2004. The study of the clinical informations shows that affection reaches animals with cause of predisposition (surgery, manipulation or neurology deficiency of urinary tract). A macroscopic hematury, a pyury were found in 13 animals (93%). Urine tests show an alkaline urinary pH (>8.5 for 67%), struvite stones, a leucocytury and a hematury.

Scan allows suspecting strongly this infection since we see a thickness of vesical wall and encrusted mineralizations (encrusted cystitis) discovered in 8 animals of our study.

Treatment is difficult because of belated diagnosis and severe antibioresistance of this germ. Susceptibility to tetracycline stay the most frequent and the only for 6 animals of our study. Resistant germs to all antibiotics tested were found in 2 animals.

A recovery is obtained in 9 animals following adapted antibiotherapy, acidification of urines and correction of predisposition causes. Five animals were dead after complications of infection (pyelonephritis, septicemia). KEY WORDS: CORYNEBACTERIUM UREALYTICUM, BACTERIA, ANTIMICROBIAL RESISTANCE, ENCRUSTED CYSTITIS, INFECTION, URINARY TRACT, SMALL ANIMALS, DOG, CAT. JURY : President : Director : Pr. BOULOUIS Assessor : Dr MAUREY Author’s address : Mathieu DUTHEL 36 les Nuguets - cidex 120 71570 LA CHAPELLE DE GUINCHAY

Je remercie tout particulièrement Henri Jean BOULOUIS et Christelle MAUREY pour leur aide durant la rédaction de cette thèse. Ils ont su me consacrer le temps nécessaire et me prodiguer les conseils utiles pour le bon cheminement de mon travail. Je tiens à faire des remerciements : A mes parents qui ont su me soutenir pendant ces longues années d’études, A mes sœurs, A Amandine pour son soutien et son amour, A mes amis mâconnais, A Tibo(ul) pour les franches rigolades et les parties de pêche mémorables, A Bertrand pour ses discutions interminables surtout en fin de soirée, A Cht’i pour ses toutes ces inventions et ses fous rires, Aux deux Alexandra, A Damien pour les longues parties de cartes et d’Elixir, A Adrien pour toutes ces soirées, A Eva, A Alexandre, A Véronique, A Michoul et toute la bande, A mes amis vétérinaires, joueurs de tarot devant l’éternel, A Ludovic, pour sa joie de vivre malgré les aléas de la vie et pour son franc parler, A Adrien pour sa gentillesse et son calme, A Audrey pour tout le temps passés ensemble depuis le bac et pour les premières semaines de galères inoubliables en arrivant à l’ENVA, A Marlène pour sa gaieté et son petit caractère, A ma famille, A mes grands-mères.

1

TABLE DES MATIERES Introduction……………………………………………………………………………...7

PREMIERE PARTIE : ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE ..................................... 9 I. PRESENTATION DES CORYNEBACTERIES........................................ 11

A. LA FAMILLE DES CORYNEBACTERIACEAE ............................................... 11 B. LE GENRE CORYNEBACTERIUM................................................................... 11

II. L’ESPECE CORYNEBACTERIUM UREALYTICUM ................................ 13 A. Habitat................................................................................................................. 13 B. Caractères bactériologiques ................................................................................ 13

1 Aspects microscopiques.................................................................................. 13 2 Particularités phénotypiques ........................................................................... 14 3 Caractères biochimiques ................................................................................. 14 4 Caractères culturaux, aspects macroscopiques ............................................... 14 5 Difficultés de culture de C. urealyticum et prévalence chez l’homme........... 15

C. Identification....................................................................................................... 15 1 Méthodes biochimiques .................................................................................. 15 2 Galerie d’identification rapide ........................................................................ 16

a) Galerie API Coryne .................................................................................... 16 b) Galerie API 20S .......................................................................................... 16

3 Méthodes chimiotaxonomiques ...................................................................... 17 4 Méthodes génomiques .................................................................................... 17

a) Amplification des séquences encadrées par les gènes de l’ARNr 16S-23S17 b) Le ribotypage .............................................................................................. 18

D. Antibiogramme ................................................................................................... 18 1 Les β-lactamines ............................................................................................. 18 2 Les quinolones ................................................................................................ 18 3 Les glycopeptides ........................................................................................... 19 4 Les tétracyclines ............................................................................................. 19 5 Les macrolides ................................................................................................ 19 6 Rifampicine..................................................................................................... 20 7 Autres familles................................................................................................ 20 8 Influence des facteurs externes dans la résistance aux antibiotiques.............. 20

a) Environnement et antibiothérapie............................................................... 20 b) pH et efficacité de l’antibiothérapie............................................................ 20

E. Pouvoir pathogène .............................................................................................. 21 1 Chez l’homme................................................................................................. 21

a) Généralités .................................................................................................. 21 b) Tractus urinaire ........................................................................................... 21

2 Chez le chien et le chat ................................................................................... 22 III. INFECTION DU TRACTUS URINAIRE PAR CORYNEBACTERIUM

UREALYTICUM CHEZ L’HOMME............................................................... 23 A. Facteurs de prédispositions................................................................................. 23 B. Symptômes.......................................................................................................... 23 C. Diagnostic différentiel ........................................................................................ 24

2

D. Examens complémentaires et lésions ................................................................. 25 1 Analyse d’urine............................................................................................... 25 2 Examen bactériologique urinaire .................................................................... 25 3 La polymerase chain reaction (PCR) .............................................................. 25 4 Radiographie abdominale ............................................................................... 25

a) Sans produit de contraste ............................................................................ 25 b) Urétrographie intraveineuse........................................................................ 26

5 Echographie abdominale................................................................................. 26 6 Endoscopie vésicale........................................................................................ 27 7 Examen histologique....................................................................................... 28 8 Scanner............................................................................................................ 28

E. Diagnostic ........................................................................................................... 30 F. Complications ..................................................................................................... 30 G. Traitement ........................................................................................................... 31 H. Prophylaxie ......................................................................................................... 33 I. Pronostic ............................................................................................................. 33

DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE ...................................... 35 I. MATERIELS ET METHODES ............................................................... 37

A. Sélection des dossiers ......................................................................................... 37 B. Méthodologie ...................................................................................................... 37

1 Examen des urines .......................................................................................... 37 2 Milieux de culture utilisés et conditions de culture ........................................ 38 3 Identification de C. urealyticum ..................................................................... 38

C. Recueil des informations .................................................................................... 38 II. RESULTATS.......................................................................................... 39

A. Animaux.............................................................................................................. 39 B. Antécédents pathologiques et facteurs de prédisposition à l’infection du tractus urinaire par C. urealyticum ......................................................................................... 39 C. Infections du tractus urinaire précédant celle à C. urealyticum.......................... 42 D. Antibiothérapie préalable.................................................................................... 43 E. Caractéristiques cliniques ................................................................................... 43

1 Symptômes généraux et examen clinique....................................................... 43 2 Symptômes urinaires....................................................................................... 43

F. Examen macroscopique des urines ..................................................................... 44 G. Echantillons d’urines et examen microscopique des urines ............................... 44

1 Caractère phisico-chimique des urines ........................................................... 45 2 Examen du culot urinaire................................................................................ 45

H. Analyse sanguine ................................................................................................ 46 1 Paramètres biochimiques ................................................................................ 46 2 Numération formule sanguine (NFS) ............................................................. 47

I. Imagerie .............................................................................................................. 47 1 Radiographie abdominale ............................................................................... 47 2 Echographie abdominale................................................................................. 47

J. Aspects macroscopiques du tractus urinaire....................................................... 48 K. Analyse histologique........................................................................................... 48 L. Composition des calculs ..................................................................................... 49 M. Délai écoulé entre les manipulations urologiques et les symptômes.............. 50 N. Délai écoulé entre les symptômes et le diagnostic ............................................. 51 O. Résultats d’EBU ................................................................................................. 51

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1 Bactérie isolée................................................................................................. 52 2 Prévalence de l’infection ................................................................................ 52 3 Antibiogramme ............................................................................................... 52

P. Traitement et suivi .............................................................................................. 53 Q. ITU causée par d’autres germes après C. urealyticum ....................................... 54

III. DISCUSSION......................................................................................... 55 Conclusion……………………………………………………………………………...59

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TABLES DES FIGURES ET DES TABLEAUX FIGURES FIGURE 1 : MECANISME D'ACTION DE L'UREASE BACTERIENNE ........................................ 22 FIGURE 2 : RADIOGRAPHIE SANS PREPARATION MONTRANT UNE CALCIFICATION DE LA

VESSIE...................................................................................................................... 26 FIGURE 3 : ECHOGRAPHIE VESICALE MONTRANT UN EPAISSISSEMENT PARIETAL AVEC

DEUX COUCHES DISTINCTES. LA COUCHE SUPERFICIELLE (FLECHE BLANCHE) EST ECHOGENE ET CORRESPOND A L’INCRUSTATION DE L’UROTHELIUM. LA COUCHE PROFONDE (FLECHE NOIRE) EST HYPOECHOGENE ET CORRESPOND AU DETRUSOR.... 26

FIGURE 4 : A : COUPE LONGITUDINALE ECHOGRAPHIQUE DU REIN GAUCHE MONTRANT DES STRUCTURES ECHOGENES (FLECHES) DANS LE BASSINET AVEC DES CONES D’OMBRES ASSOCIES, POUVANT CORRESPONDRE A DES INCRUSTATIONS OU A DES CALCULS. ................................................................................................................. 27

FIGURE 5 : CE SCANNER SANS PREPARATION MONTRE DES CALCIFICATIONS MINUSCULES DE L’UROTHELIUM (FLECHES). CES INCRUSTATIONS SONT FINES, REGULIERES ET SUPERFICIELLES. ............................................................................. 29

FIGURE 6 : A, CCANNER SANS PRODUIT DE CONTRASTE MONTRANT UNE CALCIFICATION EPAISSE (FLECHES) DE LA PAROI UROTHELIALE RENALE .......................................... 29

FIGURE 7 : A, SCANNER SANS PRODUIT DE CONTRASTE MONTRANT UNE CALCIFICATION EPAISSE DU LA PAROI UROTHELIALE RENALE (FLECHES) .......................................... 30

FIGURE 8 : CRISTAUX DE PHOSPHATE AMMONIACO MAGNESIEN .................................... 46 FIGURE 9 : 9A IMAGE ECHOGRAPHIQUE CARACTERISTIQUE D'UNE CYSTITE INCRUSTEE A

CORYNEBACTERIUM UREALYTICUM : PAROI EPAISSIE (6MM) AVEC UN CONTOUR MUQUEUX TRES IRREGULIER ET DES INCRUSTATIONS MINERALISEES DE LA PAROI VESICALE. LA LUMIERE VESICALE CONTIENT DE TRES NOMBREUX CALCULS. .......... 48

FIGURE 10 : CALCUL DE STRUVITE EXTRAIT DU CHIEN 3 PRESENTANT UNE INFECTION A CORYNEBACTERIUM UREALYTICUM ............................................................................ 49

FIGURE 11 : DELAI ECOULE ENTRE LES MANIPULATIONS UROLOGIQUES ET LES SYMPTOMES ............................................................................................................. 50

FIGURE 12 : DELAI ECOULE ENTRE L’APPARITION DES SYMPTOMES ET LE DIAGNOSTIC. .. 51 TABLEAUX TABLEAU 1: CARACTERISTIQUES DES 7 CHIENS RETENUS ................................................ 39 TABLEAU 2 : CARACTERISTIQUES DES 7 CHATS RETENUS ................................................ 39 TABLEAU 3 : ANTECEDENTS PATHOLOGIQUES ET FACTEURS PREDISPOSANT A

L’INFECTION DE C. UREALYTICUM............................................................................. 41 TABLEAU 4 : ITU PAR DIFFERENTS GERMES PRECEDANT L’ITU PAR C.UREALYTICUM...... 42 TABLEAU 5 : SYMPTOMATOLOGIE DES 14 ANIMAUX ATTEINTS PAR CORYNEBACTERIUM

UREALYTICUM ........................................................................................................... 44 TABLEAU 6: ANALYSE DES ECHANTILLONS D’URINE ....................................................... 45 TABLEAU 7 : COMPOSITION DES CALCULS ....................................................................... 49 TABLEAU 8 : DELAI ECOULE ENTRE LES MANIPULATIONS UROLOGIQUES ET

L'APPARITION DES SYMPTOMES ................................................................................ 50 TABLEAU 9 : DELAI ECOULE ENTRE LES SYMPTOMES ET LE DIAGNOSTIC.......................... 51 TABLEAU 10 : SYNTHESE DE L’ANTIBIOSENSIBILITE DES DIFFERENTS GERMES ISOLES .... 53

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TABLE DES ANNEXES ANNEXE 1 : RESULTATS D’UROCULTURE DU CHIEN 1 ...................................................... 63 ANNEXE 2 : ANTIBIOGRAMME D’UROCULTURE DU CHIEN 1 ............................................. 66 ANNEXE 3 : RESULTATS D’UROCULTURE DU CHIEN 1 ...................................................... 67 ANNEXE 4 : ANTIBIOGRAMME D’UROCULTURE DU CHIEN 1 ............................................. 68 ANNEXE 5: RESULTATS D’UROCULTURE DU CHIEN 2 ....................................................... 69 ANNEXE 6: ANTIBIOGRAMME D’UROCULTURE DU CHIEN 2 .............................................. 70 ANNEXE 7: RESULTATS D’UROCULTURE DU CHIEN 2 ....................................................... 71 ANNEXE 8: RESULTATS D’UROCULTURE DU CHIEN 3 ....................................................... 72 ANNEXE 9: ANTIBIOGRAMME D’UROCULTURE DU CHIEN 3 .............................................. 73 ANNEXE 10: RESULTATS D’UROCULTURE DU CHIEN 4 ..................................................... 74 ANNEXE 11: ANTIBIOGRAMME D’UROCULTURE DU CHIEN 4 ............................................ 75 ANNEXE 12: RESULTATS D’UROCULTURE DU CHIEN 5 ..................................................... 76 ANNEXE 13: ANTIBIOGRAMME D’UROCULTURE DU CHIEN 5 ............................................ 77 ANNEXE 14: RESULTATS D’UROCULTURE DU CHIEN 5 ..................................................... 78 ANNEXE 15: ANTIBIOGRAMME D’UROCULTURE DU CHIEN 5 ............................................ 79 ANNEXE 16: RESULTATS D’UROCULTURE DU CHIEN 6 ..................................................... 80 ANNEXE 17: ANTIBIOGRAMME D’UROCULTURE DU CHIEN 6 ............................................ 81 ANNEXE 18: RESULTATS D’UROCULTURE DU CHIEN 7 ..................................................... 82 ANNEXE 19: ANTIBIOGRAMME D’UROCULTURE DU CHIEN 7 ............................................ 83 ANNEXE 20: RESULTATS D’UROCULTURE DU CHAT 1 ...................................................... 84 ANNEXE 21: ANTIBIOGRAMME D’UROCULTURE DU CHAT 1 ............................................. 85 ANNEXE 22: RESULTATS D’UROCULTURE DU CHAT 2 ...................................................... 86 ANNEXE 23: ANTIBIOGRAMME D’UROCULTURE DU CHAT 2 ............................................. 87 ANNEXE 24: RESULTATS D’UROCULTURE DU CHAT 3 ...................................................... 88 ANNEXE 25: ANTIBIOGRAMME D’UROCULTURE DU CHAT 3 ............................................. 89 ANNEXE 26: RESULTATS D’UROCULTURE DU CHAT 4 ...................................................... 90 ANNEXE 27: ANTIBIOGRAMME D’UROCULTURE DU CHAT 4 ............................................. 91 ANNEXE 28: ANTIBIOGRAMME D’UROCULTURE DU CHAT 4 ............................................. 92 ANNEXE 29: RESULTATS D’UROCULTURE DU CHAT 5 ...................................................... 93 ANNEXE 30: ANTIBIOGRAMME D’UROCULTURE DU CHAT 5 ............................................. 94 ANNEXE 31: RESULTATS D’UROCULTURE DU CHAT 6 ...................................................... 95 ANNEXE 32: ANTIBIOGRAMME D’UROCULTURE DU CHAT 6 ............................................. 96 ANNEXE 33: RESULTATS D’UROCULTURE DU CHAT 7 ...................................................... 97 ANNEXE 34: ANTIBIOGRAMME D’UROCULTURE DU CHAT 7 ............................................. 98

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INTRODUCTION

Les corynébactéries sont peu connues dans les affections des carnivores domestiques (chiens et chats). Considérées comme des opportunistes, elles deviennent pathogènes chez les patients immunodéprimés. Décrit en médecine humaine, depuis les années 1910, Corynebacterium urealyticum est identifié comme responsable d’infection grave de l’appareil urinaire en particulier chez les patients présentant des facteurs favorisants.

