UNIVERSIDAD DE COSTA RICA FACULTAD DE...
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UNIVERSIDAD DE COSTA RICA FACULTAD DE CIENCIAS AGROALIMENTARIAS ESCUELA DE AGRONOMÍA COMPUESTOS GRAS PARA EL CONTROL DE PATÓGENOS POSCOSECHA IN VITRO EN MANGO (MANGIFERA INDICA L.), PIÑA (ANNAS COMOSUS L.) Y PAPAYA (CARICA PAPAYA L.), Y PRUEBAS DE EFICACIA IN VIVO EN PIÑA TESIS PRESENTADA PARA OPTAR AL GRADO DE LICENCIADO EN INGENIERÍA AGRONÓMICA CON ÉNFASIS EN FITOTECNIA DIEGO JOSUÉ REYES GÄTGENS 2012
Transcript of UNIVERSIDAD DE COSTA RICA FACULTAD DE...
UNIVERSIDAD DE COSTA RICA
FACULTAD DE CIENCIAS AGROALIMENTARIAS
ESCUELA DE AGRONOMÍA
COMPUESTOS GRAS PARA EL CONTROL DE PATÓGENOS
POSCOSECHA IN VITRO EN MANGO (MANGIFERA INDICA L.),
PIÑA (ANNAS COMOSUS L.) Y PAPAYA (CARICA PAPAYA L.), Y
PRUEBAS DE EFICACIA IN VIVO EN PIÑA
TESIS PRESENTADA PARA OPTAR AL GRADO DE
LICENCIADO EN INGENIERÍA AGRONÓMICA
CON ÉNFASIS EN FITOTECNIA
DIEGO JOSUÉ REYES GÄTGENS
2012
COMPUESTOS GRAS PARA EL CONTROL DE PATÓGENOS POSCOSECHA 1N VITRO EN MANGO (MANGIFERA INDICA L.), PIÑA (ANNAS COMOSUSL.) Y PAPAYA (CARICA PAPAYA L.), Y PRUEBAS DE EFICACIA IN VJVOENPlliA
DIEGO JOSUÉ REYES GATGENS
TESIS PRESENTADA A LA ESCUELA DE FITOTECNIA COMO REQUISITO PARCIAL PARA OPTAR AL GRADO DE LICENCIADO EN INGENIERiA
AGRONÓMICA CON ÉNFASIS EN FITOTECNIA
Dr. Eric Gue a Berger Presidente del tribunal
co.u~K . Dra. Gerardina U maña Rojas Directora de Tesis
11
iii
ÍNDICE GENERAL DEDICATORIA ......................................................................................................................................... VI
RECONOCIMIENTOS ............................................................................................................................ VII
ÍNDICE DE FIGURAS ........................................................................................................................... VIII
ÍNDICE DE CUADROS ............................................................................................................................. IX
ABREVIACIONES ..................................................................................................................................... XI
RESUMEN ................................................................................................................................................ XII
INTRODUCCIÓN ....................................................................................................................................... 1
1.1 OBJETIVO GENERAL ............................................................................................................................. 3
1.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS ...................................................................................................................... 3
REVISIÓN LITERARIA ............................................................................................................................ 4
2.1 AVANCES EN EL CONTROL DE ENFERMEDADES POSCOSECHA EN FRUTAS TROPICALES FRESCAS .......... 4
2.2 MÉTODOS DE CONTROL FÍSICO ............................................................................................................. 5
2.2.1 Tratamientos térmicos……………………………………………………………………………………. 5
2.2.2 Tratamientos con irradiaciones: UV-C y radiación ionizante……………………………………… 6
2.2.3 Tratamientos complementarios…………………………………………………………………………. 7
2.3 MÉTODOS DE CONTROL QUÍMICO ......................................................................................................... 8
2.3.1 Aditivos de alimento y compuestos GRAS……………………………………………………………... 8
2.3.2 Compuestos naturales…………………………………………………………………………………... 11
MATERIALES Y MÉTODOS ................................................................................................................. 14
3.1 LOCALIZACIÓN DE LA INVESTIGACIÓN Y TRATAMIENTOS .................................................................. 14
3.2 ETAPA I: AISLAMIENTO DE HONGOS Y PREPARACIÓN DE INÓCULO..................................................... 14
3.3 ETAPA II: DETERMINACIÓN DE LA EFICACIA IN VITRO DE COMPUESTOS GRAS EN EL CRECIMIENTO DE
HONGOS CAUSANTES DE ENFERMEDADES POSCOSECHA EN PIÑA, MANGO Y PAPAYA ............................... 14
3.3.1 Efecto in vitro sobre el diámetro del micelio………………………………………………………… 14
3.3.2 Efecto in vitro sobre la germinación de esporas…………………………………………………….. 16
3.3.3 Variables analizadas etapa II………………………………………………………………………….. 16
3.4 ETAPA III: EVALUACIÓN DE LOS COMPUESTOS GRAS IN VIVO PARA EL CONTROL DE ENFERMEDADES
POSCOSECHA EN PIÑA............................................................................................................................... 17
iv
3.4.1 Ensayo 1. Evaluación de los compuestos GRAS in vivo para el control del moho en piña variedad
MD-2……………………………………………………………………………………………………………... 17
3.4.2 Ensayo 2. Evaluación de los compuestos GRAS in vivo en combinación con triadimefon para el
control del moho en piña variedad MD-2…………………………………………………………………… 19
3.4.3 Variables analizadas etapa III…………………………………………………………………………. 21
3.5 ANÁLISIS ESTADÍSTICO ...................................................................................................................... 23
3.5.1 Determinación de la eficacia in vitro de los compuestos GRAS en el crecimiento de hongos
causantes de enfermedades en piña, mango y papaya…………………………………………………….. 23
3.5.2 Etapa III: Evaluación de los compuestos GRAS para el combate de enfermedades poscosecha en
piña……………………………………………………………………………………………………………….. 23
RESULTADOS .......................................................................................................................................... 24
DETERMINACIÓN DE LA EFICACIA IN VITRO DE LOS COMPUESTOS GRAS EN EL
CRECIMIENTO DE HONGOS CAUSANTES DE ENFERMEDADES POSCOSECHA EN PIÑA,
MANGO Y PAPAYA ................................................................................................................................ 24
4.1 EFECTO IN VITRO DE COMPUESTOS GRAS EN EL CRECIMIENTO DE MICELIO DE HONGOS CAUSANTES DE
ENFERMEDADES POSCOSECHA EN PIÑA .................................................................................................... 24
4.2 EFECTO IN VITRO DE COMPUESTOS GRAS SOBRE LA GERMINACIÓN DE ESPORAS DE HONGOS CAUSANTES
DE ENFERMEDADES POSCOSECHA EN PIÑA ............................................................................................... 27
4.3 EFECTO IN VITRO DE COMPUESTOS GRAS SOBRE EL CRECIMIENTO DE MICELIO DE HONGOS CAUSANTES
DE ENFERMEDADES POSCOSECHA EN MANGO Y PAPAYA .......................................................................... 29
4.4 DISCUSIÓN ......................................................................................................................................... 32
EVALUACIÓN DE LOS COMPUESTOS GRAS IN VIVO PARA EL CONTROL DE MOHO EN
PIÑA VARIEDAD MD-2 .......................................................................................................................... 36
4.5 INCIDENCIA Y SEVERIDAD DE MOHO .................................................................................................. 36
4.6 CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS DE LOS FRUTOS DE PIÑA........................................................ 37
4.6.1 Firmeza de la cáscara y pulpa…………………………………………………………………………. 37
4.6.2 Color y translucidez……………………………………………………………………………………... 38
4.6.3 Sólidos solubles totales y acidez de la fruta………………………………………………………….. 40
4.7 DISCUSIÓN ......................................................................................................................................... 41
EVALUACIÓN DE LOS COMPUESTOS GRAS EN COMBINACIÓN CON TRIADIMEFON PARA
EL CONTROL DE MOHO EN PIÑA VARIEDAD MD-2 .................................................................... 45
4.8 INCIDENCIA Y SEVERIDAD DE MOHO .................................................................................................. 45
v
4.9 CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS DE LOS FRUTOS DE PIÑA ........................................................... 46
4.9.1 Firmeza de la cáscara y pulpa…………………………………………………………………………. 46
4.9.2 Color y translucidez……………………………………………………………………………………... 47
4.9.3 Sólidos solubles totales y acidez de la fruta………………………………………………………….. 48
4.10 DISCUSIÓN ....................................................................................................................................... 50
DISCUSIÓN GENERAL .......................................................................................................................... 52
CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ....................................................................................... 54
LITERATURA CITADA .......................................................................................................................... 56
ANEXOS ..................................................................................................................................................... 65
ANEXO 1. ESCALA DE COLOR UTILIZADA EN LAS EVALUACIONES POSCOSECHA. ....... 65
ANEXO 2.DATOS DE INICIALES DE CALIDAD DE FRUTA UTILIZADA EN LAS PRUEBAS IN
VIVO ........................................................................................................................................................... 66
ANEXO 3. ANÁLISIS DE LA VARIANZA ............................................................................................ 67
ANÁLISIS DE LA VARIANZA PRUEBAS DE EFICACIA IN VITRO Y GERMINACIÓN DE ESPORAS...................... 67
EVALUACIÓN 15+0. ENSAYO 1 IN VIVO. ................................................................................................... 73
EVALUACIÓN 15+2. ENSAYO 1 IN VIVO. ................................................................................................... 77
EVALUACIÓN 15+5. ENSAYO 1 IN VIVO. ................................................................................................... 79
EVALUACIÓN 15+0. ENSAYO 2 IN VIVO .................................................................................................... 83
EVALUACIÓN 15+5. ENSAYO 2 IN VIVO .................................................................................................... 88
vi
DEDICATORIA
A mi Dios y Padre Celestial le doy gracias por poder concluir este trabajo de manera
adecuada y exitosa, por darme las fuerzas para seguir aun cuando sentía que no podía, y ver
hoy el fruto del esfuerzo. A mis Padres Marjorie y Octavio y hermanos, lo cuales siempre
me han ayudado e insistido en lo importante que es terminar la carrera y obtener la
Licenciatura, gracias por todo el apoyo que me dieron. A Jacky por todo su apoyo,
compresión y ayuda que me brindo, gracias por ser parte de esta etapa tan importante de mi
vida. A mi directora de tesis Gerardina Umaña Rojas, por todo el tiempo invertido, por los
consejos, ayudas, y muchas cosas que fueron fundamentales para concluir este trabajo.