Le premier cas d’infection chez l’homme impliquant ce germe de façon certaine a été rapporté en 1979 par JACOBS et PERLINO (12). Ce germe a été isolé par aspiration transtrachéale sur un patient débilité atteint d’une pneumonie. Ce germe identifié comme C. urealyticum était sensible à la pénicilline, seul cas décrit où ce germe était sensible à cet antibiotique.

Le premier cas d’infection de l’appareil urinaire par cette bactérie fut décrit en 1985. SORIANO (12) recensait quatre cas de cystites incrustées alcalines dues à Corynebacterium urealyticum isolé à partir d’uroculture et de la mise en culture des calculs prélevés.

Elle est décrite chez le chien pour la première fois en 1992. Les conditions de culture particulières de ce germe peuvent expliquer en partie le sous diagnostic de cette infection. Les rares cas décrits (21 cas dont 7 chats et 14 chiens), font état d’infections urinaires particulièrement sévères et invalidantes. Une meilleure connaissance des particularités épidémiologiques, symptomatologiques et thérapeutiques de l’infection à Corynebacterium urealyticum a justifié la réalisation de l’étude rétrospective qui vous est présentée.

Entre 1998 et 2004, le laboratoire de bactériologie de l’Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort a isolé différentes espèces de Corynebacterium à partir de prélèvements urinaires réalisées en consultation d’urologie. Cette étude rétrospective regroupe quatorze cas d’infection urinaire par Corynebacterium urealyticum, 7 chiens (2 femelles et 5 mâles) et 7 chats mâles.

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PREMIERE PARTIE : ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE

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I. PRESENTATION DES CORYNEBACTERIES

Les corynebactéries ont été découvertes en 1883 quand Klebs identifia le bacille diphtérique lors d’examens des fausses membranes issus des patients atteints de croups. Elles sont également appelées bacilles corynéformes ou bacilles diphtéroïdes.

Elles ont une origine différente : - pathogènes ou saprophytes (des muqueuses ou de la peau) - environnement.

Ces bacilles, à coloration de gram positive, ont une forme irrégulière comportant

un renflement à une extrémité et ont été appelés corynébactéries, coryne signifiant massue en grec.

A. LA FAMILLE DES CORYNEBACTERIACEAE

Elle intègre un seul genre : Corynebacterium (32). Elle est caractérisée par la présence dans la paroi bactérienne d’acide méso-diaminopimélique, d’arabinose et de galactose et d’acides gras particuliers, les acides mycoliques dont la longueur des chaînes carbonées permet une diagnose de genre et d’espèce. Ces critères définissent une paroi cellulaire de type IV (31).

B. LE GENRE CORYNEBACTERIUM

Les bactéries de ce genre sont majoritairement de type respiratoire anaérobie facultatif mais certaines espèces telles que C. urealyticum ont une croissance très faible, voire nulle en anaérobiose. Ces bacilles sont disposés en palissade ou en « lettres chinoises » et présentent souvent une multirésistance aux antibiotiques.

Ce genre possède les mêmes caractéristiques que la famille des Corynebacteriaceae. Les acides mycoliques comptent entre 22 et 36 atomes de carbones et le contenu de G + C (guanine + cytosine) de l’ADN est compris entre 61 et 74% (32, 6). La composition de la paroi compte une ménaquinone dihydrogénée avec 8 et ou 9 unités isoprènes.

Quatre groupes se distinguent selon l’étude de RUIMY et al. (32) définis grâce à 3 méthodes phylogénétiques (les méthodes utilisées sont : neighbor-joining method, maximum probability method, parsimony maximum method) comparant les séquences de sous-unités d’ADN ribosomal :

- Groupe I : cette unité monophylétique regroupe la majorité des individus du genre.

- Groupe II : il est composé d’une seule bactérie. Elle est exclue du groupe I du fait de son taux particulier de mutation qui rendait le groupe instable.

- Groupe III : il regroupe seulement 4 germes dont Corynebacterium urealyticum. La robustesse de ce groupe est douteuse puisque les bactéries n’ont été

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identifiées seulement par neighbor-joining method et par maximum probability method. Tous sauf C. jeikeium ont une paroi composée d’acide tuberculostéarique. De plus, C. jeikeium et C. urealyticum sont très proches l’un de l’autre avec un type respiratoire aérobie stricte et des résistances aux mêmes antibiotiques.

- Groupe IV : ce groupe robuste est assez proche des autres Corynebacteria avec une corrélation ADN-ADN supérieure à 90%.

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II. L’ESPECE CORYNEBACTERIUM UREALYTICUM

Décrite et reconnue pour la première fois en 1972 par KING et son équipe du CDC (Centers Disease Control) d’Atlanta, cette espèce fut nommée tout d’abord Corynebacterium du groupe D2. Sa nouvelle dénomination, Corynebacterium urealyticum, est donnée en 1992 par RIEGEL et al.

A. Habitat

Cette bactérie semble faire partie de la flore cutanée de l’homme en tant que saprophyte mais une incertitude subsiste tout de même sur son habitat. Néanmoins, 25 à 37% des sujets hospitalisés ont un portage cutané (10), contre 12% chez des individus sains (22). Elle se situe plus particulièrement sous le creux de l’aisselle, en régions inguinales, périnéales et rectales. Son habitat reste favorisé par une sélection aux antibiotiques. Selon AGUADO et al., 90% des patients de son étude porteurs de C. urealyticum ont subi une antibiothérapie auparavant (24, 38). Cette colonisation est également favorisée par un séjour prolongé en hospitalisation. Les patients en hospitalisation longue de 6 à 24 mois sont significativement plus contaminés que les patients présents depuis moins de 6 mois (38).

SORIANO et al. trouvent une colonisation cutanée plus fréquente chez les femmes que chez les hommes. Par contre, il n’existe pas de différence significative entre la colonisation cutanée des immunocompétents et des immunodéficients (38).

Cette bactérie est aussi présente dans l’environnement. SORIANO et al. (27) ont montré que l’ensemble des 48 échantillons prélevés dans l’air des chambres occupées est positif. Par opposition, elle est très rarement présente sur les surfaces (un échantillon parmi 64) et dans les salles autres que les chambres, comme la librairie ou le laboratoire. De plus, aucun lien n’a été trouvé entre la présence d’un malade indemne de C. urealyticum dans une chambre et la présence de ce germe dans l’air.

Néanmoins, C. urealyticum n’a pas pu être isolé de la peau des carnivores domestiques avec ou sans infection par C. urealyticum. Par conséquent, la source de contamination reste inconnue (9). EUZEBY décrit une flore cutanée contenant le genre Corynebacterium sans toutefois préciser les espèces présentes (10).

B. Caractères bactériologiques

1 Aspects microscopiques C. urealyticum se présente sous forme de coccobacilles effilés ou en massue, de

0,5 à 1µm de diamètre, à coloration de Gram positive, non acido-résistants, groupés en V, en « lettres chinoises » ou en palissade, jamais en chaînette, sans ramification ni spore. Elles peuvent contenir des granules métachromatiques de polyphosphates. Elles

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sont immobiles et aérobies strictes (30). Néanmoins une croissance très faible en anaérobie est possible, la classant donc dans la catégorie aéro-anaérobie facultative (10).

2 Particularités phénotypiques Les chaînes des acides mycoliques majoritaires comptent entre 28 et 32 atomes

de carbones et sont biinsaturées. De plus, la présence d’acide 10-méthylène stéarique est relatée sur quelques souches de C. urealyticum (31).

Selon les études, le contenu G + C de l’ADN est compris entre 61-62% et 65-66% (10, 31), valeur comprise dans la fourchette de valeur de la famille.

La présence d’un peptidoglycane de type A1γ (c’est-à-dire reliant un groupe amine du troisième peptide d’un tétrapeptide au groupement carboxyle du D-alanine d’un second tétrapeptide, avec la présence d’acide méso-diaminopimélique en position 3 du tétrapeptide) et d’une ménaquinone de type MK-9(H2) prouve l’appartenance au genre Corynebacterium (10).

3 Caractères biochimiques Une réponse positive est obtenue pour les tests catalase, pyrazinamidase, leucine

aminopeptidase et uréase. La réponse positive obtenue pour le test uréase est très intense et rapide, de l’ordre de 30 à 60 minutes (30).

Une réponse négative est obtenue pour les tests oxydase, nitrate réductase, pyrroindonyl arylamidase, bêta-glucuronidase, bêta-galactosidase, alpha-glucosidase, N-acétyl-bêta-glucosaminidase, hydrolyse de la gélatine et de l’esculine, test de cAMP et acidification des sucres (30, 10).

Une réponse variable selon les souches est notée pour les tests de l’hydrolyse de l’hippurate, phosphatase alcaline et la réaction de Voges-Proskauer (30, 10).

4 Caractères culturaux, aspects macroscopiques Cette bactérie est très lipophile, xérotrophe pour les stérols ; il est donc

nécessaire d’ajouter des lipides naturels ou de synthèse aux milieux de culture, comme quelques gouttes de sang (lapin ou mouton) ou du Tween 80 (0,1% à 1%) (10). Le Tween 80 est un oléate polyéthoxysorbate, composée une variété d’acides gras de 14 à 18 atomes de carbone (6). Le sang contient des stérols via les membranes cellulaires ou le plasma.

Sur une gélose au sang avec une atmosphère enrichie en CO2 et après 48 heures

d’incubation à 27°C, 37°C ou 42°C, les colonies sont petites, blanchâtres, opaques, lisses, convexes et non hémolytiques. Sur une gélose CLED (cystine lactose électro-déficient), les colonies sont minuscules et grisâtres (10).

Sur le milieu de MUELLER HINTON, toutes les bactéries poussent entre pH 7 et 9 mais pas à pH 10 alors que C. urealyticum est indifférente au pH (37).

La croissance est quasiment nulle sur milieu nutritif simple (29). Après 48 heures d’incubation, aucune colonie n’est observée sur un milieu de

MacConkey ou sur une gélose au sang incubée en anaérobiose (10).

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Un milieu sélectif pour l’isolement de C. urealyticum utilisé en médecine humaine est composé de :

- tween 80 (10mL) - fosfomycine (100mg) - cefotaxime (32mg) - 5-fluorocytosine (200mg) - agar (20g) - sang de mouton (50mL) - eau distillée (qsp 1L)

Il est enrichi en lipide pour une meilleure croissance et en antibiotique pour éliminer les germes contaminants.

Pour de meilleurs résultats, l’enrichissement des cultures en CO2 ainsi qu’une incubation de plus de 48 heures est recommandée (10). Sa croissance lente encourage à conserver les milieux de culture 72 heures.

5 Difficultés de culture de C. urealyticum et prévalence chez l’homme

La prévalence de la contamination des urines par C. urealyticum chez l’homme est très imprécise et aucune étude n’a pu apporter des résultats fiables. Des fréquences disparates sont relatées. WALKDEN et al. rapportent une fréquence de contamination de 0,038% sur milieu non spécifique et 1,17% sur milieu spécifique alors que De BRIEL et al. isolent ce germe sur 8,1% des échantillons d’urine issus d’une sélection de patients (33).

L’étude de RYAN montre que seul deux de leurs 194 échantillons d’urine, urine ayant un pH supérieur à 7, sont contaminés par C. urealyticum (33). SORIANO et al trouvent un taux de contamination de 1,9% et 0,23% respectivement sur milieux sélectifs et non sélectifs (40).

Par conséquent, l’utilisation d’un milieu sélectif en routine et d’une incubation

longue n’est pas justifiée pour la mise en évidence de cette bactérie. Par opposition, la décision de réaliser une culture sur milieu spécifique doit être guidée par des signes cliniques évocateurs de cette maladie comme la présence de cristaux de struvite dans une urine alcaline contenant des cellules inflammatoires (33, 40).

C. Identification

1 Méthodes biochimiques Les caractères biochimiques permettent une bonne identification. Ces caractères

sont décrits auparavant. Une autre particularité reste la lipophilie de cette espèce. Elle se détecte par comparaison de la croissance sur un milieu nutritif simple (gélose trypticase-soja, bouillon cœur-cervelle) et la croissance sur ce même milieu additionné de Tween 80 ou de sérum de cheval. On observe des colonies plus grosses sur milieu supplémenté et un trouble uniquement dans le bouillon supplémenté en lipides. On peut aussi déposer une goutte de Tween 80 sur une gélose et observer une augmentation de croissance en regard de cette goutte (29).

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Une partie de ces critères biochimiques est regroupée dans le système de galerie API.

2 Galerie d’identification rapide Plusieurs modèles de galeries API (Biomérieux) existent. La galerie API Coryne

a été conçue spécifiquement pour identifier les corynébactéries. Néanmoins, il est possible d’utiliser la galerie API 20S pour mettre en évidence C. urealyticum.

a) Galerie API Coryne L’identification est effectuée par les galeries API Coryne. Elles permettent de

réaliser 21 tests biochimiques dont 11 tests enzymatiques (pyrazinamidase, pyrrolidonyl arylamidase, β-galactosidase, phosphatase alcaline, α-glucosidase, N-acétylglucosaminidase, β-glucuronidase, réduction des nitrates et hydrolyse de la gélatine, de l’urée et de l’esculine), 8 tests de fermentation (glucose, ribose, D-xylose, mannitol, maltose, lactose, sucrose, glycogène et un témoin négatif) et l’activité catalase (13). Les codes correspondant à C. urealyticum sont 2101004 et 2001004 si les qualités de l’inoculum (culture jeune et densité correcte) et le mode opératoire sont suivis scrupuleusement (10).

Les 14 souches de C. urealyticum identifiées par les tests phénotypiques ont aussi été identifiées grâce à l’utilisation de la galerie API coryne. Ce test ne montre aucune faille, d’après l’étude de FRENEY et al., vis-à-vis de cette souche (13, 29). L’étude réalisée par FUNKE et al. aboutit aux mêmes conclusions concernant la galerie API 2.0 (14).

Néanmoins, les souches bactériennes uréase positive de C. mastitidis ont un code identique aux souches phosphatase alcaline de C. urealyticum mais ces souches ont des origines et une sensibilité aux antibiotiques différentes. En effet, C. mastitidis est isolé chez la brebis alors que C. urealyticum est isolé chez l’homme et chez les carnivores (10).

De même, en galerie API Coryne, C. suicordis obtient le même code (2101004) que C. urealyticum mais des caractères phénotypiques permettent de les différencier. C. suicordis est un germe anaérobie et non lipophile, à l’opposé de C. urealyticum (10).

b) Galerie API 20S Les galeries API 20S permettent une identification rapide des corynébactéries

aérobies multirésistantes, c'est-à-dire Corynebacterium des groupe JK et C. urealyticum. Néanmoins, il est nécessaire d’augmenter la concentration de l’inoculum pour obtenir des résultats reproductibles et une coloration franche des puits de la galerie. Toutes les souches de Corynebacterium des groupe JK et C. urealyticum hydrolysent l’acétate indoxyl et le p-nitrophénylphosphate mais aucune autre corynébactérie. Toutes les souches de C. urealyticum produisent une N-acétylglucosaminidase et ont une activité uréasique rapide contrairement aux corynébactéries du groupe JK. Ces deux critères permettent ainsi leur différenciation.

C. urealyticum est le groupe le plus diversifié avec des souches produisant une arginine aminopeptidase, une β-glucosidase. Ainsi trois profils sont obtenus et possèdent les codes 0244010, 0244012, 4244010 (20).

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3 Méthodes chimiotaxonomiques La chromatographie liquide haute performance (HPLC) permet la mise en

évidence des acides corynomycoliques ainsi que la chromatographie en couche mince et en phase gazeuse (29). Son efficacité fait que cette technique est valable, comparée à l’analyse G + C, pour identifier les espèces du genre Corynebacterium. Néanmoins, elle est longue et délicate et est donc supplantée par l’identification génomique. De plus, elle ne permet pas d’établir une corrélation entre le pic et sa composition en acide corynomycoliques.

Une comparaison entre la HPLC et l’analyse G + C montre que la HPLC est plus sensible pour l’identification du germe C. urealyticum (7).

La détermination des acides gras cellulaires par chromatographie en phase gazeuse est disponible en technique semi-automatique et permet une bonne orientation au niveau du genre et parfois au niveau de l’espèce.

L’analyse des profils électrophorétiques des protéines par SDS-PAGE permet une identification au niveau de l’espèce mais nécessite une comparaison avec une banque de résultats propre à chaque laboratoire. Par conséquent, cette méthode est peu exploitable en routine.

4 Méthodes génomiques Ces méthodes sont de plus en plus utilisées en identification bactérienne en

raison de l’avènement de l’amplification génique (Polymérase Chain Reaction, PCR) et de progrès technologiques (séquenceurs automatiques, banque de données accessibles par Internet…)

L’identification des corynébactéries peut se faire par comparaison du gène codant pour l’ARNr 16S dont la quasi-totalité des séquences se trouvent dans des banques de données. L’analyse du polymorphisme de restriction de ce gène peut être réalisée après amplification et permet une identification rapide.

a) Amplification des séquences encadrées par les gènes de l’ARNr 16S-23S

C. urealyticum produit une seule combinaison PCR et un seul modèle. Il existe une réelle homogénéité génomique qui donne un seul produit d’amplification. Cela s’explique par un faible taux de polymorphisme génétique de l’ARNr dans cette espèce (1). Ce résultat est concordant avec les résultats de l’expérience de la parenté d’ADN réalisée par RIEGEL et al. En effet, le taux de parenté d’ADN des 21 souches testées varie de 82 à 100%, ce qui forme un groupe étroit d’hybridation. Une autre étude réalisée par AUBEL et al. (1) montre que les 13 souches isolées entre 1982 et 1988 dans différents hôpitaux ont un profil de PCR identique. Ce profil est très similaire à celui de C. diphteriae mais les tests biochimiques comme la réduction des nitrates et la production d’uréase permettent la distinction. De plus, les symptômes sont différents.

L’analyse des longueurs de polymorphisme est la plus fréquemment utilisée pour l’identification des Corynebacterium du fait de son utilisation facile en laboratoire.

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b) Le ribotypage Le ribotypage est une méthode complémentaire aux examens biochimiques pour

l’identification des corynébactéries (4).

L’identification de C. urealyticum repose sur les critères morphologiques et culturaux, sur la présence d’une catalase et d’une forte activité uréasique, sur l’absence d’oxydase et de nitrate réductase et d’acidification des sucres, sur la stimulation de la croissance par le Tween et sur sa résistance aux antibiotiques, en particulier à la pénicilline. En effet, cette antibiorésistance fait partie des critères de reconnaissance pour identifier cette espèce bactérienne.

D. Antibiogramme C. urealyticum est connu pour ses multirésistances et fait l’objet de nombreux

essais, majoritairement in vitro.

1 Les β-lactamines Ce germe présente une résistance aux β-lactamines ; pénicillines et

céphalosporines ; avec des CMI (Concentration moyenne inhibitrice) supérieures à 32mg/l et 128mg/l respectivement selon PHILIPPON, ROUVEAU et ARLET (28).

Toutes les souches sont résistantes à l’ampicilline et à la céphalotine quelque soit le pH du milieu de culture (pH de 7,4 ou 8,5) selon Margarita SANTAMARIA et al (35).

Selon GARCIA RODRIGUEZ et al., Corynebacterium urealyticum est résistant à l’ensemble des pénicillines, des combinaisons de pénicillines et aux inhibiteur de β-lactamase (CMI >128 µg/l). Il est résistant également aux céphalosporines, qu’elles soient à large spectre ou de quatrième génération, génération conçue pour être active sur les bactéries à coloration de gram positive. Le mode de résistance reste inconnu. Seules la céfoxitine et le latamoxef (céphalosporines de troisième génération) ont des résistances partielles, respectivement de 74% et 88%. L’activité de la céfoxitine est nettement meilleure que celle des autres β-lactamines mais reste néanmoins insuffisante en vue d’un traitement. Des résistances ont également été décrites pour les pénèmes (imipénème et méropénème) appartenant à la famille des β-lactamines (17).

2 Les quinolones L’étude de PHILIPPON, ROUVEAU et ARLET démontre une action variable

de la ciprofloxacine (28). Ces résultats concordent avec ceux obtenus par les chercheurs de l’hôpital universitaire de Salamanque. En effet, seulement 20,3% de C. urealyticum sont sensibles à la ciprofloxacine, la majorité des souches étant résistantes (6). La moxifloxacine a une activité accrue par rapport à celle de la ciprofloxacine mais uniquement sur les souches sensibles à cette dernière.

Toutes les souches sont sensibles à la norfloxacine selon Margarita SANTAMARIA et al. (35).

Les résistances de ce germe contre les quinolones sont supérieures à 50% pour l’ensemble des quinolones avec des valeurs comprises entre 53% et 90%. En particulier, 76% des isolats sont résistants à la norfloxacine, ayant une CMI égale à 128 µg/ml. Ces

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résultats divergent de l’étude réalisée par Margarita SANTAMARIA et al. montrant une bonne sensibilité du germe à la norfloxacine. L’activité des fluoroquinolones reste irrégulière (17).

L’ofloxacine, la sparfloxacine, la ciprofloxacine, la témafloxacine sont les

quinolones les plus actives. L’efficacité de ces antibiotiques augmente avec leur activité intrinsèque et leur activité contre les bactéries à coloration de Gram positive. Cependant l’ofloxacine est la plus efficace et possède moins d’activité intrinsèque que les fluoroquinolones comme la ciprofloxacine et n’est pas dirigée contre les bactéries à coloration de Gram positive (17, 39).

3 Les glycopeptides Aucune résistance n’a été décrite pour les glycopeptides (28, 35, 17, 34). Les

CMI de ces antibiotiques sont de 0,5 mg/l pour la vancomycine et la téicoplanine (17). Ces molécules sont préconisées comme le traitement de choix des infections étendues et systémiques mais aussi des infections du tractus urinaire à C. urealyticum. L’utilisation de la téicoplanine est une bonne alternative à celle de la vancomycine, grâce à sa pharmacocinétique et la possibilité d’une injection intramusculaire (17).

4 Les tétracyclines Une position intermédiaire de résistance a été décrite pour la tétracycline, avec 4

souches sensibles, 20 souches ayant une CMI comprise entre 4 et 16 µg/ml et 6 souches ayant une CMI comprise entre 32 et 64 µg/ml (35). La même constatation est faite par l’équipe de l’hôpital de Salamanque, où 64% des souches testées sont résistantes à la tétracycline.

La doxycycline donne de meilleurs résultats avec une efficacité sur 98% des souches et la CMI de la seule souche résistante est une concentration facilement atteinte dans les urines. Néanmoins son action bactériostatique est insuffisante sur des patients atteints par cette bactérie, patients souvent immunodéprimés (17).

5 Les macrolides L’activité de l’érythromycine est variable. Sur 30 souches, 5 ont une CMI < 0,25

µg/ml, 2 ont une CMI comprise entre 64 et 128 µg/ml et 23 sont résistantes (CMI > 1024 µg/ml). De plus, une seule souche parmi les 30 est sensible à la gentamicine (CMI < 0,25 µg/ml) (35).

Une seconde étude montre que l’ensemble des souches est résistant à l’érythromycine (CMI > 16 mg/l) et ces résultats concordent avec une autre étude réalisées sur 20 souches testant l’érythromycine et la télithromycine (CMI > 16 mg/l). Néanmoins une dernière étude vient nuancer ces résultats, montrant une majorité de souches sensibles parmi les 27 testées. De plus, la télithromycine aurait une action 4 fois supérieure à celle de l’érythromycine (34).

Par conséquent, les souches de C. urealyticum ont une résistance variable aux macrolides et surtout très hétérogène suivant les études (28). Il est donc conseillé de les utiliser après avoir obtenu les résultats de l’antibiogramme et en aucun cas en première intention.

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6 Rifampicine Elle est efficace sur 74% des souches selon GARCIA RODRIGUEZ et al. Mais

son utilisation seule n’est pas recommandée car elle peut provoquer une mutation entraînant la résistance de ce germe à la rifampicine (17). Cette efficacité variable est également décrite par PHILIPPON et al. (28) et sa CMI est de 0,5mg/l. Son intérêt est l’utilisation en association d’antibiotique mais son utilisation comme antituberculeux réduit son emploi.

7 Autres familles C. urealyticum est résistant aux aminosides, au sulfaméthoxazole, au

triméthoprime, à la nitrofurantoïne (28), à la fosfomycine, la clindamycine et la lincomycine.

Aucune résistance n’a été décrite pour la pristinamycine ou l’acide fusidique. La CMI de ces antibiotiques est de 0,06 mg/l confirmant ainsi la sensibilité de ce germe à ces antibiotiques (28). Le germe reste sensible à la novobiocine avec une CMI de 0,5mg/l (35) mais aussi à la quinipristine et dalfopristine, et au linézolide avec des valeurs de CMI de 0,5 mg/l (35).

8 Influence des facteurs externes dans la résistance aux antibiotiques

a) Environnement et antibiothérapie Une étude de GARCIA BRAVO et al. (16) tente de prouver l’influence des

facteurs externes sur la résistance aux antibiotiques de C. urealyticum. Le pourcentage de résistance de la majorité des antibiotiques testés est significativement supérieur sur les prélèvements réalisés sur des patients hospitalisés que sur les patients non hospitalisés. De même, la fréquence de résistance est supérieure chez les patients ayant subi une antibiothérapie pendant le mois précédent l’infection que chez les autres. Cette différence est néanmoins significative uniquement pour certains antibiotiques testés comme les quinolones de troisième génération ou la gentamicine.

Une autre partie de cette étude consiste à comparer la sensibilité aux antibiotiques des germes issus de la peau et des urines. Cette sensibilité est similaire entre les deux lots. En conséquence, une colonisation du tractus urinaire par les germes de la flore cutanée est une hypothèse à considérer.

En conclusion, les souches bactériennes de la peau des patients subissant une

antibiothérapie sont initialement sensibles à plusieurs antibiotiques et acquièrent leur résistance suite à la pression antibiotique. Pour les patients non traités, une colonisation cutanée de la part des bactéries multirésistantes présentes dans l’environnement hospitalier remplace ainsi la flore indigène ayant une moindre antibiorésistance.

b) pH et efficacité de l’antibiothérapie L’efficacité des antibiotiques est liée au pH rencontré dans le milieu dans lequel

il doit agir. Pour vérifier l’efficacité des antibiotiques dans des milieux différents, deux

21

pH, 7,4 et 8,5, ont été utilisés dans l’étude de Margarita SANTAMARIA et al. Le pH le plus basique se rapproche de celui de l’urine contaminée par des germes uréasiques et plus particulièrement C. urealyticum.

Leur conclusion fut que l’activité de l’ensemble des antibiotiques fut altérée à pH alcalin à plus ou moins grande échelle selon les antibactériens. La norfloxacine est la moins atteinte par une augmentation du pH. Elle est donc préconisée dans la lutte contre les infections du tractus urinaire à C. urealyticum. La tétracycline, la novobiocine et la rifampicine peuvent également être utilisées dans le traitement des infections urinaires puisque la concentration d’antibiotique dans les urines est supérieure à la CMI pour la majorité des souches testées dans cette étude (35).

Le traitement des infections urinaires par C. urealyticum ne fait l’objet d’aucun consensus, ni d’essais cliniques contrôlés. Aucun échec n’a été rapporté avec la vancomycine mais la fréquence d’échec est variable avec les autres antibiotiques. Néanmoins des succès ont été obtenus avec les tétracyclines, l’érythromycine, la norfloxacine et la rifampicine. Aucune étude ne chiffre le pourcentage d’échec.

Dans les formes cliniques autres qu’urinaires, les endocardites ou les infections

généralisées en particulier, la vancomycine a fait ses preuves contrairement à la pristinamycine ou l’acide fusidique (28, 35).

E. Pouvoir pathogène

1 Chez l’homme

a) Généralités Cette bactérie est responsable de péritonites, d’endocardites, de bactériémies,

d’ostéomyélites, d’infections des tissus mous et de surinfections de plaie. Plus particulièrement, elle provoque des infections urinaires chroniques et récurrentes survenant chez des malades âgés (moyenne de 72 ans), affaiblis par une immunodépression, ayant des cancers vésicaux, des antécédents de troubles génito-urinaires, un diabète sucré… souvent hospitalisés depuis longtemps. Ils sont souvent porteurs de sonde ou ont subi des manœuvres instrumentales ou une intervention chirurgicale.

b) Tractus urinaire - Lithiases :

La forte activité uréasique est le point essentiel de virulence pour l’infection du tractus urinaire. Cette activité uréasique est retrouvée chez d’autres germes en particulier chez Klebsiella, Proteus. Cette enzyme bactérienne, comme le montre la figure 1, favorise la fabrication de lithiase grâce à son pouvoir de dégradation de l’urée en ammonium comme le montre la figure 2. La précipitation de phosphate de magnésium et d’ammonium nécessite un pH supérieur à 8, pH obtenu quand l’urée est décomposée en ammonium par l’uréase bactérienne (12). On obtient donc des calculs de struvite nommés également calculs de phosphate ammoniaco-magnésien, mais aussi des calculs de carbapatite. L’analyse des calculs ou des incrustations révèle une

22

composition de 50% de struvite, 15 à 35% d’apatite et de composants mineurs comme des protéines, de l’acide urique.

Figure 1 : Mécanisme d'action de l'uréase bactérienne

Comme l’ont démontré SORIANO et al., C. urealyticum joue un rôle dans la formation de calculs in vitro et in vivo (36):

- In vitro : l’inoculation de ce germe à des urines humaines stériles et prélevées sur des patients sans antécédents pathologiques entraîne une augmentation du pH et de la concentration d’ammonium et donc une diminution de la concentration de l’urée dès 24 heures après inoculation.

- In vivo : des disques de zinc plongés dans des bouillons de culture de C. urealyticum ont été implantés dans des vessies de rats et ont entraîné la formation de calculs de struvite sur 100% des animaux contaminés par C. urealyticum, qu’il soit seul ou associé à d’autres germes.

2 Chez le chien et le chat C. urealyticum est connu pour être un agent d’infections urinaires chez les

carnivores domestiques. C. urealyticum est également responsable de bactériémie et de septicémie. De même que chez l’homme, l’animal doit être prédisposé, c’est-à-dire immunodéprimé, atteint d’infections urinaires ou de prostatites, possédant des anomalies congénitales de l’appareil urinaire, ou ayant subi un sondage urinaire ou une intervention chirurgicale parfois anciennes.

Les critères cliniques sont similaires à ceux décrits chez les humains (10).

23

III. INFECTION DU TRACTUS URINAIRE PAR CORYNEBACTERIUM UREALYTICUM CHEZ L’HOMME

Cette infection du tractus urinaire s’exprime chez l’homme par deux grandes

anomalies : la cystite incrustée (CI) à urines alcalines et la pyélite incrustée (PI). La cystite incrustée est décrite dès 1914 : « la CI se caractérise, en somme, au

point de vue fonctionnel, d’une part par les phénomènes habituels de cystites, d’autre part mais d’une façon inconstante, par l’élimination de débris incrustés, voire de véritable gravier ». Aujourd’hui, la CI et la PI sont caractérisées par une inflammation de la muqueuse et par une incrustation minérale de la vessie ou du haut appareil urinaire.

A. Facteurs de prédispositions

Ils sont les suivants (22, 11): - Sujets débilités, immunodéprimés - Manœuvres instrumentales ou sonde urinaire à demeure - Antécédents de troubles génito-urinaires (infections, lithiases) - Diabète sucré - Hospitalisation de longue durée - Anomalies congénitales du tractus urinaire

La manœuvre urologique représentant le plus grand facteur de risque de

contamination vésicale serait le drainage vésical prolongé selon GARCIA-BRAVO et al (16). Alors que la contamination du bassinet est favorisée par une cathétérisation urétérale prolongée, contamination ascendante selon GARCIA-BRAVO et al (16). Enfin la personne la plus prédisposée reste le receveur de greffe rénale. Il cumule plusieurs facteurs de risque : traitement immunosuppressif, manœuvre urologique et contamination possible du greffon ou du receveur pendant l’intervention chirurgicale (24).

Une prédominance pour le sexe masculin (ratio homme / femme = 55/45) existe mais n’est pas significative (22).

Les enfants sont également touchés par C. urealyticum et MERIA et al. (25) ont montré que les prédispositions étaient les mêmes que pour les adultes.

B. Symptômes

SORIANO et al. (37) montre dans son étude rétrospective que les symptômes apparaissent entre 5 et 36 mois après les manipulations urologiques. Tous les patients de cette étude avait une atteinte chronique du tractus urinaire mais SORIANO et al. ne tirent pas de conclusion générale quant à une nécessité de manipulations urologiques pour déclarer une CI.

24

Les symptômes principaux de la CI se résument par (22, 24):

- Une pollakiurie - Une dysurie - Une incontinence - Des brûlures urétérales - Des urgences mictionnelles - Un ténesme vésical - Une hématurie souvent macroscopique voire une pyurie - Une émission d’urines à l’odeur ammoniaquée - Des éliminations de déchets minéralisés

Un symptôme visible lors de l’examen clinique et assez évocateur d’une CI est la

calcification du méat urinaire externe. Une fièvre inconstante est remarquée sur 25 à 50% des patients. Un coma ainsi

qu’une hypotension sont décrits sur une femme de 70 ans par AUDARD et al. (2).