Diego J.
vii
RECONOCIMIENTOS
Agradezco a todos los que de alguna u otra forma fueron parte de este trabajo y ayudaron a
su desarrollo y conclusión, gracias a Daniel Vargas y Nadiezda Serrano por ayudarme a
realizar este trabajo y por las horas que invirtieron. A Johenny Solano, Manuel Flores, Juan
Chacon, y Alonso Villegas que fueron parte de esta ayuda indispensable. Agradezco
también a Jacky Villalobos que me ayudó en muchas etapas de este trabajo invirtiendo
tiempo y trabajo.
Agradezco a todos los profesores que fueron de ayuda y guía con sus correcciones y
consejos para finalizar este trabajo, Marco Vinicio Saenz, Mónica Blanco y Oscar Castro
Así mismo agradezco a todo el personal del Laboratorio de Tecnología Poscosecha de la
Universidad de Costa Rica.
Diego J.
viii
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura Pág.
Figura 1. Porcentaje de cobertura del micelio de Penicillium sp. aislado del fruto de piña en medio de cultivo (PDA) con diferentes compuestos GRAS. Las barras indican el error estándar. Letras distintas indican diferencias significativas (p<0,0001).
24
Figura 2. Diámetro del micelio de Fusarium spp. aislado del fruto de piña en medio de cultivo (PDA) con diferentes compuestos GRAS. Las barras indican el error estándar. Letras distintas indican diferencias significativas (p<0,0001).
25
Figura 3. Diámetro del micelio de Chalara sp. aislado del fruto de piña en medio de cultivo (PDA) con diferentes compuestos GRAS. Las barras indican el error estándar. Letras distintas indican diferencias significativas (p<0,0001).
26
Figura 4. Porcentaje de germinación de esporas de Penicillium sp. aislado del fruto de piña en diferentes tratamientos con compuestos GRAS. Las barras indican el error estándar. Letras distintas indican diferencias significativas (p<0,0001).
28
Figura 5. Porcentaje de germinación de esporas de Fusarium spp. aislado del fruto de piña en diferentes tratamientos con compuestos GRAS. Las barras indican el error estándar. Letras distintas indican diferencias significativas (p<0,0001). .
29
Figura 6. Diámetro de micelio de Colletotrichum gloeosporioides, aislado del fruto de mango en medio de cultivo (PDA) con diferentes compuestos GRAS. Las barras indican el error estándar. Letras distintas indican diferencias significativas (p<0,0001).
30
Figura 7. Diámetro de micelio de Colletotrichum gloeosporioides aislado del fruto de papaya en medio de cultivo (PDA) con diferentes compuestos GRAS. Las barras indican el error estándar. Letras distintas indican diferencias significativas (p<0,0001).
31
Figura 8. Diámetro de micelio de Lasiodiplodia theobromae aislado del fruto de mango en medio de cultivo (PDA) con diferentes compuestos GRAS. Las barras indican el error estándar. Letras distintas indican diferencias significativas (p<0,0001).
31
ix
ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro
Pág.
Cuadro 1. Hongos de diferentes frutos y compuestos GRAS evaluados en pruebas in vitro.
15
Cuadro 2. Tratamientos evaluados en el ensayo 1 in vivo en frutos de piña.
18
Cuadro 3. Tratamientos evaluados en el ensayo 2 in vivo en frutos de piña.
20
Cuadro 4. Valores de pH del medio de cultivo combinado con los compuestos GRAS a diferentes dosis para evaluar efecto sobre crecimiento de Penicillium sp., Fusarium spp. y Chalara sp.
26
Cuadro 5. Valores de pH del medio de cultivo combinado con los compuestos GRAS a diferentes dosis para evaluar efecto sobre crecimiento de Colletotrichum gloeosporioides (mango y papaya) y Lasiodiplodia theobromae (mango).
27
Cuadro 6. Incidencia y índice severidad de moho en piña y porcentaje de frutículos dañados en frutos de piña con diferentes tratamientos GRAS almacenados a 15+0, 15+2 y 15+5.
36
Cuadro 7. Firmeza (Newtons) de la cáscara y pulpa de frutos de piña con diferentes tratamientos GRAS almacenados a 15+0, 15+2 y 15+5.
38
Cuadro 8. Color y porcentaje de translucidez en frutos de piña con diferentes tratamientos GRAS almacenados a 15+0, 15+2 y 15+5.
39
Cuadro 9. Distribución porcentual de color de los frutos piña por tratamiento almacenados a 15+5.
39
Cuadro 10. Porcentaje de sólidos solubles, acidez y relación sólidos solubles-acidez de frutos de piña almacenados a 15+0 y 15+5.
41
Cuadro 11. Incidencia (%) y índice severidad de moho con diferentes tratamientos GRAS en combinación con triadimefon (FC) en almacenamiento a 15+0 y 15+5.
45
Cuadro 12. Firmeza (Newtons) de la cáscara y pulpa de frutos de piña con diferentes tratamientos GRAS solos o en combinación con triadimefon almacenados a 15+0 y 15+5.
47
x
Cuadro 13. Color y porcentaje de translucidez en frutos de piña con diferentes tratamientos GRAS solos o en combinación con triadimefon almacenados a 15+0 y 15+5.
47
Cuadro 14. Distribución porcentual de color de fruta de piña por tratamiento almacenada a 15+5.
48
Cuadro 15. Porcentaje de sólidos solubles, acidez y relación sólidos solubles-acidez de frutos de piña con diferentes tratamientos GRAS solos o en combinación con triadimefon almacenados a 15+0 y 15+5.
49
xi
ABREVIACIONES
ACB Ácido Benzoico
BCP Bicarbonato de Potasio
BCS Bicarbonato de Sodio
BHA Butilhidroxianisol
PC Propianato de Calcio
SBP Sorbato de Potasio
15+0 15 días en frío y 0 días en ambiente (20°C)
15+2 15 días en frío y 2 días en ambiente (20°C)
15+5 15 días en frío y 5 días en ambiente (20°C)
TA Testigo absoluto
TC o FC Testigo comercial (fungicida triadimefon)
Alcohol Etanol
xii
RESUMEN
Se evaluó la eficacia de diferentes dosis de 6 compuestos (BHA, BCP, BCS, ACB, PC y
SBP) denominados como GRAS (por sus siglas en inglés Generally Recognized as Safe) y
catalogados como seguros para su uso en alimentos, con el objetivo de analizar su eficacia
in vitro en el control de hongos causantes de enfermedades poscosecha en piña, mango y
papaya y en pruebas in vivo para analizar su efecto en el control del moho en el corte de
piña. Los resultados indican que el BHA 1,2% y el ACB 1% tienen la capacidad inhibir in
vitro el crecimiento de micelio de Penicillium sp., Fusarium spp., Chalara sp.,
Colletotrichum gloeosporioides y Lasiodiplodia theobromae, así mismo estos compuestos
inhibieron la germinación de esporas de Penicillium sp. y Fusarium spp. Los compuestos a
base de bicarbonatos redujeron el crecimiento de micelio de Penicillium sp., sin embargo,
no lo hicieron para Fusarium spp., Chalara sp., C. gloeosporioides y L. theobromae. Las
evaluaciones in vivo realizadas en piña demostraron que el BHA 1,2% y el ACB 1% tienen
la capacidad de controlar el desarrollo de moho en el pedúnculo en frutos inoculados con
1.000.000 de esporas/mL de Penicillium sp. y 30.000 esporas/mL de Fusarium spp., ya sea
solos o en combinación con el triadimefon. Los resultados demuestran que de entre esos
dos compuestos, el BHA mostró los mejores resultados, constituyéndose en una alternativa
para el control del moho en el corte de la piña en poscosecha.
1
INTRODUCCIÓN
La producción de mango (Mangifera indica L.), piña (Ananas comosus L.) y papaya
(Carica papaya L.) en Costa Rica ha aumentado considerablemente durante los últimos
años. Según proyecciones de PROCOMER al año 2010, en el caso de la piña, las
exportaciones alcanzaron 666 millones de dólares, enviándose a 33 destinos, participando
105 empresas del sector agrícola, ocupando el cuarto puesto de los principales productos
vendidos al exterior y el segundo lugar, después del banano, entre los productos frescos
exportados (Barahona et al. 2010). La demanda de frutos tropicales de los mercados
europeos y el estadounidense, ha sido precursora de este aumento de producción en nuestro
país, abriendo nuevas posibilidades de exportación para los agricultores nacionales.
Sin embargo, unas de las principales limitantes a las exportaciones de esos productos son
las pérdidas de calidad ocasionadas por el desarrollo de pudriciones, entre las que destacan
en el caso de la papaya, la antracnosis (Colletotrichum gloeosporioides Penz.), la principal
enfermedad causante de pérdidas poscosecha en papaya (Guzmán 1998; Gómez 2008) y
una de las más importantes en mango (Mora et al. 2002).
El desarrollo de la antracnosis en papaya puede ser influenciado por el manejo que se le dé
a la fruta antes, durante y después de la cosecha; la infección de la fruta se produce en
estados tempranos de desarrollo, pero los síntomas se presentan hasta que la papaya ha
madurado (Saborío et al. 2000). De la misma forma, en mango la infección sucede en el
campo, y luego en la maduración se presentan manchas necróticas que deterioran el fruto
rápidamente, lo cual afecta su comercialización (Mora et al. 2002).
La pudrición peduncular es la segunda enfermedad que produce importantes pérdidas
poscosecha en el mango de Costa Rica (González et al. 1999). Se ha determinado que esta
pudrición puede ser causada por varios patógenos, dependiendo de la época, condiciones
climáticas y hospedero. El principal agente causal en Costa Rica es Lasiodiplodia
2
theobromae Pat; una vez que este hongo infecta a la fruta, este permanece latente y los
síntomas son visibles hasta que el mango madura (González et al. 1999).
En la piña se presentan algunas enfermedades que pueden causar pérdidas poscosecha.
Dentro de los principales organismos asociados con estas enfermedades en piña están
Fusarium moniliforme y Penicillium funiculosum (Arauz y Mora 1983; Montero y Cerdas
2005); otro agente causante de podredumbres es Thielaviopsis paradoxa que desarrolla una
infección en la fruta cuando se producen grietas, heridas o golpes en el fruto (Jiménez
1999).
Entre las medidas de control que se utilizan actualmente para asegurar la protección de las
frutas tropicales de patógenos poscosecha está el uso de fungicidas tales como el
tiabendazol (TBZ), imazalil, procloraz, benomil y triadimefon (Montero y Cerdas 2005;
Gómez 2008); los cuales, por un uso continuo, ha favorecido una selección de cepas
resistentes a los mismos (Slabaugh y Grove 1982; Astúa et al. 1994). Además, están las
restricciones fitosanitarias impuestas por los países compradores de las frutas, que han
provocado que quede un número reducido de ingredientes activos permitidos para controlar
patógenos en los cultivos de mango, papaya y piña. Es un hecho, que a nivel mundial, cada
vez se exigen menores niveles de agroquímicos en las frutas, como ejemplo Alemania
tolera únicamente 10 mg∙L-1 del producto tiabendazol en el análisis de residualidad (Gómez
2008).
Ante estas circunstancias, la búsqueda de nuevas opciones para el combate de
enfermedades poscosecha en frutos tropicales es de vital importancia. El uso de compuestos
generalmente reconocidos como seguros o productos GRAS (Generally Recognized As
Safe, por sus siglas en inglés), se perfilan como una nueva alternativa al combate de
enfermedades. Este tipo de compuestos comprende aditivos de alimentos, preservantes,
antioxidantes, y otros, que no representan ningún peligro para el consumidor. La lista de los
compuestos GRAS está definida por la FDA ó Administración de Alimentos y Drogas de
3
los Estados Unidos (FDA 2009). Algunos productos que se incluyen en esta lista son el
peróxido de hidrógeno, ácido acético y sales de carbonato, entre otros (Korsten 2006). Los
compuestos GRAS han tenido mayor atención y han sido evaluados por muchos grupos de
investigación, teniendo un potencial para el combate de enfermedades poscosecha. Estos
compuestos pueden ser una opción para alternar o combinar con fungicidas comerciales, de
manera que se disminuyan las dosis de los fungicidas que se utilizan actualmente (Prusky et
al. 1995).
1.1 Objetivo General
Evaluar la eficacia de compuestos GRAS mediante pruebas in vitro para el control de
patógenos poscosecha en mango (Mangifera indica L.), piña (Annas comosus L.) y papaya
(Carica papaya L.), y pruebas in vivo para el control de patógenos poscosecha en piña.
1.2 Objetivos Específicos
1. Determinar la eficacia de seis compuestos GRAS en la inhibición de crecimiento in
vitro de los principales hongos poscosecha asociados a pudriciones en piña, mango
y papaya.
2. Evaluar la eficacia de seis compuestos GRAS in vivo (seleccionados como
promisorios con base en las pruebas in vitro) para el control de patógenos
poscosecha en piña.
3. Evaluar la eficacia de compuestos GRAS en combinación con el fungicida
triadimefon para el combate de patógenos poscosecha en piña.
4
REVISIÓN LITERARIA
2.1 Avances en el control de enfermedades poscosecha en frutas tropicales frescas
Tradicionalmente las frutas y vegetales eran cosechadas para consumo y distribución en
mercados locales, sin embargo, esta situación ha cambiado en las últimas décadas, en las
que se han implementado tecnologías para extender la vida útil de los productos
perecederos y mejorar los sistemas de almacenamiento y de transporte (Lizada, 1993).
Estos avances han hecho que los productos agrícolas de los mercados locales se vendan en
los mercados internacionales, y se de una amplia dinámica de comercialización.