La CI se traduit par une incrustation dans la paroi vésicale de plaques calcifiées. Cette incrustation vésicale nécessite l’union de trois conditions (22) :

1. Une lésion vésicale préalable, - après une chirurgie trans-vésicale ou endoscopique - spontanée après une tumeur vésicale irradiée ou non - suite à une chimiothérapie par Mitomycine C - une cystite chronique chez un porteur de sonde à demeure

2. Une infection urinaire 3. Une urine alcaline (facteur obligatoire)

- Due aux bactéries productrices d’uréase (Proteus sp., Salmonella…) - Plus particulièrement C. urealyticum

La symptomatologie de la PI se base sur les mêmes signes cliniques que la CI

auxquels s’ajoutent une douleur lombaire, une fièvre plus constante et atteint majoritairement les patients immunodéprimés (70%).

C. Diagnostic différentiel

Les lésions calcifiées de la vessie évoquent en priorité la bilharziose et la tuberculose dans un contexte clinique évocateur. Néanmoins les calcifications sont dans l’épaisseur de la paroi vésicale et sont donc non visibles dans la lumière vésicale. De plus, l’urine est acide. Ces deux points diffèrent de la CI.

Un certain nombre de tumeurs, surtout carcinomateuses, se calcifie superficiellement après une évolution lente, pouvant aboutir à une nécrose de la tumeur et à une incrustation par les composants urinaires.

Une atteinte iatrogène par injections chimiques de formaldéhyde ou de cyclophosphamide peut provoquer des lésions similaires. Des instillations intravésicales de Mitomycine C peuvent provoquer également des calcifications ainsi qu’une perte de compliance vésicale (22, 24).

25

Enfin, des plaques de leucoplasie vésicale donnent les mêmes symptômes et des

images endoscopiques similaires à la CI. Cependant, une centrifugation des urines peut permettre de favoriser une hypothèse. Des débris nécrotiques sont évocateurs d’une CI alors que des cellules kératinisées sont évocatrices de leucoplasie.

D. Examens complémentaires et lésions

De nombreux examens sont disponibles et tous ne sont pas pratiqués systématiquement. Ils sont choisis en fonction du coût, des informations qu’ils peuvent apporter ainsi que de leur disponibilité.

1 Analyse d’urine Un pH supérieur à 8 ainsi qu’une hématurie associée à une pyurie sont des

signes très évocateurs d’une infection à germes producteurs d’uréase. Des cristaux de struvite sont très fréquemment associés à ses symptômes, ainsi qu’à une leucocyturie. Des bactéries sont parfois visibles dans un culot (26).

2 Examen bactériologique urinaire Cet examen est indispensable pour avoir un diagnostic de certitude. Néanmoins,

en routine, l’obtention d’une culture positive mettant en évidence C. urealyticum n’est pas aisée. Toutefois, si une discordance subsiste entre l’étude clinique, la présence d’urines pyuriques ou hématuriques et des urocultures négatives, le culot urinaire reste un élément déterminant (22).

Une numération bactérienne supérieure à 105 unité formant colonie (UFC)/ ml associée à la présence de leucocytes révèlera une infection de l’urine par C. urealyticum (24).

3 La polymerase chain reaction (PCR) La PCR est un examen, complémentaire à la microbiologie classique, intéressant

en cas de bactériogramme négatif, surtout lorsque de nombreux antibiotiques ont été utilisés préalablement.

4 Radiographie abdominale

a) Sans produit de contraste Elle reste informative sans produit de contraste pour la CI. Un liseré calcifié le

long de la paroi vésicale est évocateur d’une calcification. La figure 2, radiographie sans préparation, nous montre une calcification de la vessie.

26

Figure 2 : Radiographie sans préparation montrant une calcification de la vessie

Source : THOUMAS Denis et al. (42) Elle est plus intéressante mais plus délicate pour la PI. Une calcification épaisse

du bassinet ou associée à un calcul libre peut être confondue avec un calcul coralliforme. De plus, les calcifications du bassinet lors de PI peuvent être radiotransparentes. La sensibilité de la radiographie est faible lors de PI (19).

b) Urétrographie intraveineuse Le double intérêt de cette technique est une visualisation du haut appareil

urinaire ainsi que de la vessie. MASSON (22) décrit chez un patient un liseré soulignant le contour vésical et la

loge prostatique correspondant à un liseré calcifié, associé à une urétérohydronéphrose et une vessie piriforme aux contours déchiquetés.

5 Echographie abdominale Cet examen sensible pour le diagnostic d’une CI permet de mettre en évidence

un épaississement de la paroi vésicale associé à des calcifications de l’urothélium et non de la lumière du tractus urinaire. Une dilatation du haut appareil urinaire, uretères et bassinet, est possiblement visible. La figure 3 montre un épaississement pariétal et une visualisation des différentes couches vésicales.

Figure 3 : Echographie vésicale montrant un épaississement pariétal avec deux couches distinctes. La couche superficielle (flèche blanche) est échogène et correspond à l’incrustation de l’urothélium. La couche profonde (flèche noire) est hypoéchogène et correspond au détrusor. Source: THOUMAS Denis et al. (42)

27

La calcification du système pyélique est difficile à mettre en évidence et la

distinction entre incrustations et calculs coralliformes reste ardue du fait de la faible sensibilité de cet examen pour la distinction d’une anomalie du système pyélique. Ceci influe donc sur le délai diagnostic et sur la précocité d’installation du traitement (19). La figure 4 nous montre des images échographiques du rein et plus particulièrement des incrustations minérales pyéliques.

A B

Figure 4 : A : Coupe longitudinale échographique du rein gauche montrant des structures échogènes (flèches) dans le bassinet avec des cônes d’ombres associés, pouvant correspondre à des incrustations ou à des calculs.

B : Coupe sagittale du rein gauche montrant une dilatation pyélique avec une calcification superficielle de la paroi du bassinet. Source: THOUMAS Denis et al. (42)

6 Endoscopie vésicale Elle peut mettre en évidence des lésions de nécrose et de calcifications de la

paroi vésicale et il est ainsi possible de biopser en vue d’un examen histologique (22). Les calcifications visualisées varient en taille. Elles peuvent se limiter à un fragment mal délimité sur la muqueuse comme être de réelles plaques calcifiées épaisses enchâssées dans la paroi vésicale. De ceci, on visualise deux types de découvertes endoscopiques :

- Le type 1 correspond à une CI localisée avec des plaques bien délimitées - Le type 2 correspond à une CI diffuse, associée possiblement à une vessie de

petite capacité.

Les zones de prédilection des calcifications de la CI sont le trigone vésical, les uretères, le col vésical et les sites d’anciennes résections endoscopiques, zones entourées par une muqueuse rouge éclatant, oedémateuse et hémorragique (24). Ces régions œdémateuses masquent ainsi des éléments anatomiques comme les méats urinaires, cas décrit par MASSON (22).

La cystoscopie permet également un suivi des lésions vésicales suite au traitement.

L’endoscopie a peu d’intérêt pour la PI mais elle est décrite par MERIA et al (24). Ils réalisèrent un abord percutané du bassinet et découvrirent une consistance molle, analogue à de la glu, de certaines portions, des plaques de calcifications et des

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calculs coralliformes, ainsi que des adhérences intimes entre ces structures et le bassinet.

7 Examen histologique MASSON (22) remarque sur son prélèvement des lésions de nécrose ainsi

qu’une surcharge calcique diffuse plus ou moins nodulaire.

Trois couches distinctes sont visibles dans la vessie atteinte de CI : 1. la première couche, la plus superficielle, est composée d’un tissu nécrotique

contenant des zones de calcifications incrustées révélées par la coloration de von Kossa. La coloration von Kossa réagit avec les minéraux et les met en évidence. Ces calcifications deviennent de plus en plus nombreuses et compactes vers la surface.

2. la deuxième couche, couche intermédiaire séparant la couche superficielle de la couche saine, est inflammatoire, contenant ainsi de nombreux lymphocytes, polynucléaires et des colonies bactériennes. Entre les nombreux leucocytes et les bactéries, de nombreux vaisseaux thrombosés apparaissent. Ces découvertes expliqueraient ainsi le phénomène de nécrose associé à la calcification.

3. la troisième couche, la plus profonde, représente la couche saine.

La cystite est soit aiguë, soit chronique, soit une combinaison des deux (5).

On distingue également trois couches dans le rein atteint de PI, rein obtenu après exérèse ou perte de greffe (24):

1. la première couche est similaire à celle de la CI et la seule différence est un ensemble de microcalcifications.

2. la deuxième couche compte des granulomes contenant de nombreuses cellules. Des abcès parenchymenteux peuvent également être présents.

3. la troisième couche représente la couche saine.

8 Scanner Cet examen reste l’examen de choix pour sa sensibilité (cf. figure 5) et la

précocité de son diagnostic, en particulier pour le haut appareil urinaire donc pour la PI (22, 24, 42). Le scanner peut mettre en évidence des calcifications minces ou radiotransparentes à la radiographie (cf. figure 6, A et B). Il apporte une bonne visualisation de la muqueuse urothéliale et de sa calcification. Ces calcifications peuvent être fines et régulières ou épaisses et irrégulières. La mesure de l’épaississement de la paroi est possible.

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Figure 5 : Ce scanner sans préparation montre des calcifications minuscules de l’urothélium (flèches). Ces incrustations sont fines, régulières et superficielles. Source: THOUMAS Denis et al. (42)

A B

Figure 6 : A, Ccanner sans produit de contraste montrant une calcification épaisse (flèches) de la paroi urothéliale rénale

B, Radiographie abdominale après positionnement du tube de néphrostomie (flèche) ne montre aucune calcification alors qu’elles sont visibles au scanner (cf. A)

Source: THOUMAS Denis et al. (42)

Lors d’infections sévères, un bilan d’extension local recherchant des modifications périrénales et périurétérales, est apporté par les clichés obtenus par le scanner. L’injection de produits de contraste n’est pas nécessaire.

Ses meilleures indications restent :

- Le diagnostic de la PI et de la CI - le suivi du receveur de greffe rénale - le suivi des régressions des lésions calcifiées (cf. figure 7) - le choix du traitement le plus adapté en fonction des lésions

30

A B

Figure 7 : A, Scanner sans produit de contraste montrant une calcification épaisse du la paroi urothéliale rénale (flèches)

B, Scanner sans préparation après antibiothérapie et acidification locale par le tube de néphrostomie, révèle des calcifications résiduelles (flèches) Source: THOUMAS Denis et al. (42)

E. Diagnostic

Le délai écoulé entre la manœuvre urologique et le diagnostic peut atteindre jusqu’à 7 ans (42).

Le diagnostic est établi entre 4 jours et 6 mois, voire plus grâce au recueil précis des commémoratifs et de l’anamnèse.

Etant donnée la faible vitesse de croissance sur les milieux classiques utilisés

pour les examens bactériologiques des urines, cette bactérie et donc l’infection sont sous diagnostiquées. Il est ainsi nécessaire de la suspecter face à un tableau clinique évocateur associant plusieurs symptômes tels que des urines alcalines associées ou non à des cristaux de struvite, une leucocyturie et, ou une hématurie et des facteurs favorisants(10).

F. Complications Elles sont de nature différente et on retrouve :

- des lésions vésicales de calcifications majoritairement, modifiant la compliance de la vessie et entraînant ainsi une pollakiurie extrême par perte de réservoir. Des dépôts calciques peuvent aussi être retrouvés dans la paroi urétérale et pyélique entraînant ainsi une sténose urétérale. Des complications de dilatation pyélique et urétérale en découlent (8),

- une hyperammoniémie est relatée sur un enfant de 7 ans suite à une manœuvre sur le tractus urinaire. En effet, les germes producteurs d’uréase comme C. urealyticum peuvent provoquer des encéphalopathies hyperammoniémiques car ils augmentent la production et l’absorption de l’ammoniac. Cette hyperammoniémie entraîne une tumescence des astrocytes, un œdème cérébral et une augmentation de la pression intracrânienne. Ceci se traduisait par une baisse de vigilance, une léthargie, une hypotonie générale et des vomissements (15),

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- des sténoses urétérales ou pyélourétérales sont relatées par la littérature et constituent une des complications les plus graves du traitement conservateur. Elle est décrite majoritairement sur des patients greffés. Une intervention chirurgicale d’anastomose pyélopyélique ou de néphrostomie reste le traitement de choix (23),

- une anémie, - une insuffisance fonctionnelle rénale, - une bactériémie ou une septicémie. Celle-ci est avérée lorsque deux cultures

sanguines sont positives ou lorsque la culture sanguine correspond à l’uroculture (11).

G. Traitement

Le traitement associe 3 éléments indispensables (22, 24, 42) :

1. L’élimination des plaques calcifiées vésicales est indispensable car elles contiennent une haute concentration en bactéries et limitent l’efficacité in vivo des antibiotiques. Des techniques chirurgicales ou endoscopiques de grattage permettent une bonne élimination. L’ensemble des plaques est réséqué mais les interventions sont répétées pour obtenir de bons résultats. Par opposition, la résection transurétrale est difficile et risquée. Une injection de bleu de méthylène facilite la visualisation des abouchements urétéraux d’une vessie très oedémateuse.

L’élimination des plaques rénales est plus délicate et fait l’objet d’études. GARCIA-BRAVO et al. proposent une exploration chirurgicale et une pyélotomie pour le retrait du matériel incrusté alors que MERIA et al.(24) propose un traitement percutané par approche par le calice pour le traitement de la PI et des calculs coralliformes. Malheureusement, des difficultés pour fragmenter le calcul par ultrason furent rencontrées du fait de l’adhésion très forte du calcul à la paroi du bassinet. De plus, des interventions répétées sont nécessaires.

2. Le traitement anti-infectieux propose un nombre de molécules limité étant

donné l’étendue de l’antibiorésistance de cette bactérie. La vancomycine, la téicoplanine, la rifampicine et la norfloxacine reste des antibiotiques de première intention pour le traitement de la PI et CI. L’acide fusidique, à élimination biliaire, est simplement utilisé en cas de bactériémie ou de septicémie. Ce traitement antibiotique dure en moyenne deux semaines et dépend en grande partie de l’efficacité des traitements complémentaires. Sa durée est définie grâce à un suivi des urines relatant une élimination des bactéries et une absence de contamination fongique consécutive au traitement antibiotique et à la baisse du pH urinaire. Il doit être administré à long terme chez les patients greffés selon GARCIA-BRAVO et al (24).

3. L’acidification des urines et la lyse chimique ont pour ambition de prévenir la

précipitation de calcium et la saturation en sel de calcium dans des urines alcalines par solubilisation des ions calcium. Cette acidification est mise en

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place après l’instauration d’un traitement antibiotique adéquat. Elles préviennent également la formation d’ions ammonium et de carbonates (19). Le traitement le moins invasif reste le traitement oral. Il est recommandé et généralement suffisant lorsque des incrustations fines et non extensives sont visibles au scanner. L’acide acétohydroxamique, inhibiteur de l’uréase réservé à l’usage hospitalier, est efficace contre les uréases bactériennes, associant un pouvoir bactériostatique sur les bactéries à coloration de Gram négative et agissant en synergie avec les antibiotiques. Son activité anti-uréase est prouvée par SORIANO et al. (37). Grâce à l’ajout d’acide acétoxyhydroxamique, aucune activité ureasique n’apparaît après 24 heures alors qu’elle est présente normalement entre 30 et 60 minutes. Cependant, des effets secondaires ont été rapportés, comme des tremblements, des maux de tête et une anémie (5). Il est également tératogène et donc interdit chez les femmes enceintes et nécessite des adaptations précises sur un patient insuffisant rénal. Cet acide limite la formation et la croissance des calculs de struvite. Sa posologie est de 15mg/kg/j per os. Lorsque le traitement oral est insuffisant, il doit être complété par un traitement topique comme par exemple des instillations intravésicales ou pyéliques. Des solutions acides ont été proposées : l’acide phosphorique en solution à 1%, solution d’acide acétique à 0,5% ou solution d’acide citrique. La solution G de Suby associant acide citrique et oxyde de magnésium à pH 4, a été utilisée pendant plusieurs années dans le but d’avoir une action acidifiante et bactériostatique et de former des complexes de citrate de calcium. La solution acidifiante de Thomas C24 à pH 2, composée de gluconate de sodium, d’acide citrique et malique, lui est préférée maintenant. L’administration se fait par sonde de Folley pour la CI et par néphrostomie pour la PI. Une cathétérisation vésicale ou urétérale permet une acidification continue. L’irrigation rénale est recommandée lorsque des incrustations épaisses et extensives sont visibles au scanner. Elle doit être réalisée avec une pression intrapyélique inférieure à 25 cm d’eau et nécessite un suivi pour limiter la douleur et une diffusion dans le parenchyme. Elle peut être continue ou, discontinue, si le patient est algique. Le volume maximal distribué par jour est inférieur à 1 à 2 litres. Ces traitements locaux nécessitent un suivi médical, une prise en charge en soins intensifs ainsi qu’une indication très précise car ces acidifications surtout rénales restent mal tolérées. Le suivi de la dissolution est suivi grâce aux clichés obtenus par scanner.