Sin embargo, muchos países ubicados en los trópicos tienen sus sistemas de producción
expuestos a diversos factores adversos como las altas temperaturas y humedad relativa, lo
que hace que se registren pérdidas de calidad importantes. Una de las principales causas de
pérdidas de calidad poscosecha, son las enfermedades (Arauz y Mora 1983), por lo que su
control es esencial para el mantenimiento de la calidad de los productos. Tradicionalmente
se han utilizado los fungicidas para asegurar la calidad de los productos. Sin embargo, al
aumentar las exigencias de recibir productos más limpios y sin agroquímicos se ha forzado
a evaluar alternativas para asegurar la calidad de los productos tales como sustancias
naturales, desinfectantes, aplicaciones de calcio, reguladores de crecimiento, elicitores para
generar resistencia, control biológico, control integrado, métodos físicos como luz
ultravioleta, radiación, agua caliente o choques térmicos, atmósferas modificadas y plantas
genéticamente modificadas, entre otras (Barkai-Golan y Phillips 1991; Gould 1999; Arcas
et al. 2000; Khan et al. 2001; Droby et al. 2003; Alvindia et al. 2004; Tripathi y Dubey
2004; Korsten 2006; Montesinos et al. 2009).
En la actualidad son pocas las moléculas químicas permitidas para el uso de tratamientos
poscosecha en frutas y vegetales; tales situaciones ocasionan que se deban implementar
tratamientos complementarios con el fin de aumentar el efecto de los fungicidas sintéticos
5
utilizados. Es notable el esfuerzo que la comunidad científica internacional viene
realizando en los últimos años para desarrollar sistemas alternativos de control de
enfermedades poscosecha. Estos sistemas de control deberían adoptarse dentro de una
estrategia de control más amplia, no limitarse a la aplicación de tratamientos anti fúngicos
en poscosecha, si no, contemplar factores de precosecha, cosecha y poscosecha.
A continuación se presentan alternativas o complementos para los tratamientos poscosecha
actualmente utilizados.
2.2 Métodos de control físico
En observaciones realizadas sobre tratamientos térmicos y luz ultravioleta, se ha
determinado que bajo ciertas condiciones se pueden activar algunos mecanismos de defensa
en frutas y vegetales. El almacenamiento en frío y atmósferas controladas y modificadas
son tratamientos complementarios para reducir el desarrollo de patógenos.
2.2.1 Tratamientos térmicos
Los procedimientos típicos en tratamientos térmicos de curación, implementan la
exposición de las frutas por 2-3 días a una atmósfera de aire caliente, a temperaturas de más
de 30°C y a una alta humedad relativa (HR>90%). Desde el primer reporte hecho por
Hopkins y Loucks en 1984, numerosos estudios han demostrado la elevada actividad
curativa de tratamientos físicos sobre patógenos poscosecha en cítricos. Sin embargo la
efectividad de estos tratamientos es menos eficiente cuando la fruta pasa un período en frio
antes de ser tratada con tratamiento térmico (Plaza et al. 2003). La utilización de estos
métodos no es común, primero por lo costoso del traslado y calentamiento de la fruta y
segundo por la excesiva manipulación de la fruta que puede ocasionar daños (Barkai-Golan
y Phillips 1991).
6
Con tratamientos de agua caliente puede alcanzarse en algunos casos los efectos
beneficiosos del curado con una tecnología mucho más simple, practica y bajo costo. Baños
de poca duración (1-3 min) en agua caliente (>50°C) son efectivos contra las enfermedades
poscosecha de cítricos (Palou et al. 2002). Los principales factores limitantes son la poca
persistencia del tratamiento y el estrecho margen existente entre las temperaturas efectivas
y las que causan daños irreversibles en la cáscara de las frutas (Ben-Yehoshua 2005). En
cítricos en general inmersiones a temperaturas superiores a los 53°C resultan fitotóxicas
(Schirra et al. 1998).
El modo de acción del tratamiento térmico puede ser directo al patógeno a través de la
inhibición de la germinación de esporas o de crecimiento del micelio, o de forma indirecta
induciendo diferentes mecanismos de resistencia en los anillos de las heridas de la fruta,
tales como el mantenimiento de la actividad de compuestos anti fúngicos y la biosíntesis
de lignina, fitolalexinas y proteínas de choque (Ben-Yehoshua 2005).
2.2.2 Tratamientos con irradiaciones: UV-C y radiación ionizante
La radiación ionizante con rayos gamma y rayos beta (electrones acelerados) o rayos X
está actualmente cobrando interés como posible método de control de Penicillium en
cítricos. El principal problema de estos tratamientos, aparte de que resultan caros y poco
prácticos ya que se requieren instalaciones especiales, es que las dosis necesarias para un
control efectivo de las enfermedades poscosecha pueden resultar fitotóxicas y manchar la
cáscara de los frutos (Sommer et al. 1964). Además pueden superar la dosis máxima
establecida por la legislación para la irradiación de frutas y hortalizas para el consumo
fresco (1 k-Gy). Por esta razón una alternativa sería el uso de dosis inferiores en
combinación con otros tratamientos complementarios como tratamientos térmicos o ciertos
fungicidas a dosis bajas (Barkai-Golan 1991).
7
La luz ultravioleta (UV) es altamente energética y puede ser fácilmente absorbida por los
organismos vivos. Este principio se ha utilizado para la inactivación de esporas de P.
digitatum y P. italicum (Fernández y Hall 2004). La irradiación de luz UV lejana o baja
longitud de onda (UV-C, entre 100 y 280nm) a dosis bajas (2-8 kJ*m-2) sobre cítricos,
puede inducir resistencia en la cáscara contra enfermedades poscosecha (Palou et al. 2008).
Tratamientos con UV-C causa respuestas parecidas a los tratamientos térmicos, induciendo
resistencia a la infección por parte del hongo. Algunos de los mecanismos de defensa
identificados en las frutas tratadas son por ejemplo, la alteración de los niveles antifúngicos
de algunos flavonoides, tales como los polimetoxiflavones o flavonones (Arcas et al. 2000),
la inducción de la actividad enzimática de la amonio fenilalanina liasa o la peroxidasa que
están relacionadas con los mecanismo de defensa de las plantas , tales como la biosíntesis
de fitoalexinas (Droby et al. 1993).
2.2.3 Tratamientos complementarios
Como sistemas físicos complementarios a otros tratamientos fungicida poscosecha pueden
citarse la conservación en bajas temperaturas y en combinación con atmósferas controladas
(5-10% O2 + 0-5 CO2), atmósferas con monóxido de carbono (5-10% CO), atmósferas de
baja presión (75-175mmHg) y atmósferas ozonizadas (0,1-1,0 ppm O3). El almacenamiento
en estas condiciones no ejerce por sí mismo una actividad fungicida pero si una actividad
fungistática de inhibición o retraso del crecimiento de los patógenos (Palou et al. 2008). Por
otro lado retrasa la actividad metabólica del fruto y retrasa su entrada en senescencia,
ayudando así a mantener la resistencia del fruto a la infección. Sin embargo, la utilización
de estas atmósferas no se ha generalizado ya que las ventajas que proporcionan no
compensan los elevados costos de instalación y mantenimiento.
El O3 es un gas altamente oxidante pero incapaz de controlar las infecciones de Penicillium
establecidas en la cáscara de frutos, por tanto, en ningún caso puede considerarse un
sustituto de los fungicidas aplicados en el tratamiento poscosecha (Palou et al., 2003). La
ozonización del ambiente en cámaras de almacenamiento a dosis bajas no resulta fitotóxica
8
pero inhibe de forma importante el crecimiento del micelio y esporulación de hongos en
frutos almacenados, de esta forma, se reduce la carga del inóculo acumulado en la cámara
de almacenamiento. No obstante el O3 gaseoso no puede traspasar plásticos ni cartones por
lo que este efecto únicamente se consigue cuando los frutos están almacenados en envases
de gran superficie abierta.
2.3 Métodos de control químico
Las alternativas a los fungicidas poscosecha convencionales para el control de
enfermedades deben ser compuestos naturales o sintéticos con mínimos efectos
toxicológicos en mamíferos y en el ambiente. El origen de estas alternativas incluyen
clasificaciones tales como, aditivos de alimentos y sustancias reconocidas como seguras
(GRAS), por la FDA, compuestos naturales obtenidos de plantas, animales o
microorganismos, incluyendo volátiles y aceites esenciales, compuestos fenólicos, extractos
de plantas, alcaloides, antibióticos, látex y otros químicos tales como el molibdato de
amonio.