La cystectomie et la dérivation vésicale, en cas de CI, représentent le dernier

recours des cas incurables de vessie hémorragiques ou de rétraction vésicale.

En cas de PI, l’irrigation locale par sonde de néphrostomie, placée facilement

grâce à la dilatation pyélique, reste le traitement de choix et le seul applicable en cas d’insuffisance rénale. Le retrait chirurgical ouvert de calculs lors d’uropathie obstructive est proposé alors qu’un retrait percutané semble être une bonne alternative.

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H. Prophylaxie

Elle est surtout valable pour les patients porteurs de sondes à demeure. Une attention particulière doit être apportée à la toilette périnéale et du méat urinaire, zones porteuses de germes pathogènes ou commensaux introduits lors du sondage. Cependant, cette prophylaxie a une limite puisque la contamination peut se faire par voie endoluminale ou le long de la surface externe du cathéter (22).

I. Pronostic

L’évolution à moyen terme reste favorable (22). Le pronostic s’améliore avec la précocité de la mise en place d’un traitement antibiotique et de traitements adjuvants adaptés (24).

Le suivi moyen selon MERIA et al. (25) est de 54 mois parmi les quatre enfants atteints étudiés. Le suivi de ces enfants doit être réalisé par scanner et par analyse bactérienne urinaire, répétés jusqu’à l’âge adulte car les récidives sont fréquentes.

La mortalité reste élevée de l’ordre de 30 à 50% lors de cas critiques.

34

35

DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE

36

37

I. MATERIELS ET METHODES

A. Sélection des dossiers

Quatorze dossiers ont été retenus parmi les dossiers de l’Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort entre 1996 et 2004. Ces dossiers concernent deux espèces : le chien et le chat.

La sélection a été faite sur plusieurs critères : - L’espèce : chien et chat - L’infection du tractus urinaire (ITU) - Le germe incriminé : Corynebacterium du groupe D2, Corynebacterium

urealyticum et Corynebacterium sp - La concentration de germe retrouvée dans les urines supérieure à 105CFU/ml - Le mode de prélèvement urinaire : la cystocentèse

L’isolement de C. urealyticum comme nous l’avons abordé précédemment est

difficile étant donné ces conditions de croissance spécifiques. Par conséquent, l’ensemble des critères ci-dessus ont permis d’exclure avec certitude le risque de contamination des urines par C. urealyticum. Une donnée supplémentaire permettant de confirmer cette affirmation, est une corrélation des symptômes exprimés par l’animal avec la symptomatologie décrite dans la littérature et provoquée par C. urealyticum.

B. Méthodologie

1 Examen des urines Les échantillons ont tous été obtenus par cystocentèse et en respectant les

mesure d’asepsie pour éviter toute contamination des malades et des prélèvements. L’analyse du caractère physico-chimique et du culot urinaire ont été réalisés soit

par un laboratoire interne à l’Ecole Vétérinaire d’Alfort, soit par l’intermédiaire des étudiants durant les consultations de jour, les consultations aux urgences ou l’hospitalisation des animaux.

Plusieurs critères sont identifiables pour l’analyse macroscopique des urines :

- La couleur - L’odeur : nauséabonde ou plus particulièrement d’odeur ammoniacale - La consistance

Les caractères suivant ont été retenus pour l’analyse urinaire : - La densité - Le pH - La leucocyturie - L’hématurie macroscopique ou microscopique - La présence de nitrites - La protéinurie

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- La glycosurie - La présence de cristaux ou de cylindres - La présence de cellules épithéliales

2 Milieux de culture utilisés et conditions de culture La numération de germe urinaire a été réalisée sur DGU (Biomérieux) utilisant

une gélose McConkey et une gélose CLED pour différencier les bactéries gram négatif des bactéries gram positif.

Les urocultures ont été réalisées au laboratoire de microbiologie de l’Ecole nationale vétérinaire d’Alfort. Le milieu utilisé en routine est une gélose nutritive ordinaire, milieu TCS (Tryptose-Caséine-Soja). C. urealyticum a été mis en évidence 13 fois sur ce milieu et la gélose columbia-sang a été utilisée seulement 3 fois. La température d’incubation est de 37°C et aucun enrichissement en CO2 n’est réalisé. La culture est conservée au moins 48 heures. En particulier lorsque la gélose CLED indique un fort virage alcalin du pH.

3 Identification de C. urealyticum Les colonies isolées sont identifiées par des galeries API Coryne.

C. Recueil des informations

Pour ces 14 animaux, nous avons recueilli des informations concernant : - l’âge, - le sexe, - les affections associées, - les antécédents de pathologie urinaire, - les explorations urologiques effectuées, - la présence d’une sonde vésicale, - l’utilisation d’antibiotique durant les mois précédant l’isolement du C.

urealyticum, - le traitement reçu, - l’évolution post-thérapeutique.

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II. RESULTATS

A. Animaux L’ensemble des données épidémiologiques est regroupé dans les tableaux 1 et 2. Parmi ces cas cliniques, 7 concernent des chiens dont 5 mâles et 2 femelles, et 7

chats mâles. Les chiens sont tous de races différentes avec un Cocker, un Briard, un Doberman, un Labrit, un Bouledogue Anglais, un Terre Neuve et un Teckel. Les chats sont de tous de race Européenne sauf un chat de race Norvégienne. Les chiens ont un âge compris entre 4 et 14 ans et les chats entre 3 et 11 ans.

Un seul chien est castré et une seule chienne est stérilisée. Les chats sont tous castrés sauf un.

Tableau 1: Caractéristiques des 7 chiens retenus

chien 1 chien 2 chien 3 chien 4 chien 5 chien 6 chien 7 espèce chien chien chien chien chien chien chien

race Labrit Terre Neuve Cocker Briard Doberman Bulldog Teckel

âge (années) 7 4 8 14 4 6 7,5

sexe mâle mâle mâle mâle mâle femelle femelle état de la

stérilisation castré entier entier entier entier entière stérilisée

Poids (kg) 12 57 15 45 44 21 8,5

Tableau 2 : Caractéristiques des 7 chats retenus

chat1 chat2 chat3 chat4 chat5 chat6 chat7 espèce chat chat chat chat chat chat chat race Européen Européen Européen Européen Européen Norvégien Européen âge

(années) 3 4 8 1 1,5 11 3

sexe mâle mâle mâle mâle mâle mâle mâle état de la

stérilisation entier castré castré castré castré castré castré

Poids (kg) 4,5 3,5 7,2 4 3,8 6,3 5,6

B. Antécédents pathologiques et facteurs de prédisposition à l’infection du tractus urinaire par C. urealyticum

Le tableau 3 nous informe sur les antécédents pathologiques, les atteintes de

l’appareil urinaire et les manœuvres urologiques réalisées. Tous les animaux ont eu une pathologie associée ou antérieure en rapport, ou non, avec l’infection du tractus urinaire par C. urealyticum. Chaque ligne du tableau sera détaillée pour comprendre la relation

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éventuelle entre les affections concomitantes, les atteintes urinaires et l’infection par C. urealyticum.

L’incontinence du chien 1 est apparue 7 mois avant le diagnostic de l’infection.

L’urétrostomie a été réalisée 4 mois avant le diagnostic, à cause de lithiase persistante et obstructive à struvite.

Le chien 2 a développé un syndrome dilatation-torsion de l’estomac, puis une déhiscence de la plaie de laparotomie. Une polydipsie était également décrite et explorée ce qui explique les sondages urinaires répétés.

Le chien 3 a montré des symptômes de cystite et les images échographiques ont été évocatrices d’une tumeur ou d’une image proliférative très échogène. Une cystotomie exploratrice a permis de biopsier la paroi vésicale pour réaliser une analyse histologique et un sondage urinaire a permis un rinçage vésical suite à la pyurie.

Le chien 4 comme le chien 7 n’ont subi aucune intervention sur le tractus urinaire. Leur atteinte essentielle réside dans une rétention urinaire d’origine neurogène. Cette atteinte est apparue suite à un accident de la voie publique pour le chien 4 et suite à une paralysie postérieure avec un motoneurone centrale sur les postérieurs. L’affection prostatique du chien 4 peut en plus réduire le débit d’émission d’urine voire provoquer une réelle anurie. Le chien 7 est incontinent et se souille, facilitant ainsi les contaminations ascendantes.

Le chien 5 a été opéré pour traiter un syndrome de Wobbler par une corpectomie C6-C7 et après cette chirurgie, une hématurie immédiate est décrite, associée à une incontinence le matin au réveil. Un sondage urinaire a été réalisé pour analyser l’urine.

La chienne 6 a de nombreux antécédents pathologiques sans aucun rapport avec l’infection à C. urealyticum. Elle a néanmoins subi une cystotomie pour extraire des calculs vésicaux. Suite à cette chirurgie, elle a été sondée.

Les chats ont tous été présentés pour une Affection du Bas Appareil Urinaire

(ABAU) obstructive. Ainsi, tous les chats ont subi un cathétérisme urétral avec pose d’une sonde urinaire à demeure.

Pour 5 d’entre eux, les récidives d’obstruction ont conduit les cliniciens à procéder à une urétrostomie périnéale.

Une sténose du méat urinaire a nécessité une réintervention sur le chat 2. Deux autres chats (6 et 7) ont subi une cystotomie pour exérèse des calculs.

Trois chiens et cinq chats ont subi des interventions sur le tractus urinaire avant la consultation au service d’urologie de l’école vétérinaire d’Alfort (ENVA).

Les chiens 1, 5 et 6 ont subi respectivement une urétrostomie, un cathétérisme urétral et une cystotomie dans des cliniques vétérinaires extérieures à l’école. Le chien 7 n’a pas subi de manipulations urologiques mais son incontinence durait depuis deux ans avant la consultation à l’ENVA.

Les cinq chats ont subi un sondage vésical.

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Tableau 3 : Antécédents pathologiques et facteurs prédisposant à l’infection de C. urealyticum

antécédents pathologiques atteintes de l'appareil urinaire manœuvre urologique

chien 1 incontinence urinaire

apparue 7 mois auparavant

chirurgicale : urétrostomie

chien 2 SDTE (a), déhiscence de plaie, bronchopneumonie, polydipsie sondage vésical répété

chien 3 sondage vésical, chirurgicale : cystotomie

chien 4 accident de la voie publique,

kyste paraprostatique ou hypertrophie prostatique

rétention urinaire

chien 5 syndrome de Wobbler, corpectomie C6-C7, incontinence le matin sondage vésical

chien 6

lactation de pseudogestation, inflammation des glandes

salivaires, syndrome respiratoire supérieure des

brachycéphales

chirurgicale : cystotomie, sondage urinaire

chien 7 MNC (b) postérieur avec paralysie postérieure,

incontinence, souillure urinaire, rétention

urinaire

chat 1 ABAU(c) obstructive sondage vésical

chat 2 ABAU(c) obstructive sondage vésical difficile,

chirurgicale : 2 urétrostomies périnéales

chat 3 ABAU(c) obstructive sondage vésical répété

chat 4 Chute de la fenêtre d’un immeuble ABAU(c) obstructive

sondage vésical, chirurgicale : urétrostomie

périnéale

chat 5 ABAU(c) obstructive sondage vésical,

chirurgicale : urétrostomie périnéale

chat 6 cystite chronique, ABAU(c) obstructive

sondage vésical, chirurgicale : urétrostomie

périnéale et cystotomie

chat 7 ABAU(c) obstructive, sondage vésical,

chirurgicale : urétrostomie périnéale, cystotomie

(a) SDTE : syndrome dilatation torsion de l’estomac (b) MNC : motoneurone central (c) ABAU : affection du bas appareil urinaire

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C. Infections du tractus urinaire précédant celle à C. urealyticum

Le tableau 4 nous montre que seulement 5 animaux ont été atteints par une ITU

avant celle par C. urealyticum. C. urealyticum a été isolé dès la première analyse sur les autres animaux.

Le chien 1 a été infecté par un germe uréasique mais le nom du germe est inconnu. Cependant, un délai de 122 jours s’est écoulé entre les deux infections.

Le chien 6 a présenté deux infections 45 jours et 17 jours avant l’ITU par C. urealyticum. Les germes concernés la première fois étaient E.Coli, Bacillus et Enterococcus puis Streptococcus non groupable, la deuxième fois. Le premier EBU regroupe trois germes et il existe une contamination probable du prélèvement.

Le chien 7 a été atteint par 3 ITU successives, d’abord par Proteus et Enterococccus sp puis par E.coli puis par E.faecalis respectivement 365j, 60 jours et 30 jours avant. Le délai entre la première contamination et celle par C. urealyticum est très long et par conséquent, un lien entre les deux évènements est très peu probable. Par opposition les deux autres infections se manifestent dans un délai assez court.

Le chat 4 a été infecté par Enterococcus puis par Corynebacterium.sp et Enterococcus Faecalis. Ce chat représente le seul animal où Corynebacterium n’a pas été retrouvé en culture pure. Le germe associé est Enterococcus faecalis.

Le chat 5 a développé des ITU suite aux infections par Staphylococcus intermedius puis par Klebsiella pneumoniae pneumoniae et Enterococcus faecalis respectivement 17 jours et 9 jours avant l’ITU à C. urealyticum.

Parmi les 9 ITU, 7 ITU sont diagnostiquées entre 9 jours de 60 jours avant l’infection par C. urealyticum et 5 ITU entre 9 jours et 30 jours. Tableau 4 : ITU par différents germes précédant l’ITU par C.urealyticum ITU précédant

celle à C. urealyticum

chien 1 chien 6 chien 7 chat 4 chat 5

germes concernés

germe uréasique

E.coli, Bacillus et

Enterococcus

Puis

Streptococcus non groupable

Proteus et Enterococccus

Puis

E.coli

Puis

E.faecalis

Enterococcus

Puis

Corynebacterium.sp et Enterococcus

faecalis

Staphylococcus intermedius

Puis

Klebsiella

pneumoniae pneumoniae et Enterococcus

faecalis temps écoulé entre les ITU par différents

germes et celle à C.

urealyticum(en jours)

122j avant

45j puis 17j avant

respectivement

365j puis 60j puis 30j avant respectivement

30j avant 17j puis 9j

avant respectivement

43

D. Antibiothérapie préalable

Tous les animaux ont été traités par des antibiotiques au cours des 12 mois précédant le diagnostic d’infection par C. urealyticum. Les antibiotiques utilisés sont : la marbofloxacine, l’ofloxacine, l’orbifloxacine, l’enrofloxacine, la céfalexine, l’amoxicilline et l’acide clavulanique, la sulfaméthoxypyridazine et le triméthoprime, la sulfadoxine et la gentamicine.

E. Caractéristiques cliniques

1 Symptômes généraux et examen clinique Une hyperthermie a été retrouvée chez 3 chiens et un chat, hyperthermie

comprise entre 39°C et 39,5°C. Par opposition, le chat 3 était en hypothermie, hypothermie atteignant 34,8°C avec une diminution sévère de son état général évoquant un choc septique. Ces animaux hyperthermiques étaient abattus. Deux chiens et 2 chats avaient une altération de l’état général sans hyperthermie. En plus de l’abattement, un chien exprimait des symptômes de polypnée et de tachycardie.

Deux chiens et deux chats étaient anorexiques. Un chien avait une sténose du méat urinaire suite à son urétrostomie et des

concrétions autour du périnée se formait chez un chat suite à la nécrose de sa plaie d’urétrostomie.

Des douleurs à la palpation caudale de l’abdomen et à la palpation de la vessie ont été retrouvées respectivement sur un chien et un chat. De plus, une vessie indurée a été palpée sur un chat sans globe vésical associé.

2 Symptômes urinaires Les symptômes retrouvés chez ces animaux étaient ceux observés chez les

animaux atteints de cystite, ils sont regroupés dans le tableau 5. Parmi ces symptômes, on a retrouvé une pollakiurie chez 5 chiens sur 7 (71%) et chez 6 chats sur 7 (86%), une dysurie chez 4 chiens (56%) et 4 chats (56%), une strangurie chez 3 chiens (42%) et 3 chats (42%). Ces symptômes étaient associés sur les mêmes animaux.

L’hématurie était le seul symptôme présent chez l’ensemble des individus. Elle était de nature différente selon les animaux. Une hématurie macroscopique était visible chez l’ensemble des individus avec, chez 3 chiens (42%) et 2 chats (28%) une émission de sang en nature. Elle était sévère chez 50% des animaux soit 7 sur 14.

Une pyurie a été observée sur 3 chiens (42%) et 2 chats (28%). Les urines étaient verdâtres chez un chien.