2.3.1 Aditivos de alimento y compuestos GRAS
Mediante estudios realizados con compuestos GRAS para el control de Colletotrichum
musae se demostró que varios de estos compuestos tienen efecto fungicida, dado que solos
o en combinación con los fungicidas comerciales a dosis bajas se obtienen buenos
resultados. Por ejemplo, Khan et al. (2001) y Alvindia et al. (2004) probaron ácido
benzoico, hidroxibutilanisol (BHA), hidroxibutiltolueno (BHT), sulfóxido n-metílico,
ácido propionico, N-Propil gallate (PG), propyl paraben (PP), thiourea, cloruro de calcio,
carbonato de sodio, cloruro de sodio, bicarbonato de sodio e hipoclorito de sodio, y
determinaron que el BHA (0,25 mM) tiene un alto potencial para el combate de
Colletotrichum musae en combinación con imazalil (1,78 µM).
9
Alvindia et al. (2004) determinaron la acción inhibitoria de sales inorgánicas en el
crecimiento de patógenos poscosecha en banano, mediante pruebas de sensibilidad para los
siguientes hongos: Lasiodiplodia theobromae, Thielaviopsis paradoxa, Colletotrichum
musae, C. gloeosporioides, Fusarium verticillioides y F. oxysporum. Los investigadores
establecieron que el carbonato de sodio a una dosis de 4 g∙L-1, hipoclorito de sodio 5 g∙L-1,
bicarbonato de sodio, cloruro de calcio y cloruro de sodio cada uno a 6 g∙L-1, inhibieron la
germinación de esporas de los seis patógenos anteriores.
Mediante pruebas realizadas en frutos de banano, se determinó que el carbonato de calcio
no fue efectivo para detener la podredumbre causada por C. musae, los valores de
incidencia del tratamiento con este compuesto fueron los mismos que los del testigo
absoluto. Con los tratamientos con bicarbonato de sodio e hipoclorito de sodio indujeron
los niveles más bajos de infección en la fruta. Según los autores, el bicarbonato de sodio
tiene un alto potencial para inhibir la germinación de esporas (Alvindia et al. 2004).
También atribuyen el efecto fungicida al ión bicarbonato, el cual contribuye a producir un
pH tóxico para el hongo, lo que produce que la concentración del ión hidroxilo en la
solución sea alta, dando un pH de 10 o más, haciendo a la solución no apta para el
desarrollo del patógeno.
En pruebas realizadas para el combate de Penicillium sp. en cítricos, se observó que el
sorbato de potasio es tan efectivo como el tratamiento comercial (imazalil) en una dosis de
3% en agua caliente a 62oC por 30 ó 60 segundos para la inmersión de la fruta
(Montesinos-Herrero et al. 2009).
En el caso de la piña se han realizado investigaciones para reducir el efecto de la
podredumbre negra ocasionada por Chalara paradoxa (De Seyn.) Höhn en Sri Lanka
(Wijeratnam et al. 2006), utilizando ácido acético, se demostró que concentraciones a 3% y
4% inhibieron la germinación de esporas y el crecimiento del micelio; mientras que en
tratamientos realizados en frutos de piña inoculados con Chalara paradoxa se encontró que
10
concentraciones de 4% y 5% de ácido acético, la incidencia de la enfermedad fue muy baja
comparada con el testigo absoluto, presentándose el ácido acético como una opción para el
control de la enfermedad (Wijeratnam et al. 2006).
En otros estudios realizados para el combate de enfermedades poscosecha en rambután
(Nephelium lappaceum Linn.) se evaluó el metabisulfito de sodio, el acetaldehído y el
cinamaldehído para el control de Gliocephlalotrichum microchlamydosporum, como
alternativa para el fungicida carbendazin. Según Sivakumar et al. (2001) el metabisulfito de
sodio (250 ppm), el acetaldehído (70 ppm) y cinamaldehído (10 ppm) inhibieron la
germinación de esporas y el crecimiento del micelio.
Los compuestos GRAS se han empleado no solamente para la prevención de enfermedades
poscosecha en frutos, sino también en el combate de plagas, por ejemplo para la palomilla
café claro de la manzana (Epiphyas postvittana), la cual en estado larval produce pérdidas
en manzana y en otros frutos. Según Dentener et al. (1998), el uso de etanol para el control
de la larva es efectivo, pues al sumergir los frutos en varias concentraciones de etanol 15%,
30% y 50%, se obtuvo 10%, 59% y 91% de mortalidad del insecto respectivamente.
En estudios realizados en aguacate, Prusky et al. (1995) utilizaron 1200 µg i.a/mL de
hidroxibutilanisol (BHA), 900 µg i.a/mL plochloraz, 1200 µg i.a/mL BHA + 225 µg i.a/mL
plochloraz para controlar C. gloeosporioides, y al igual que en banano, la mejor respuesta
la obtuvo con BHA + plochloraz. Según los autores la combinación favorece un efecto
fungicida más prolongado que el BHA sólo o el fungicida sólo, lo que vuelve a mostrar que
el antioxidante tiene un efecto fungicida. Esto permitió disminuir la dosis del fungicida
comercial, añadiéndose además el uso de un compuesto seguro para la alimentación
humana.
Sholberg et al. (2000), determinaron que muchos vinagres comerciales contienen
concentraciones entre 4,2% y 6,0% de ácido acético, y el vapor de estos pueden prevenir el
moho gris (Botrytis cinerea Pers.:Fr.), y el moho azul (Penicillium expansum Link), los
11
cuales causan problemas poscosecha en fresas y manzanas. Los autores utilizaron 1 ml de
vinagre blanco (5,0% ácido acético), reduciendo la incidencia de B. cinerea de 50% a 1,4%.
Según Zhang y Swingle (2003), el bicarbonato de potasio (BCP) inhibió el crecimiento del
micelio de Penicillium digitatum en pruebas in vitro con una ED50 de 0,08%. Además en
pruebas en frutos de naranja utilizando el compuesto BCP (3,4%) se logró reducir la
incidencia del moho verde y se logró una eficacia parecida al imazalil (0,1%) y
thiabendazole (0,1%) para el combate de P. digitatum. BCP y bicarbonato de sodio a la
misma concentración (3,4%), controlaron el moho verde. Los autores concluyen que las
sales de bicarbonato pueden ser una alternativa química para el control del moho verde
provocado por Penicillium digitatum.
Algunos de estos compuestos poseen propiedades de importancia, tal es el caso del BHA, el
cual ha mostrado que incrementa la fuga de azúcares y proteínas de Fusarium spp. (Khan et
al. 2001), también tiene un efecto directo sobre la cadena de electrones mitocondrial de los
tripanosomas, de manera que inhiben la respiración (Aldunate et al. 1992). Por otro lado el
ácido benzoico inhibe in vitro la actividad de las poligalacturonasas de Erwinia carotovora
(Lyon y McGill 1989). Los bicarbonatos y sorbatos han sido estudiados por muchos
investigadores y dan resultados aceptables para el control de enfermedades poscosecha en
cítricos, papaya, rosas, melón, banano, entre otros (Homma et al. 1981; Ziv y Zitter 1992;
Palmer et al. 1997; Sivakumar et al. 2001; Zhang y Swingle, 2003; Alvindia et al. 2004;
Montesinos-Herrero et al. 2009).
2.3.2 Compuestos naturales
Volátiles y aceites esenciales:
Una alarga variedad de compuestos volátiles, con actividad antifúngica han sido aislados de
plantas: acetaldehído, benzaldehído, benzil alcohol, etanol, lipoxigenasas, jasmonatos, entre
otros. Muchos de ellos como los jasmonatos y algunos compuestos aromáticos han sido
12
probados específicamente contra Penicillium digitatum y P.italicum (Tripathi y Dubey
2004).
Plantas aromáticas tales como los cítricos contienen aceites esenciales que poseen el
compuesto volátil C10 y C15 terpenos derivados de unidades de isopreno, Caccioni et al.
(1998) estableció que lemonal fue el más potente monoterpeno para el control del
Penicillium digitatum y Penicillium italicum.