44

Tableau 5 : Symptomatologie des 14 animaux atteints par Corynebacterium urealyticum

chien chat total /14 URINAIRES Hématurie (a) 7/7 (100%) 7/7 (100%) 14 (100%)

dysurie 4/7 (56%) 4/7 (56%) 8 (57%) pollakiurie 5/7 (71%) 6/7 (86%)° 11 (79%) strangurie 3/7 (42%) 3/7 (42%) 6 (43%)

pyurie 3/7 (42%) 2/7 (28%) 5 (36%)

GENERAUX abattement 5/7 (71%) 3/7 (42%) 8 (57%) polypnée 1/7 (14%) 0/7 (0%) 1 (7%)

tachycardie 2/7 (28%) 0/7 (0%) 2 (14%)

anorexie 2/7 (28%) 2/7 (28%) 4 (29%)

température 3/7 (42%) hyperthermies

1/7 (14%) hyperthermie et

1/7 (14%) hypothermie

SYM

PTO

ME

S

atteinte du méat urinaire

sténose du méat urinaire (14%)

concrétion autour du périnée (14%)

(a) hématurie macroscopique

F. Examen macroscopique des urines

Parmi tous les échantillons d’urines, l’un contenait de la fibrine en flammèche caractérisant alors un processus inflammatoire. Pour deux animaux, les urines étaient très foncées.

Trois échantillons avaient une odeur différente de la normale, deux étaient nauséabonds et un possédait l’odeur d’ammoniac, odeur caractéristique d’une infection à germes uréasiques.

Trois chiens émettaient des urines visqueuses dont deux contenaient des « glaires ».

G. Echantillons d’urines et examen microscopique des urines

Les informations concernant les analyses urinaires sont regroupées dans le

tableau 6 (cf. infra). Un chien et un chat ayant eu aucun examen urinaire, les données ont été recueillies sur 12 animaux, 6 chiens et 6 chats. De plus, l’examen de bandelette urinaire a donné des résultats inexploitables sur un chien (urines très foncées) et l’urine d’un chat n’a pas été centrifugée pour réaliser l’analyse du culot urinaire.

45

Tableau 6: Analyse des échantillons d’urine

total chien Chat bandelette urinaire

pH (moyenne) 8,4 8,6 [7,5 - 9] 8,3 [6 - 9] pH alcalin 11/12 (92%) 6/6 (100%) 5/6 (83%)

nitrites 3/11 (27%° 1/5 (20%) 2/6 (33%) sang 11/11 (100%) 5/5 (100%) 6/6 (100%)

glucose 1/11 (9%) 0/5 (0%) 1/6 (17%) protéines 10/11 (91%) 4/5 (80%) 6/6 (100%)

culot urinaire cylindres 4/12 (33%) 1/6 (17%) 3/5 (60%)

cristaux 11/11 (100%)6/6 (100%) dont 6

PAM et 3 oxalates de Calcium associés

5/5 (100%) dont 5 PAM

globules rouges 9/11 (82%) 4/6 (67%) 5/5 (100%)

Cylindres de globules rouges 1/11 (9%) 1/6 (17%) 0/5 (0%)

globules blancs 9/11 (82%) 4/6 (67%) 5/5 (100%) cellules épithéliales 9/11 (82%) 4/6 (67%) 5/5 (100%)

PAM : cristaux de phosphate ammoniaco magnésien

1 Caractère phisico-chimique des urines Les urines sont alcalines chez les deux espèces avec un pH moyen de 8,6 chez le

chien et 8,3 chez le chat. La moyenne du pH urinaire des chats est plus basse car un individu avait un pH urinaire acide, égal à 6, ce qui explique le plus fort écart type dans cette espèce. Néanmoins, ce chat est le seul animal à posséder un pH urinaire acide et les autres échantillons étaient tous supérieurs à 7,5.

Une leucocyturie (≥5 leucocytes par champ à fort grossissement) et une hématurie microscopique (≥5 globules rouges par champ à fort grossissement) ont été retrouvées sur l’ensemble des échantillons testés et une protéinurie a été mise en évidence sur 10 échantillons parmi 11 (91%).

Une nitriturie est mise en évidence sur trois échantillons d’urine, un de chien et deux de chat, et une glycosurie sur un seul. La nitriturie est en rapport avec la présence de bactéries.

2 Examen du culot urinaire Des cylindres ont été retrouvés sur un chien et 3 chats mais la nature de ces

cylindres reste inconnue. Des cellules épithéliales sont présentes sur l’ensemble des échantillons d’urines

testés chez le chat et retrouvés sur 4 échantillons sur 6 chez les chiens (67%). Elles traduisent un processus inflammatoire du tractus urinaire.

L’ensemble des échantillons contenait des cristaux de struvite. Les cristaux retrouvés sont représentés sur la figure 8. Sur 3 chiens, des cristaux d’oxalate de calcium étaient associés à ceux de struvite.

46

Figure 8 : Cristaux de Phosphate Ammoniaco Magnésien

Source : service de Médecine de l’Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort.

H. Analyse sanguine

1 Paramètres biochimiques Les valeurs d’urémie et de créatininémie ont été mesurées au moment du

diagnostic bactériologique de C. urealyticum. Les valeurs d’urémie ont été obtenues pour 6 chiens et les valeurs de

créatininémie pour 5 chiens. La moyenne de l’urémie est de 0,3 g/l [0,17-1,82]. La moyenne de la créatininémie est de 10,0 mg/l [8-29].

Les valeurs d’urémie ont été obtenues pour 5 chats et les valeurs de

créatininémie pour 6 chats. La moyenne d’urémie est de 0,67 g/l [0,39-4]. La moyenne de créatininémie est de 14,6 mg/l [10-80].

Une insuffisance rénale aiguë post-rénale a été observée chez tous les chats suite à leur obstruction urinaire. Elle a été levée chez tous les chats mais les valeurs d’urée et de créatinine ne sont pas revenues à leur valeur normale chez quatre chats. Un chat était toujours en insuffisance rénale aiguë post-rénale suite à la sténose de sa plaie d’urétrostomie. Un autre a retrouvé des valeurs subnormales. Les deux derniers ont des valeurs d’urémie et de créatininémie augmentées suite à l’ITU par C. urealyticum. Cette situation est également retrouvée chez trois chiens.

Un chien et deux chats sont également en acidose modérée à sévère. Un chien et

un chat sont en hyperkaliémie (sévère chez le chien), respectivement de 7,3 et 5,8 mmol/l. Les normes sont comprises entre 3,8 et 5,2 mmol/l chez le chien et 3 et 4,5 mmol/l chez le chat.

Un chat avait également une hypoprotéinémie égale à 44g/l (normes comprises entre 65 et 75 g/l) et une hyperammoniémie 74 µmol/l (valeur normale < 60 µmol/l). Un abattement très sévère avec décubitus latéral, une hypothermie persistante et sévère, des

47

muqueuses pâles et une anorexie étaient associés à ces deux anomalies biochimiques. Cet état était évocateur d’un choc septique.

2 Numération formule sanguine (NFS) Une NFS a été réalisée sur seulement quatre animaux, trois chiens et un chat.

Les trois chiens développent tous une leucocytose par neutrophilie dont deux sont régénératives. La moyenne du dénombrement des leucocytes est de 29,8 x 109

leucocytes/L [comprise entre 25 et 33,3 x 109 leucocytes/L] alors que les normes sont comprises entre 6 et 17 x 109 leucocytes/L. La moyenne de la concentration des neutrophiles chez les chiens est de 26 [comprise entre 19,8 et 30,3 x 109 granulocytes/L] (normes comprises entre 3 et 11,8 x 109 neutrophiles/L) et chez le chat de 11,8 x 109

neutrophiles/L (normes comprises entre 5,2 et 11,5 x 109 neutrophiles/L).

I. Imagerie

1 Radiographie abdominale Elle a été pratiquée sur 5 animaux. Deux calculs vésicaux triangulaires ont été

retrouvés sur un chien. Les deux autres examens, y compris une urétrographie rétrograde, n’ont révélé aucune anomalie.

2 Echographie abdominale Cet examen a été pratiqué sur 6 chiens et 5 chats. De plus, un suivi

échographique a été pratiqué lorsqu’il était nécessaire et accepté par le propriétaire. Les anomalies constatées sont :

- un épaississement pariétal vésical chez 4 chiens et 2 chats. Chez deux autres chats, la taille de l’épaississement atteignait 2,5 à 3 mm. Chez ces 6 premiers animaux, l’épaississement est supérieur à 6 mm avec une moyenne de 9,5 mm et un écart-type de 2,8. Cette image caractérise une cystite qui est qualifiée de grave chez plusieurs chiens.

- une paroi irrégulière chez 5 chiens et 2 chats. On visualise des images des brides hyperéchogènes, des images de prolifération tissulaire et des décollements de paroi.

- des caillots vésicaux chez deux chiens et un caillot urétral obstructif chez un autre chien. Un chat avait des cristaux et des calculs urétraux. Chez ces deux derniers animaux, un épaississement pariétal urétral est mis en évidence évoquant une urétrite.

- des calculs vésicaux sont présents chez 3 chiens et 4 chats et une cristallurie chez 3 chiens et 2 chats.

- une inflammation du tissu adipeux périvésical chez le chat 1 et une accumulation de liquide traduisant une péritonite suite à une fuite urinaire très probable.

- une ligne hyperéchogène dans la paroi vésicale traduit la présence d’une incrustation minérale ou cystite incrustée chez 6 chiens et 2 chats.

Le suivi échographique réalisé sur un chien montre sur la figure 9A une atteinte

vésicale caractéristique d’une cystite incrustée alors que la seconde, figure 9B, évoque une guérison après le traitement.

48

La première (figure 9 A) montre une vessie épaissie avec un contour muqueux

très irrégulier ainsi que de nombreux calculs enchâssés dans la muqueuse. Ces images sont caractéristiques d’une cystite incrustée chez les carnivores domestiques et ces images, en accord avec la symptomatologie peuvent fortement conduire au diagnostic.

La deuxième image échographique (figure 9B) montre une récupération totale de

la paroi vésicale avec disparition des lésions et sans séquelles résiduelles.

9A 9B

Figure 9 : 9A Image échographique caractéristique d'une cystite incrustée à Corynebacterium urealyticum : paroi épaissie (6mm) avec un contour muqueux très irrégulier et des incrustations minéralisées de la paroi vésicale. La lumière vésicale contient de très nombreux calculs.

9B : Image échographique obtenue sur le même animal que l'image précédente, après la guérison de la cystite incrustée. Source : service d’imagerie de l’Ecole nationale Vétérinaire d’Alfort

J. Aspects macroscopiques du tractus urinaire Cet aspect macroscopique du tractus urinaire est visible au cours des chirurgies

par laparotomie et plus particulièrement au cours des cystotomies. Le chien 3 avait une cystite ulcéro-nécrosante associée à deux méga-uretères. Le chien 6 avait une paroi vésicale très épaissie de couleur lie de vin, avec de

très nombreux replis, et des calculs de toutes tailles. Le chat 6 avait un placard nécrotique sur le tiers de sa surface. Le chat 7 a subi une cystotomie sur calculs mais aucune anomalie de la paroi

vésicale n’est remarquée pendant cette chirurgie.

K. Analyse histologique

Ces analyses histologiques ont été réalisées sur des tissus vésicaux réalisés prélevés pendant les cystotomies.

49

Chez le chien, la cystite est ulcéro-nécrotique, profonde, très sévère et extensive. Chez le chat, la lésion observée est une cystite nécrosante sévère (diphtéroïde)

chronique.

L. Composition des calculs

L’analyse a été réalisée sur les calculs de grande taille obtenus suite à la cystotomie. Ces calculs, obtenus chez un chien et deux chats, ont été analysés. L’aspect macroscopique des calculs est visualisable sur la figure 10.

Figure 10 : Calcul de struvite extrait du chien 3 présentant une infection à

Corynebacterium urealyticum Source : service de Médecine de l’Ecole nationale Vétérinaire d’Alfort

Cette analyse révèle une composition similaire chez les trois animaux, résultats

fournis par le tableau 7. 90% du calcul contient du phosphate-ammoniaco-magnésien. Les 10% restants sont composés soit :

- De 10% de protéines - De 5% de protéines et 5% de carbapatite

Tableau 7 : Composition des calculs

chien 6 chat 6 chat 7

composition des calculs

90% PAM, 10% protéines

90% struvite, 5% carbapatite, 5% protéines

90% PAM héxahydrate, 5% carbapatite, 5% protéines

PAM : phosphate-ammoniaco-magnésien

50

M. Délai écoulé entre les manipulations urologiques et les symptômes

On considère uniquement les manipulations pouvant entraîner une cystite par C.

urealyticum. Les premiers symptômes considérés sont une hématurie non liée à une obstruction urinaire. Le délai écoulé entre les manipulations urologiques et les symptômes a pu être calculé pour 10 animaux.

La moyenne est de 24 jours avec une variation de 30 jours. Cet écart est très important du fait de la disparité des valeurs. Certains ont exprimé des symptômes très rapidement en 3 jours et d’autres ont attendu 92 jours. Néanmoins, 8 animaux sur 10 (80%) ont déclaré des symptômes en moins de 29 jours.

Le tableau 8 et la figure 11 nous montrent que la majorité des animaux déclare la

maladie assez rapidement, en moins de 30 jours et quelques animaux la déclarent tardivement. Entre ces deux lots, aucun animal ne déclare la maladie.

Tableau 8 : Délai écoulé entre les manipulations urologiques et l'apparition des symptômes

Délai écoulé entre les

manipulations urologiques et l'apparition des symptômes (en

jours)

0 à 5

6 à 10

10 à 15

16 à 20

21 à 25

26 à 30

31 à 35

36 à 40

41 à 45

50 et +

Nombre d’animaux concernés

4 1 1 0 2 0 0 0 0 2

Délai écoulé entre les manipulations urologiques et l'apparition des symptômes

0

1

2

3

4

0 à 5 6 à 10 10 à 15 16 à 20 21 à 25 26 à 30 31 à 35 36 à 40 41 à 45 50 et +temps en jours

nom

bre

de c

as

Figure 11 : Délai écoulé entre les manipulations urologiques et les symptômes

51

N. Délai écoulé entre les symptômes et le diagnostic Le diagnostic est considéré comme certain lorsque l’EBU révèle la présence de

C. urealyticum à plus de 105 CFU/ml. Le délai entre les symptômes et le diagnostic a pu être calculé sur 11 animaux.

La moyenne est de 46 jours avec un écart de 52 jours. Le diagnostic est confirmé entre 2 et 160 jours après l’expression des premiers symptômes. Néanmoins, l’infection par C. urealyticum a été diagnostiquée en moins de 26 jours sur 7 animaux parmi 11 (64%).

Le tableau 9 et la figure 12 nous montrent que le diagnostic est précoce chez 6

animaux sur 11 (55%) et qu’il est tardif chez 5 animaux sur 11 (45%).

Tableau 9 : délai écoulé entre les symptômes et le diagnostic Délai écoulé

entre les symptômes et le diagnostic

(en jours)

0 à 5

6 à 10

10 à 15

16 à 20

21 à 25

26 à 30

31 à 35

36 à 40

41 à 45

50 et +

Nombre d’animaux concernés

2 2 1 1 1 0 0 0 0 5

Délai écoulé entre les symptômes et le diagnostic

0

1

2

3

4

5

6

0 à 5 6 à 10 10 à 15 16 à 20 21 à 25 26 à 30 31 à 35 36 à 40 41 à 45 50 et +temps en jours

nom

bre

de c

as

Figure 12 : Délai écoulé entre l’apparition des symptômes et le diagnostic.

O. Résultats d’EBU

Les résultats d’EBU obtenus sont compilés dans les annexes 1 à 33. Des EBU négatifs ont été obtenus à l’extérieur de l’école vétérinaire d’Alfort sur quatre chiens. Un chien et 6 chats ont subi des interventions sur le tractus urinaire en dehors de l’école

52

vétérinaire d’Alfort durant les mois précédant l’ITU à C. urealyticum. Ils exprimaient des symptômes mais aucun EBU n’a été réalisé.

1 Bactérie isolée Toutes les cultures dénombraient au moins 105 CFU/ml. La bactérie est ensuite identifiée par galerie API Coryne. C. urealyticum, comprenant C. urealyticum et Corynebacterium du groupe D2, a

été isolé 9 fois et Corynebacterium sp. a été isolé 6 fois. Ils ont été isolés en culture pure pour 14 des 15 EBU. En effet, Corynebacterium sp a été isolé une fois avec Enterococcus faecalis.

2 Prévalence de l’infection La prévalence de l’infection est de 0,96% (4 cas d’infection par C. urealyticum

sur 418 urocultures) en 2002 et de 0,41% (2 cas d’infection par C. urealyticum sur 478 urocultures).

3 Antibiogramme Tout d’abord, la sensibilité de Corynebacterium sp est similaire à celle de C.

urealyticum. En effet, ils sont résistants aux mêmes antibiotiques comme les β-lactamines. Ils ont des résistances partielles ou inexistantes envers la tétracycline, la polymyxine B, l’érythromycine ou la rifampicine.

Trois germes sont sensibles et trois autres sont sensibles-résistants à la

polymixine B. Deux germes étaient sensibles à leur première mise en évidence, alors qu’au deuxième EBU, C. urealyticum était devenu sensible-résistant.

Sept germes sont sensibles à la tétracycline, c’est-à-dire la moitié des isolats. Un germe n’était sensible qu’à la tétracycline.

Quatre isolats sont sensibles à la rifampicine et quatre sont intermédiaires. Un isolat était sensible au premier EBU et résistant au second. Un autre isolat était intermédiaire à cet antibiotique et présente une résistance à toutes les autres molécules testées.

Un germe avait une sensibilité intermédiaire-sensible à la virginiamycine, appartenant à la famille des macrolides, et était résistant à tous les autres antibiotiques. Une sensibilité intermédiaire-sensible à la gentamicine est retrouvée chez un germe. Tous les autres aminosides testés se montrent inefficaces sur ce germe et sur tous les autres échantillons. Deux germes sont sensibles à l’érythromycine et une sensibilité intermédiaire est présente chez un troisième germe. Les autres macrolides comme la lincomycine ou la clindamycine ne sont pas testés. C. urealyticum isolé sur le chat 7 est sensible à l’ampicilline, l’amoxicilline associé à l’acide clavulanique et possède une sensibilité intermédiaire envers la pénicilline. Sa sensibilité est intermédiaire-résistant pour la céfalexine. Tous les autres germes sont résistants aux β-lactamines. L’ensemble des échantillons est résistant aux quinolones. Les antibiotiques testés en routine sont la marbofloxacine et la ciprofloxacine. Les glycopeptides ne sont pas testés car ce sont des antibiotiques réservés à l’usage hospitalier et par conséquent non utilisé en médecine vétérinaire.

53

Le tableau 10 ci-après fait une synthèse de l’antibiosensibilité des germes isolés. Une résistance

Tableau 10 : Synthèse de l’antibiosensibilité des différents germes isolés

Sensible Sensible-Résistant

Intermédiaire-Sensible Intermédiaire Intermédiaire-

Résistant Résistant

polymixine B 3 3 5 tétracycline 7 7 rifampicine 4 4 4

virginiamycine 1 gentamicine 1

érythromycine 2 1 ampicilline 1 13

amoxicilline + acide

clavulanique

1

13

pénicilline 1 13 cefalexine 1 13

P. Traitement et suivi

Dès que C. urealyticum a été mis en évidence, le traitement antibiotique a été adapté à l’antibiogramme.

Deux chats (chats 5 et 7) ont été traités avec de l’amoxicilline et acide clavulanique (17,8 et 26,4 mg/kg en 2 prises quotidiennes (PQ)). La guérison a été confirmée par un EBU négatif chez ces deux animaux.

Deux chats (chats 2 et 6) ont été traités avec de la marbofloxacine en première intention (3mg/kg/j en 1 PQ). Ces deux chats n’ont pas pu être suivis ensuite pour mieux adapter l’antibiothérapie à la sensibilité du germe.

Le chat 4 a été traité avec de la doxycycline (10mg/kg en 1 PQ). Ce chat n’exprime aucun symptôme à la fin du traitement.

Le chat 1 a été traité avec de la tétracycline (13,3mg/kg/j en 1 PQ) pendant 4 jours mais il est mort le cinquième jour.

Aucun traitement adéquat n’a pu être mis en place sur le dernier chat (chat 3) puisqu’il est décédé avant que l’analyse bactériologique soit terminée.

Quatre chiens (chiens 2, 3, 6 et 7) ont été traités avec de la tétracycline (10mg/kg

en 1 PQ). Trois ont eu une amélioration clinique avec disparition des symptômes et confirmés par un examen bactériologique négatif. Le traitement du quatrième chien a été poursuivi avec de la doxycycline (13,3mg/kg en 1 PQ) mais le suivi a été ensuite impossible.

Le chien 4 était infecté par un germe sensible-intermédiaire à la staphomycine. Un traitement à base de céfalexine (30mg/kg en 2 PQ) a été instauré puis modifié. Malheureusement, le suivi a été impossible.

Le chien 5 a été traité à l’érythroline (34 mg/kg en 2 PQ). Ce chien est décédé ensuite des suites de son infection et de sa chirurgie.

54

Associée au traitement antibiotique, une alimentation acidifiante est ajoutée afin de favoriser la dissolution des struvites. Quatre chiens et un chat ont été nourris avec du s/d® de Hill’s. Deux chats ont été alimentés avec du c/d® de Hill’s. Un chat et un chien ont été alimentés avec du Urinary® de Waltham. Ce dernier a en plus été traité par de l’acide phosphorique (Phosophorme®) à la posologie de 10 gouttes mélangées dans 10 ml matin et soir.

Une guérison a été obtenue sur 3 chiens et 5 chats, le traitement antibiotique

étant adapté aux résultats de l’antibiogramme. Mais 3 chiens et 2 chats sont décédés. Un chien s’est révélé indemne de C. urealyticum à la suite du traitement antibiotique mais a fait des infections urinaires à répétition jusqu’à sa mort.

Q. ITU causée par d’autres germes après C. urealyticum

Chez deux chiens et cinq chats, des EBU négatifs ont confirmé d’une part l’éradication de l’infection à C. urealyticum et d’autre part l’absence de recolonisation de la vessie par d’autres germes.

Le chien 6 a été infecté ensuite par E.coli et Proteus mirabilis. Le chien 7 a subi ultérieurement de très nombreuses infections (E.coli, Proteus

mirabilis, Enterococcus faecalis). Le chat 4 a été infecté par Entérococcus faecalis.

55

III. DISCUSSION

C. urealyticum fait partie des organismes commensaux de la flore cutanée de

l’homme. Néanmoins chez les carnivores domestiques, la source reste inconnue. Chez le chat, C. urealyticum a pu être mis en évidence dans le tractus génital des chats et ferait partie de la flore normale (3).

La prévalence d’infection par C. urealyticum de notre étude reste faible et

inférieure à l’étude de RYAN et al (33) qui trouve un taux d’infection de l’ordre de 1% en médecine humaine.

Les facteurs prédisposant au développement de C. urealyticum décrits chez

l’homme sont également valables chez les carnivores domestiques. En effet, tous les cas de notre étude ont subi soit une intervention chirurgicale, comme une cystotomie et une urétrostomie, soit un sondage vésical, soit atteint d’un dysfonctionnement neurologique empêchant une miction normale. Il semble que la cathétérisation vésicale soit un facteur prédisposant majeur pour la colonisation du tractus urinaire. ELAD et al. (9), SUAREZ et al. (4), GOMEZ et al. (18), KRAMER et al. (21), et BAILIFF et al. (3), arrivent également aux mêmes conclusions. KRAMER et al. (21), évoquent la possibilité que la vidange vésicale par taxis soit un facteur prédisposant. Dans notre étude, ce critère n’a pas été pris en considération.

Pour ce qui concerne les chats, l’ensemble des chats concernés par l’étude de KRAMER et al.(21) ont été atteint d’une attente obstructive du bas appareil urinaire comme dans la notre.

La correction médicale ou chirurgicale de ces facteurs de prédisposition est essentielle pour obtenir une guérison. Cependant, chez plusieurs animaux, il est impossible d’obtenir une récupération totale : il s’agit en particulier des animaux avec une atteinte neurologique. Le pronostic devient réservé alors qu’il reste bon si les corrections sont réalisables.

Il faut également considéré l’utilisation d’antibiotiques comme un facteur prédisposant majeur. Tous les cas de notre étude ont été traités au cours des 12 mois précédant l’ITU à C. urealyticum. KRAMER et al.(21) décrivent également une antibiothérapie sur l’ensemble de leur 10 cas.

Dans notre étude, le nombre de mâle est dominant avec 5 chiens et 7 chats. Le

lien entre le sexe et l’infection est plus évident dans l’espèce féline car les affections du bas appareil urinaire atteignent principalement les chats mâles. En ce qui concerne les chiens, il est plus difficile de conclure sur cette disproportion. Une seule affection était spécifique du sexe, il s’agissait du kyste paraprostatique du chien 4. Les autres chiens ont des affections pouvant atteindre les deux sexes. Une raison pratique, parfois envisageable, est que le sondage urinaire est plus fréquent chez le mâle en raison de sa facilité.

Une hyperthermie est décrite entre 25 et 50% chez l’homme. Notre étude

recense 4 cas d’hyperthermie sur 14, soit 29%. Seuls deux cas d’hyperthermie sont décrits par SUAREZ et al.(41) et ELAD et al(9). La calcification du méat urinaire

56

externe retrouvé chez un chat est un symptôme très évocateur d’une infection à C. urealyticum chez l’homme. L’hématurie macroscopique retrouvée chez tous les animaux et la pyurie (chez 36% des animaux) sont deux symptômes évocateurs en médecine vétérinaire comme en médecine humaine. L’odeur ammoniacale des urines ainsi que l’émission de particules calcifiées macroscopiques dans les urines sont rares mais pathognomoniques d’une cystite à germes uréasiques. L’odeur ammoniacale des urines n’a été retrouvée que chez un chien.

L’analyse urinaire doit évaluer 3 critères essentiels : le pH, la leucocyturie, la présence de cristaux de PAM. 100% des animaux présentent ces anomalies sauf un chat ayant des urines acides (pH= 6,5). Les autres études mettent en évidence un pH alcalin mais l’ensemble des cas ne regroupe pas les 3 critères cités ci-dessus.

Comme le décrivent BAILIFF et al. (3), d’autres germes uréasiques, comme Proteus mirabilis et Staphylococcus spp, sont des agents plus fréquents de cystite avec des caractéristiques urinaires similaires. La suspicion de C. urealyticum comme agent est le fait de la persistance des symptômes et des anomalies urinaires malgré une antibiothérapie. De plus, un pH souvent très basique supérieur à 8 et atteignant souvent 9 est un symptôme évoquant une infection par C. urealyticum.

L’analyse biochimique révèle une hyperammoniémie chez un chat, complication

retrouvée chez un enfant de 7 ans (15). Ce chat présentait des symptômes similaires à ceux décrits en médecine humaine comme une baisse de vigilance et une léthargie. Ces symptômes sont dus à l’augmentation de l’ammoniémie entraînant une encéphalopathie.

La numération formule a été réalisée sur seulement 4 animaux. Malgré ce faible nombre d’analyse, tous les animaux développent une leucocytose par neutrophilie. Il aurait été intéressant de réaliser une culture bactérienne sanguine pour les cas les plus graves pour mettre en évidence une éventuelle bactériémie comme le sous-entend ELAD et al (9).

Le spectre de résistance est similaire à ceux décrits par DE BRIEL et al. (7),

ELAD et al. (9), GOMEZ et al. (18), KRAMER et al (21). Une résistance marquée envers les pénicillines sauf pour un germe de notre étude, une résistance relative envers les tétracyclines, la rifampicine et les quinolones. En médecine vétérinaire, l’emploi de la rifampicine est déconseillé car il s’agit d’un antituberculeux. Il en est de même pour les glycopeptides. Néanmoins, il aurait été intéressant de les tester en laboratoire pour évaluer le spectre de résistance. De plus, SUAREZ et al.(41) et ELAD et al.(9) ont utilisé des glycopeptides, et GOMEZ et al (18).ont utilisé de la rifampicine. Ces auteurs obtiennent une guérison des animaux traités. Chez quatre animaux, le germe n’était sensible qu’à la rifampicine ce qui débouchait sur une impasse thérapeutique. Ils ont été traités par un antibiotique large spectre pour éviter les surinfections en attente des résultats d’EBU. Ensuite le traitement a été poursuivi sans malheureusement de suivi possible.

La radiographie ne nous a apporté aucun renseignement sur l’état de la

muqueuse vésicale. A l’opposé, BAILIFF et al. (3) ont mis en évidence une minéralisation de la paroi vésicale et KRAMER et al. (21) ont également identifié une calcification vésicale marquée. Cet examen ne met en évidence que les cas les plus sévères et est peu sensible.

L’échographie est plus sensible et reste un examen indispensable en médecine vétérinaire. En médecine humaine, elle a été supplantée par la cystoscopie et le scanner.

57

La cystoscopie est utilisable en médecine vétérinaire et BAILIFF et al. (21) l’utilise sur 3 animaux. Aucun de nos animaux n’a pu être suivi par cet examen.

L’échographie nous a permis d’identifier 8 cystites incrustées. Cette minéralisation vésicale associée à des cristaux de struvite n’est pas spécifique d’une infection par C. urealyticum mais cette infection doit être évoquée lors de cystite incrustée. Le diagnostic d’atteinte vésicale suite à une infection par C. urealyticum a ensuite été confirmé par un EBU. Les images échographiques obtenues sont variables dans leur échotexture et leur forme. BAILIFF et al. (21) décrivent des images de « sédiments le long de la paroi qui ne tombe pas quand l’animal est retourné ».

En médecine humaine, le scanner permet de réaliser un suivi, examen trop onéreux pour la médecine vétérinaire, et supplanté par l’échographie. Ce suivi permet de statuer sur la poursuite ou l’arrêt du traitement ainsi que son efficacité.

Le mode de culture s’éloigne des recommandations puisque la gélose au sang

n’a été utilisée que 3 fois et le milieu TCS 13 fois. L’enrichissement en CO2 est discutable en vue du type respiratoire de cette bactérie. L’enrichissement du milieu en antibiotique, recommandé par DE BRIEL et al. (7), n’est pas appliqué. Le milieu sélectif, en vue du faible nombre de cas par an, est peu conseillé en routine. BAILIFF et al. (3) recommandent alors en cas de suspicion clinique (urines alcalines, cristaux de PAM, leucocyturie) de conserver le milieu de culture plus de 48 heures pour identifier C. urealyticum. Le service de bactériologie en est arrivé aux mêmes conclusions et conserve les milieux de culture plus de 48 heures. En médecine humaine, la PCR remplace la culture trop longue et aléatoire et pourrait être utilisée en médecine vétérinaire.

L’expression des premiers symptômes était précoce et déclarée avant 25 jours,

chez 8 animaux sur 10 (80%). Les deux autres animaux ont exprimé des symptômes assez tardivement. Ceci pourrait être du à une résistance de la part de l’animal ou alors à un défaut de perception des symptômes par les propriétaires.

Le diagnostic est rapide chez 7 animaux et décelé après 50 jours chez 5 animaux. Parmi ces 5 animaux, 3 ont eu un EBU négatif durant l’expression des symptômes et ceci a repoussé la date du diagnostic d’ITU à C. urealyticum. Ces EBU négatifs peuvent être dus à la difficulté d’isoler C. urealyticum en routine.

Les analyses histologiques, comme l’ont expliqué KRAMER et al. (21),

conduisent avec quasi certitude au diagnostic de cystite incrustée sauf pour un stade précoce. Nos deux animaux ont une cystite ulcéreuse nécrosante plus ou moins chronique, caractéristique de la cystite incrustée. Elles permettent ainsi d’écarter le risque tumoral.

Le traitement comprend une antibiothérapie adaptée lorsqu’elle est possible. Les

multirésistances de ce germe limitent le choix d’antibiotiques. En médecine humaine, la téicoplanine et la vancomycine sont les deux antibiotiques de première intention. ELAD et al. (9) ont mis en place avec succès un traitement à base de vancomycine sur deux chiens et GOMEZ et al. (18) ont obtenu une guérison avec de la téicoplanine chez un chien. KRAMER et al. (21) ont souligné l’interdiction d’utiliser les glycopeptides sur les animaux en Allemagne car ces antibiotiques sont réservés à l’usage hospitalier comme en France. Les tétracyclines longtemps utilisées en médecine humaine et maintenant supplantées par les glycopepetides représentent une bonne alternative avec une relative sensibilité de C. urealyticum. La tétracycline est un bon choix mais la

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doxycycline n’est excrétée qu’à hauteur de 25% dans les urines ce qui ne permet pas d’obtenir la concentration efficace. Deux animaux de notre étude ont une antibiothérapie inadaptée car le germe n’était sensible qu’à la rifampicine. BAILIFF et al. (3) ont souligné une guérison malgré une antibiothérapie inadaptée sur deux chiens et la même constatation est faite en médecine humaine.

L’acidification des urines est un facteur important pour la guérison du fait de l’élimination d’un des facteurs de croissance de C. urealyticum. Elle était peu mise en place sur les premiers cas de notre étude puis fut instaurée. Elle est composée d’acide phosphorique, de vitamine C en majorité. KRAMER et al. (21) définissent l’acidification comme un élément très important. BAILIFF et al. (3) proposent d’utiliser la solution de Suby en injection intravésicale.

Le débridement réalisé en médecine humaine est peu possible en médecine vétérinaire étant donné l’étendue des lésions lors de la découverte de la cystite incrustée. Elle est toutefois pratiquée par BAILIFF et al. (3) et ils ont considéré obtenir une guérison totale grâce aux débridements et aux autres mesures thérapeutiques mises en place.