El estrés provocado por tratamientos poscosecha físicos, químicos o biológicos puede
inducir la retención o biosíntesis de fitoalexinas y provocar la aparición de compuestos
volátiles con capacidad fungicida, produciendo de manera indirecta la resistencia de
enfermedades en frutas (Caccioni et al. 1998).
La eficacia del lemonal contra P. digitatum y P. italicun in vitro depende del método de
aplicación, aunque aplicaciones in vivo fueron fitotoxicas y no parece ser un producto
promisorio por los problemas de fitotoxidad que presenta (Rodov et al. 1995). Angioni et
al. 1998 aisló el compuesto 7-geranoxy coumarin de la cáscara de la fruta de pomelo,
compuesto fenólico que reduce efectivamente la incidencia de enfermedades y no es
fitotóxico.
La actividad inhibitoria de los aceites esenciales contra Penicillium sp. de plantas diferentes
a los cítricos, tales como tomillo, orégano, canela, clavo de olor y menta, también ha sido
reportada como eficaz in vitro, pero los resultados de pruebas in vivo han sido
contradictorios y aplicaciones sobre cítricos para el control de mohos fueron inefectivas
(Plaza et al. 2003). A pesar de su potente actividad fungicida, la implementación comercial
de tratamientos poscosecha con base en aceites esenciales es fuertemente restringida en
frutas con cáscaras sensibles a fitotoxicidades tales como cítricos, manzanas y papaya. El
modo de acción de los aceites esenciales en Penicillium sp. y otros hongos no ha sido
determinado y se ha demostrado que su actividad antimicrobiana depende de su
hidrofocidad.
13
Bio-controladores
En estudios realizados en los últimos años, algunos agentes biocontroladores han
demostrado eficacia para la disminución de enfermedades poscosecha a nivel de
laboratorio. Con las pruebas realizadas se ha demostrado que los bio-controladores son más
efectivos cuando son aplicados antes de la cosecha para el control de enfermedades
poscosecha (Romanazzi et al. 2012).
Muscodor albus es un hongo que actúa produciendo compuestos volátiles y es efectivo para
el control del moho gris en uvas de mesa (Mlikota-Glaber et al. 2006). En racimos de uvas
inoculados, empacados en bolsas de polietileno e incubados durante 28 días a 0,5°C, la
incidencia del moho gris fue de 43% en fruta no tratada (testigo) y 5 o 4% cuando la
formulación del bio-controlador fue de 5 o 10g·kg-1 respectivamente. Sin embargo el
proceso de registro de este bio-controlador está suspendido por la toxicidad de uno de los
metabolitos secundarios que contiene.
Otro estudio reporta que con el uso de la levadura Hanssienaspora uvarum se reduce la
incidencia del moho gris de 55 a un 15% después de 50 días de almacenamiento a 0°C (Liu
et al. 2010 citado por Romanazzi et al. 2012).
14
MATERIALES Y MÉTODOS
3.1 Localización de la investigación y tratamientos
La investigación se realizó en el Laboratorio de Tecnología Poscosecha de la Universidad
de Costa Rica, el estudio se dividió en tres etapas:
3.2 Etapa I: Aislamiento de hongos y preparación de inóculo
Se recolectaron frutos con síntomas de las principales enfermedades poscosecha,
específicamente piña de la zona de San Carlos, papaya de la zona de Guácimo, y mango de
un supermercado. Para los aislamientos de los hongos se utilizaron las técnicas
convencionales descritas por Arauz (1998), empleando para el crecimiento de los
organismos el medio de cultivo PDA (papa-dextrosa-agar), el cual fue preparado según lo
recomendado por Durán et al. (1991). Los hongos recuperados fueron: Fusarium spp. y
Penicillium sp. de piña, Colletotrichum gloeosporioides y Lasiodiplodia theobromae de
mango y C. gloeosporioides de papaya. Estos hongos se reaislaron y almacenaron a 7° C,
para ser utilizados en las diferentes pruebas, incluyéndose también al hongo Chalara sp.,
patógeno poscosecha de piña y que se tenía almacenado en el laboratorio.
3.3 Etapa II: Determinación de la eficacia in vitro de compuestos GRAS en el
crecimiento de hongos causantes de enfermedades poscosecha en piña, mango y
papaya
3.3.1 Efecto in vitro sobre el diámetro del micelio
Se preparó una solución madre concentrada de cada uno de los compuesto GRAS en un
balón aforado de 250mL con agua destilada estéril o con alcohol al 50% (BHA y ACB), de
esta solución madre se tomaron alícuotas de diferente volumen para lograr soluciones hijas
a partir de las cuales, se dispensaron alícuotas de 5mL que se combinaron en un balón
15
aforado con PDA a 60°C, agitándose durante 10 minutos para obtener las concentraciones
finales para evaluar. Los compuestos BHA y ACB son insolubles solo en agua, de manera
que se disolvieron en una solución de alcohol al 50%, de manera que al combinarse con el
PDA, se obtuvo una concentración final de alcohol del 3%.
En los platos Petri conteniendo el PDA más cada uno de los compuestos GRAS en
diferentes concentraciones, se colocó un disco de 0,8 cm de diámetro de micelio de cada
uno de los hongos en estudio. Los platos Petri fueron sellados con papel Parafilm y se
colocaron en una incubadora por 10 días a 24 °C, con ciclos de 12 horas de luz y 12 horas
de oscuridad. Para cada uno de los hongos, se empleó un diseño irrestricto al azar, con 5
repeticiones por cada tratamiento. A continuación se presenta el cuadro 1 los hongos y
compuestos GRAS estudiados.
Cuadro 1. Hongos de diferentes frutos y compuestos GRAS evaluados en pruebas in vitro. Hongo Tratamiento Concentración (%)
C1 C2 C3
BCP 1 1,5 3
Fusarium spp. BCS 1 1,5 3
Penicillium sp. SBP 1 2 3
Chalara sp. PC 1 2 3
(De piña) ACB+Alcohol 3% 0,2 0,4 1
BHA+Alcohol 3% 0,4 0,7 1,2
Alcohol 3% - -
Testigo: PDA - - -
BCP 1 2 2,5
Colletotrichum BCS 1,5 2 3,5
gloeosporioides SBP 0,5 1,5 2,5
(De mango y papaya) PC 1 2 3
Lasiodiplodia ACB+Alcohol 3% 0,4 0,5 1
theobromae BHA+Alcohol 3% 0,3 0,6 1,2
(De mango) Alcohol 3% 3% - -
Testigo: PDA - - -
(BCP: bicarbonato de potasio, BCS: bicarbonato de sodio, SBP: sorbato de potasio, PC: propianato de calcio, ACB: ácido benzoico, BHA: butilhidroxianisol, Alcohol: etanol)
16
3.3.2 Efecto in vitro sobre la germinación de esporas
Se consideraron para las pruebas de germinación de esporas los hongos Fusarium spp. y
Penicillium sp., por ser dos de los principales hongos que afectan a la piña en poscosecha, y
dado que las pruebas in vivo se iban a realizar con este fruto.
Las suspensiones de esporas se realizaron tomando una tercera parte de la colonia de cada
hongo que creció en el plato Petri durante 10 días, la cual fue removida a otro plato al que
se le agregó 50 mL de agua estéril + una gota de Tween 80. Con ayuda de un asa, se
desprendió el micelio y esporas y esta suspensión fue pasada a través de gasa y trasladada a
un erlenmeyer, agregando más agua y dejándola en agitación aproximadamente durante 10
minutos. Luego de este tiempo, se tomaron cinco muestras de la suspensión, se colocaron
en un hematocitómetro y con la ayuda del microscopio se contó el número total de esporas
presentes en el cuadro principal del hematocitómetro. Utilizando la siguiente fórmula
(French y Hebert 1980), se calculó el número de esporas de las suspensiones madre y a
partir de estas se prepararon suspensiones de 2.000.000 esporas/mL de Penicillium sp. y
60.000 esporas/mL de Fusarium spp.
Promedio esporas en el cuadrado principal central X 10.000= número de esporas/mL.
Luego de preparadas las diferentes concentraciones de las sustancias GRAS, se colocó en
portaobjetos una gota de la solución GRAS y una gota de la suspensión de esporas de cada
hongo. Los portaobjetos fueron colocados en un plato Petri con papel toalla húmedo y se
almacenaron en una incubadora a 24 °C, durante 10 a 24 horas dependiendo del hongo a
evaluar.
3.3.3 Variables analizadas etapa II
1. Diámetro del micelio y porcentaje de cobertura de colonias del patógeno
Para todos los hongos, con excepción de Penicillium sp., se midió con una regla el diámetro
de crecimiento del micelio de la colonia después de diez días de incubación a 24 °C. En el
17
caso de Penicillium sp., se calculó el porcentaje de área del plato Petri cubierta por las
colonias del hongo, debido a que a la hora de colocar el disco de micelio con el hongo o
mover los platos a la cámara de incubación, por tener este hongo un tipo de esporulación
que favorece mucho la diseminación con el mínimo movimiento, se favorecía el
crecimiento de colonias en otros puntos aparte del punto donde se colocaba el disco con el
micelio.
2. Porcentaje de germinación de esporas
Se utilizó un microscopio Nikon y un portaobjetos con dos círculos de 16mm, en los cuales
se colocaron muestras de los diferentes tratamientos. En 5 puntos de cada círculo del
portaobjetos, se realizó un conteo al azar a las 10 o 24 h de establecida la prueba, de las
esporas germinadas y no germinadas de cada patógeno en estudio, considerando como
espora germinada, la que tuviera un tubo o tubos germinativos con un tamaño
correspondiente al menos de la mitad de la longitud de la espora. Se utilizó 2 portaobjetos
por tratamiento, para un total de 20 lecturas. Para cada uno de los hongos, se empleó un
diseño irrestricto al azar, con 4 repeticiones por cada tratamiento con los compuestos
GRAS.
3.4 Etapa III: Evaluación de los compuestos GRAS in vivo para el control de
enfermedades poscosecha en piña
3.4.1 Ensayo 1. Evaluación de los compuestos GRAS in vivo para el control del moho en
piña variedad MD-2
Se utilizó fruta proveniente de la zona de San Carlos. La selección de los tratamientos en
esta etapa se hizo con base en los resultados obtenidos en la primera parte del estudio,
utilizando los compuestos que presentaron mayor potencial para el control de los hongos
Penicillium sp. y Fusarium spp., asociados con el moho que se desarrolla en el corte de la
piña. Los compuestos fueron: ACB, BCP, BCS, BHA (cuadro 2) en las concentraciones
más altas evaluadas in vitro.
18
Cuadro 2. Tratamientos evaluados en el ensayo 1 in vivo en frutos de piña.
(BCP: bicarbonato de potasio, BCS: bicarbonato de sodio, ACB: ácido benzoico, BHA: butilhidroxianisol , Alcohol: etanol)
Los frutos de piña primero se desinfectaron en una solución de cloro a 100 mg/L. Los
tratamientos se aplicaron de la siguiente manera: a los frutos destinados a los tratamientos
con ACB y BHA se les aplicó la cera Sta Fresh 7055 (10%) (compuesta por parafina de
polietileno) como primer paso sumergiendo la fruta y sacándola inmediatamente, luego se
les aplicó por aspersión al corte de la piña (por ser el sitio donde se desarrolla
predominantemente el moho) cada uno de los compuestos GRAS. En cuanto al resto de los
tratamientos (tratamiento comercial, BCP y BCS), se disolvió el fungicida comercial o el
compuesto en agua y luego se mezcló con la cera Sta Fresh 7055 (10%), luego la fruta se
sumergió y se sacó al instante de la solución y se dejó secar. Posteriormente todos los
tratamientos menos el testigo absoluto se inocularon en la base del corte de la fruta con los
patógenos en estudio (Penicillium sp. 1.000.000 esporas/mL y Fusarium spp. 30.000
esporas/mL), ya que es en el corte donde se presenta normalmente el desarrollo de moho, y
es el sitio que revisan los inspectores de calidad cuando la piña llega a los mercados de
destino para garantizarse que se encuentre libre de la presencia de moho. La fruta fue
almacenada en una cámara fría a 7ºC ± 1 °C durante 15 días, simulando el tiempo y
condiciones de transporte al mercado europeo. Se utilizó un diseño irrestricto al azar, cada
tratamiento estuvo constituido por 5 repeticiones, cada repetición consistió en una caja con
6 frutos de piña, para un total de 30 frutos por tratamiento y un total de 210 frutos de piña
para el ensayo total.
Nº Tratamiento Dosis 1 Testigo Comercial (triadimefon 2g/L) 2g/L 2 Testigo Absoluto - 3 BCP 3% 3% 4 BCS 3% 3% 5 ACB + Alcohol 50% 1%+50% 6 BHA 1,2% + Alcohol 50% 1,2%+50% 7 Alcohol 50% 50%
19
Las evaluaciones de la calidad de la fruta se hicieron el día de establecido el ensayo, para
determinar la calidad con la que la fruta ingresó al almacenamiento. Luego se ejecutó otra
al finalizar el período de almacenamiento en frío (representado como 15+0, que significa
15 días en frío a 7 ± 1 ºC y 0 días en temperatura ambiente). Una tercera evaluación se
practicó dos días después de permanecer a temperatura ambiente (20°C) (15+2). Por
último, la cuarta evaluación se hizo al completar 5 días de permanecer a temperatura
ambiente (15+5), momento en que por lo general la piña se encuentra en anaquel para su
venta, y en el que la presencia del moho en el corte juega un papel importante para la
comercialización de la fruta.
En la primera evaluación se tomaron 5 piñas al azar del lote de frutas del ensayo, para
hacer el análisis de calidad inicial que incluyó color externo, brix, acidez, firmeza, las
cuales se detallan en el anexo 3. A la salida de cámara (15+0), se evaluaron en todas las
frutas las variables que no implicaban destrucción de ésta (como color externo, fruticulos
sanos, incidencia y severidad de moho) y en 50 % de la fruta, las variables de carácter
destructivo como brix, acidez, translucidez. A los 15+2, se consideraron para las
observaciones, las variables de carácter no destructivo. En la última evaluación (15+5), se
analizaron nuevamente todas las variables en el restante 50% de las frutas.
Se utilizó un diseño irrestricto al azar, cada tratamiento estuvo constituido por 5
repeticiones, cada repetición consistió en una caja con 6 frutos de piña, para un total de 30
frutos por tratamiento y un total de 210 frutos de piña para el ensayo total.
3.4.2 Ensayo 2. Evaluación de los compuestos GRAS in vivo en combinación con
triadimefon para el control del moho en piña variedad MD-2
Para el segundo ensayo en fruta se seleccionaron los tratamientos con los mejores
resultados obtenidos en la primera prueba in vivo y se combinaron con el fungicida
20
utilizado comercialmente, el triadimefon, a diferentes dosis. Para este ensayo se empleó la
cera Sta Fresh 2981 (compuesta por aceite vegetal, ácidos grasos de glicerol y ácidos grasos
de sorbitan), ya que muchas empresas piñeras sustituyeron la cera Stafresh 7055 por esta
nueva cera. El procedimiento de desinfección y montaje de los tratamientos se realizó de la
misma manera que la descrita para el ensayo anterior, así mismo la inoculación con los
hongos Penicillium sp. y Fusarium spp. A todos los frutos primero se les aplicó la cera y
luego cada tratamiento fue asperjado al corte de la fruta, con excepción del tratamiento
comercial, donde se combinó la cera Sta Fresh 2981con el fungicida comercial. A
continuación se describen los tratamientos aplicados a los frutos de piña (cuadro 3).
Cuadro 3. Tratamientos evaluados en el ensayo 2 in vivo en frutos de piña.
(ACB: ácido benzoico, BHA: butilhidroxianisol , Alcohol: etanol)
En este ensayo se evaluaron las mismas variables que fueron consideradas en el ensayo 1 in
vivo, con excepción del porcentaje de frutículos dañados que no se incluyó, ya que todos
los tratamientos de interés se aplicaron asperjados al corte de la fruta.
La evaluación de los tratamientos se realizó 15 días después de permanecer la fruta a 7 ±1 °
C (15+0) y 5 días después (15+5) de permanecer la fruta en almacenamiento a temperatura
ambiente (20±1°C).