Cette affection reste rare chez les carnivores domestiques. Les manipulations du

tractus urinaire et les affections neurologiques affectant la miction présentent sur l’ensemble de nos cas, restent des facteurs majeurs de prédisposition. Cette affection doit être suspectée sur un animal présentant des symptômes de cystite avec un pH urinaire supérieur à 7 et des cristaux de PAM. Le milieu de culture doit être conservé plus de 48 heures. Le pronostic de cette atteinte doit être réservé. Il est plutôt bon lorsque le diagnostic est précoce et que les lésions vésicales ne sont pas trop étendues. L’antibiothérapie adaptée à l’antibiogramme est une condition sine qua non pour obtenir la guérison, associée à une acidification des urines.

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CONCLUSION D’après notre étude, l’infection du tractus urinaire par C. urealyticum chez le chat et le chien reste une infection rare. Elle atteint uniquement les animaux ayant des prédispositions. Il s’agit essentiellement des manipulations urologiques, des déficits neurologiques et des traitements antibiotiques pré-infection comme le soulignent d’autres auteurs. Les symptômes, que nous retrouvons, sont peu spécifiques et s’expriment par une hématurie, dysurie, pyurie. L’analyse urinaire apporte plus de renseignements. Le pH est supérieur à 7 et souvent proche de 8. Des cristaux de PAM, des hématies et des leucocytes sont mis en évidence dans les urines. L’examen bactériologique urinaire apporte une certitude de diagnostic si Corynebacterium urealyticum est isolé. Les milieux de culture doivent être conservés au moins 48 heures, et l’utilisation d’un milieux spécifique est recommandée. Ces deux conditions sont souvent peu réalisée en routine ce qui entraîne un sous-diagnostic probable. L’imagerie médicale nous a apporté des arguments permettant d’avoir des fortes suspicions de cystite incrustée, en particulier une ligne hyperéchogène dans la paroi vésicale détectée par échographie. Le traitement reste difficile. La sensibilité de ce germe étant réduite, une impasse thérapeutique est quelquefois observée. Pour la majorité des cas, un traitement adapté à l’antibiogramme est possible. La guérison est améliorée par une acidification des urines, mise en place sur les derniers cas d’infection de notre étude. Elle passe par une alimentation acidifiante et un traitement acidifiant à base d’acide phosphorique. Le pronostic reste bon à condition que les causes de prédisposition soient guérissables et qu’un traitement antibiotique adapté puisse être instauré. Le pronostic est plus réservé dans les autres cas.

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BIBLIOGRAPHIE 1. AUBEL D, RENAUD FNR, FRENEY J. Genomic diversity of several

Corynebacterium species identified by amplification of the 16S-23S rRNA gene spacer regions. Int. J. Systematic. Bact., 1997, 47(3) 767-772.

2. AUDARD V, GARROUSTE-ORGEAS M, et al. Fatal septic shock caused by Corynebacterium D2. Intensive Care Med, 2003, 29(8): 1376-9.

3. BAILIFF NL, WESTROPP JL, JANG SS, LING GV. Corynebacterium urealyticum urinary tract infection in dogs and cats: 7 cases (1996-2003). JAVMA, 2005, 226 (10), 1676-1680.

4. BJORKROTH J, KORKEALA H, et al. rRNA gene RFLP as an identification tool for Corynebacterium species. Int. J. Syst. Bacteriol., 1999, 49 (3): 983-9.

5. CHUNG SY., DAVIES BJ, et al. Mortality from grossly encrusted bilateral pyelitis, ureteritis, and cystitis by Corynebacterium group D2. Urology, 2003, 61(2): 463.

6. COYLE MB, LIPSKY BA. Coryneform bacteria in infectious diseases: clinical and laboratory aspects. Clin. Microbiol. Reviews, 1990, 3(3), 227-246.

7. DE BRIEL D, COUDERC F, RIEGEL P et al. High-performance liquid chromatography of corynomycolic acids as a tool in identification of Corynebacterium species and related organisms. J. Clin. Microbiol., 1992, 30(6): 1407-1417.

8. DOMINGUEZ-GIL B, HERRERO JC, et al. Ureteral stenosis secondary to encrustation by urea-splitting Corynebacterium urealyticum in a kidney transplant patient. Nephrol. Dial. Transplant., 1999, 14(4): 977-8.

9. ELAD D, AIZENBERG I, et al. Isolation of Corynebacterium group D2 from two dogs with urinary tract infections. J. Clin. Microbiol., 1992 30(5): 1167-9.

10. EUZEBY JP, dictionnaire de bactériologie vétérinaire, In : Corynebacterium urealyticum. [en ligne], 28 mars 2000 (modifiée le 20 novembre 2003), Toulouse : CICT [http://www.bacterio.cict.fr/bacdico/cc/urealyticum.html], (consulté le 5 novembre 2000).

11. FERNANDEZ-NATAL I, GUERRA J, et al. Bacteremia caused by multiply resistant Corynebacterium urealyticum: six case reports and review. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis., 2001, 20(7): 514-7.

12. FERRY S. Corynebacterium group D2 etude clinique, identification, sensibilité aux antibiotiques et facteurs de pathogénicité, Thèse Med, Université Paul Sabatier- toulouse III, 1989.

13. FRENEY J, DUPERRON MT, COURTIER C, HANSEN W, ALLARD F et al. Evaluation of API coryne in comparison with conventional methods for identifying coryneform bacteria. J. Clin. Microbiol., 1991, 29(1): 38-41.

14. FUNKE G, RENAUD FNR, FRENEY J, RIEGEL P. Multicenter evaluation of the updated and extended API (RAPID) coryne database 2.0. J. Clin. Microbiol., 1997, 35(12): 3122-3126.

15. GABRA HOS, FENTON PA, BONHAM JR, MACKINNON AE. Hyperammonemia with complex urinary tract anomaly : a case report. J. Pediatric Surgery, 2003, 38(11), 16-17.

16. GARCIA-BRAVO M, AGUADO JM, et al. Influence of external factors in resistance of Corynebacterium urealyticum to antimicrobial agents. Antimicrob. Agents Chemother., 1996, 40(2): 497-9.

17. GARCIA-RODRIGUEZ JA, GARCIA SANCHEZ JE, et al. In vitro activity of 79 antimicrobial agents against Corynebacterium group D2. Antimicrob. Agents Chemother., 1991, 35(10): 2140-3.

61

18. GOMEZ A, NOMBELA C, et al. An encrusted cystitis caused by Corynebacterium urealyticum in a dog. Aust. Vet. J., 1995, 72(2): 72-3.

19. HERTIG A, DUVIC C, et al. Encrusted pyelitis of native kidneys. J. Am. Soc. Nephrol., 2000, 11(6): 1138-40.

20. KELLY MC, SMITH ID, et al. Rapid identification of antibiotic-resistant corynebacteria with the API 20S system. J. Clin. Microbiol., 1984, 19(2): 245-7.

21. KRAMER M, WEISS R, GERWING M, WAGNER U et al. Enkrustierende zystitis bei hund und katze. Kleintierpraxis, 1997, 42, 81-96.

22. MASSON JC, CHARRIERE D, et al. Corynebacteria D2 and encrusted cystitis with alkaline urine. Prog. Urol., 1992, 2(6): 1012-7.

23. MERIA P, JUNGERS P. Encrusted pyelitis : an underdiagnosed condition?. Nephrol. Dial. Transplant, 2000, 15, 943-945.

24. MERIA P, DESGRIPPES A, et al. Encrusted cystitis and pyelitis. J Urol, 1998, 160(1): 3-9.

25. MERIA P, MARGARYAN M, et al. Encrusted cystitis and pyelitis in children: an unusual condition with potentially severe consequences. Urology, 2004, 64(3): 569-73.

26. MYERS JA, GILL MV, CUNHA BA. Corynebacterium urealyticum urinary tract infections. Antimicrobics and Infectious Diseases Newsletter 1995, 14 (11), 83-84.

27. NIETO E, ZAPARDIEL J, et al. Environmental contamination by Corynebacterium urealyticum in a teaching hospital. J. Hosp. Infect., 1996, 32(1), 78-9.

28. PHILIPPON A, ROUVEAU M, ARLET G. Antibiogramme des bactéries à gram positif. Revue française des laboratoires, 1995, 277, 19-28.

29. RIEGEL P, FUNKE G. Corynebacterium et bactéries apparentées n°50. In : Précis de bactériologie clinique, ESKA, 2000, 993-1013.

30. RIEGEL P, GRIMONT PA. Bacteriological and clinical aspects of Corynebacterium. Ann. Biol. Clin. (Paris), 1998, 56(3): 285-96.

31. RIEGEL P, GRIMONT PA, et al. Corynebacterium group D2 Corynebacterium urealyticum constitutes a new genomic species. Res. Microbiol., 1992, 143(3): 307-13.

32. RUIMY R, RIEGEL P, BOIRON P, MONTEIL H, CHRISTEN R. Phylogeny of the genus Corynebacterium deduced from analyses of small subunit ribosomal DNA sequences. Int. J. System. Bacteriol, 1995, 45(4), 740-746.

33. RYAN M, MURRAY PR. Prevalence of Corynebacterium urealyticum in urine specimens collected at a university-affiliated medical center. J. Clin. Microbiol., 1994, 32(5): 1395-6.

34. SANCHEZ HERNANDEZ J, MORA PERIS B, et al. In vitro activity of newer antibiotics against Corynebacterium jeikeium, Corynebacterium amycolatum and Corynebacterium urealyticum. Int. J. Antimicrob. Agents, 2003, 22(5): 492-6.

35. SANTAMARIA M, PONTE C, et al. Antimicrobial susceptibility of Corynebacterium group D2. Antimicrob Agents Chemother., 1985, 28(6): 845-6.

36. SORIANO F, PONTE C, et al. In vitro and in vivo study of stone formation by Corynebacterium group D2 (Corynebacterium urealyticum). J. Clin. Microbiol., 1986, 23(4): 691-4.

37. SORIANO F, PONTE C, et al. Corynebacterium group D2 as a cause of alkaline-encrusted cystitis: report of four cases and characterization of the organisms. J. Clin. Microbiol., 1985, 21(5): 788-92.

38. SORIANO F, RODRIGUEZ-TUDELA JL, et al. Skin colonization by Corynebacterium groups D2 and JK in hospitalized patients. J. Clin. Microbiol., 1988, 26(9): 1878-80.

62

39. SORIANO F, RODRIGUEZ-TUDELA JL, et al. Treatment of encrusted cystitis caused by Corynebacterium group D2 with norfloxacin, ciprofloxacin, and teicoplanin in an experimental model in rats. Antimicrob. Agents. Chemother., 1991, 35(12): 2587-90.

40. SORIANO F, ZAPARDIEL J, et al. Use of selective media for isolating Corynebacterium urealyticum from urine specimens. J. Clin. Microbiol., 1994, 32(10): 2630-1.

41. SUAREZ ML, ESPINO L, et al. Urinary tract infection caused by Corynebacterium urealyticum in a dog. J. Small. Anim. Pract., 2002, 43(7): 299-302.

42. THOUMAS D, et al. Imaging characteristics of alkaline-encrusted cystitis and pyelitis. Am. Jour. of Roentology, 2002, 178, 389-392.

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ANNEXES

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Annexe 1 : Résultats d’uroculture du chien 1

66

Annexe 2 : Antibiogramme d’uroculture du chien 1

67

Annexe 3 : Résultats d’uroculture du chien 1

68

Annexe 4 : Antibiogramme d’uroculture du chien 1

69

Annexe 5: Résultats d’uroculture du chien 2

70

Annexe 6: Antibiogramme d’uroculture du chien 2

71

Annexe 7: Résultats d’uroculture du chien 2

72

Annexe 8: Résultats d’uroculture du chien 3

73

Annexe 9: Antibiogramme d’uroculture du chien 3

74

Annexe 10: Résultats d’uroculture du chien 4

75

Annexe 11: Antibiogramme d’uroculture du chien 4

76

Annexe 12: Résultats d’uroculture du chien 5

77

Annexe 13: Antibiogramme d’uroculture du chien 5

78

Annexe 14: Résultats d’uroculture du chien 5

79

Annexe 15: Antibiogramme d’uroculture du chien 5

80

Annexe 16: Résultats d’uroculture du chien 6

81

Annexe 17: Antibiogramme d’uroculture du chien 6

82

Annexe 18: Résultats d’uroculture du chien 7

83

Annexe 19: Antibiogramme d’uroculture du chien 7

84

Annexe 20: Résultats d’uroculture du chat 1

85

Annexe 21: Antibiogramme d’uroculture du chat 1

86

Annexe 22: Résultats d’uroculture du chat 2

87

Annexe 23: Antibiogramme d’uroculture du chat 2

88

Annexe 24: Résultats d’uroculture du chat 3

89

Annexe 25: Antibiogramme d’uroculture du chat 3

90

Annexe 26: Résultats d’uroculture du chat 4

91

Annexe 27: Antibiogramme d’uroculture du chat 4

92

Annexe 28: Antibiogramme d’uroculture du chat 4

93

Annexe 29: Résultats d’uroculture du chat 5

94

Annexe 30: Antibiogramme d’uroculture du chat 5

95

Annexe 31: Résultats d’uroculture du chat 6

96

Annexe 32: Antibiogramme d’uroculture du chat 6

97

Annexe 33: Résultats d’uroculture du chat 7

98

Annexe 34: Antibiogramme d’uroculture du chat 7

2005

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Résumé L’infection du tractus urinaire par Corynebacterium urealyticum a été

décrite pour la première fois en 1992 chez les chiens et les chats. Elle reste une affection rare. Ce faible taux d’infection peut être du à un sous diagnostic résultant de la difficulté à isoler C. urealyticum lors d’uroculture.

Quatorze cas d’infection du tractus urinaire par C. urealyticum (7chiens et 7 chats) ont été diagnostiqués à l’Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort entre 1998 et 2004. L’analyse des dossiers retenus montre que cette affection touche les animaux ayant une cause de prédisposition (chirurgie, manipulation ou atteinte neurologique atteignant le tractus urinaire). Une hématurie macroscopique, une pyurie sont retrouvés sur 13 animaux (93%). L’analyse d’urine met en évidence un pH urinaire très alcalin (> 8,5 dans 67 %), des cristaux de phosphate ammoniaco-magnésien, une leucocyturie et une hématurie.

L’échographie permet de suspecter fortement cette infection en visualisant une paroi vésicale très épaissie et des incrustations minérales (cystite incrustée), mis en évidence chez 8 animaux de notre étude.

Le traitement est difficile en raison des diagnostics trop tardifs et de l’antibiorésistance marquée de ce germe. La sensibilité aux tétracyclines reste la plus fréquente et souvent la seule retrouvée chez 6 animaux. Une résistance à tous les antibiotiques est notée chez 2 animaux.

Une guérison a été obtenue sur 9 animaux grâce à une antibiothérapie adaptée, une acidification des urines et une correction des causes prédisposantes. 5 animaux sont décédés suite aux complications de l’infection (pyélonéphrite, septicémie). Mots-Clés : CORYNEBACTERIUM UREALYTICUM, BACTERIE, ANTIBIORESISTANCE, CYSTITE INCRUSTEE, INFECTION, TRACTUS URINAIRE, CARNIVORE, CHIEN, CHAT.

Summary The infection by Corynebacterium urealyticum of the urinary tract was

described for the first time in 1992 in dogs and cats. It is a rare affection. This low rate of infection is probably due to an under diagnostic resulting to the difficulty to isolate C. urealyticum from urine.

Fourteen cases of urinary tract infection due to C. urealyticum (7 dogs and 7 cats) were diagnosed at Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort from 1998 to 2004. The study of the clinical informations shows that affection reaches animals with cause of predisposition (surgery, manipulation or neurology deficiency of urinary tract). A macroscopic hematury, a pyury were found in 13 animals (93%). Urine tests show an alkaline urinary pH (>8.5 for 67%), struvite stones, a leucocytury and a hematury.

Scan allows suspecting strongly this infection since we see a thickness of vesical wall and encrusted mineralizations (encrusted cystitis) discovered in 8 animals of our study.

Treatment is difficult because of belated diagnosis and severe antibioresistance of this germ. Susceptibility to tetracycline stay the most frequent and the only for 6 animals of our study. Resistant germs to all antibiotics tested were found in 2 animals.

A recovery is obtained in 9 animals following adapted antibiotherapy, acidification of urines and correction of predisposition causes. Five animals were dead after complications of infection (pyelonephritis, septicemia). KEY WORDS: CORYNEBACTERIUM UREALYTICUM, BACTERIA, ANTIMICROBIAL RESISTANCE, ENCRUSTED CYSTITIS, INFECTION, URINARY TRACT, SMALL ANIMALS, DOG, CAT.