Nº Tratamiento Dosis
1 Testigo Comercial (triadimefon 2g/L) 2g/L
2 Testigo Absoluto -
3 Alcohol 50% 50%
4 BHA + Alcohol 50% 1,2% + 50%
5 BHA + triadimefon 1,2% + 1g/L
6 BHA + triadimefon 1,2% + 0,5g/L
7 ACB + Alcohol 1% + 50%
8 ACB + triadimefon 1% + 1g/L
9 ACB + triadimefon 1%+ 0,5g/L
21
Se utilizó un diseño irrestricto al azar, cada tratamiento estuvo constituido por 5
repeticiones, cada repetición consistió en una caja con 6 frutos de piña, para un total de 30
frutos por tratamiento y un total de 270 frutos de piña para el ensayo en total.
3.4.3 Variables analizadas etapa III
1. Incidencia de moho.
Se contó el número total de frutos de piña por caja y el número de frutos con presencia de
moho en el corte y con esta información se calculó el porcentaje de frutos con moho.
Para esta y las demás variables se utilizaron 5 repeticiones por tratamiento en cada
evaluación.
2. Severidad de moho sobre el corte de la fruta.
Se utilizó una escala subjetiva para medir la severidad del moho sobre el corte de la fruta.
Los grados de la escala son: 0= sin presencia de moho, 1= desde presencia puntual de
moho hasta 25%, 2=más de 25 % de moho hasta 50%, 3=más de 50% de moho hasta 75%,
4= más de 75% a menos de 100%, 5=100%. Se calculó un índice de severidad por cada
repetición de acuerdo a la siguiente fórmula:
Índice de severidad (IS) = (∑na/(N-1) t) x 100, donde:
n= número de piñas en cada grado de severidad
a= grado de severidad
N= número de grados de la escala
t= total de piñas evaluadas
3. Porcentaje de frutículos dañados externamente.
Se seleccionó un área al azar de la fruta, con ayuda de un rectángulo de 12 cm x 8 cm, se
procedió a señalar la zona donde se contaron los frutículos totales y los frutículos dañados
para luego calcular el porcentaje de frutículos dañados.
22
4. Color externo de la fruta.
El color externo de la fruta se determinó con ayuda una tabla de color del fruto de piña
usada comercialmente, incluyendo desde grado 0 hasta 6 (anexo 1).
5. Porcentaje de avance de translucidez.
Se cortó la fruta por la mitad longitudinalmente y midió con una regla el largo de la piña y
se midió y el avance de la translucidez en la pulpa de la fruta.
6. Firmeza de la cáscara y la pulpa.
Se determinó utilizando un texturómetro Güss modelo G S-15. La firmeza de la cáscara se
midió en la zona ecuatorial de la fruta. Para la pulpa, se tomó una tajada de la zona central
de la fruta y se midió la firmeza en un punto entre el eje central y la cáscara.
7. Grados Brix (Sólidos solubles totales).
Se seleccionó un corte longitudinal de la pulpa, el cual se trituró, homogenizó y tomó una
muestra del jugo para medir, con ayuda de un refractómetro digital marca Atago Pocket
Pal-1, los sólidos solubles.
8. Porcentaje de acidez presente en la fruta.
Se determinó tomando 5 gramos aproximadamente de jugo, por medio de la técnica de
titulación, se determinó la cantidad de NaOH que se necesitó para neutralizar el ácido
cítrico presente en cada muestra de jugo de piña. Por medio de la siguiente fórmula se
calculó el % de acidez presente en los frutos de piña:
Acidez: ME.AC x C.NaOH x mL CM x 100 Peso M
ME.AC: Mili equivalente ácido cítrico
C.NaOH: Concentración de solución de hidróxido de sodio
mL CM: Mililitros de NaOH consumidos por la muestra.
Peso M: Peso de la Muestra.
23
3.5 Análisis estadístico
3.5.1 Determinación de la eficacia in vitro de los compuestos GRAS en el crecimiento de
hongos causantes de enfermedades en piña, mango y papaya.
Se realizó el ANDEVA para cada una de las variables, y la separación de medias entre
tratamientos se hizo mediante la prueba de Tukey (p ≤ 0,05).
3.5.2 Etapa III: Evaluación de los compuestos GRAS para el combate de enfermedades
poscosecha en piña.
Se hizo el ANDEVA para cada una de las variables analizadas y mediante la prueba de
Tukey (p ≤ 0,05) se analizó si existieron diferencias estadísticas entre los tratamientos.
24
ab
aa
c
bcbc
ab
bc
bc
aa
a a
bc
bc
bc
bc
bc
abc
c
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
0,2
%
0,4
%
1%
3%
1%
1,5
%
3%
1%
1,5
%
3%
0,4
%
0,7
%
1,2
%
1%
2%
3%
1%
2%
3%
ACB Alcohol BCP BCS BHA PC SBP Testigo
Po
rce
nta
je%
Tratamientos
RESULTADOS
DETERMINACIÓN DE LA EFICACIA IN VITRO DE LOS COMPUESTOS GRAS EN
EL CRECIMIENTO DE HONGOS CAUSANTES DE ENFERMEDADES
POSCOSECHA EN PIÑA, MANGO Y PAPAYA
4.1 Efecto in vitro de compuestos GRAS en el crecimiento de micelio de hongos
causantes de enfermedades poscosecha en piña
En la figura 1 se presentan los resultados para la variable de porcentaje de cobertura del
micelio de Penicillium sp. en el medio de cultivo PDA (papa-dextrosa-agar) con diferentes
tratamientos con compuestos GRAS. En los tratamientos con BHA (0,7% y 1,2%), la
expansión de micelio del hongo fue de 0%, en el caso de los tratamientos con ACB (0,4% y
1%), BCS (3%) y BHA (0,4%) el crecimiento de micelio de Penicillium sp. fue de 3%, 1%,
4% y 10%. Los demás tratamientos fluctuaron entre 28% de cobertura de micelio
correspondiente al BCP 3%, 74% del tratamiento testigo y 76% del tratamiento alcohol 3%.
Este último tratamiento modificó la coloración de la colonia, observándose el desarrollo de
un pigmento rojizo en el medio de cultivo.
Figura 1. Porcentaje de cobertura del micelio de Penicillium sp. aislado del fruto de piña en medio de cultivo (PDA) con diferentes compuestos GRAS. Las barras indican el error estándar. Letras distintas indican diferencias significativas (p<0,0001).
25
En la figura 2 se muestran los resultados para la variable de crecimiento del micelio de
Fusarium spp. en el medio de cultivo (PDA) en combinación de cada uno de los
compuestos GRAS. Al igual que con Penicillium sp., los tratamientos que no permitieron
crecimiento de micelio, medido como diámetro de micelio (DM) de Fusarium spp., fueron
BHA (0,4%, 0,7% y 1,2%) y ACB (0,4% y 1%). Los tratamientos con ACB (0,2%), alcohol
(3%) y SBP (1%, 2% y 3%) tuvieron un efecto de disminución del DM del hongo (2,4, 5,3,
6,3, 4,3 y 2,9 cm respectivamente) comparados con el testigo (8 cm). Con los demás
tratamientos, el DM fluctuó entre 7,9 cm (PC 3%) y 9,5 cm (BCS 1%). El alcohol
empleado en la disolución del BHA y el ACB disminuyó en un 44% el diámetro de micelio
de Fusarium spp., el resto de la reducción del DM observada fue ejercida por cada uno de
los compuestos. Los tratamientos con base en bicarbonatos parecen ser un sustrato
adecuado para el crecimiento del patógeno.
Figura 2. Diámetro del micelio de Fusarium spp. aislado del fruto de piña en medio de cultivo (PDA) con diferentes compuestos GRAS. Las barras indican el error estándar. Letras distintas indican diferencias significativas (p<0,0001). Los tratamientos con BHA (0,7% y 1,2%) y ACB (0,2%, 0,4% y 1%), no permitieron el
desarrollo del hongo Chalara sp. en el medio de cultivo PDA (figura 3). Con el tratamiento
con BHA 0,4%, el DM del hongo creció 1,4 cm, con los demás tratamientos, el crecimiento
b
a a
de
gg
g
g g g
a a a
defg fg
ef
cd
bc
g
0.0
1.0
2.0
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7.0
8.0
9.0
10.0
0,2
%
0,4
%
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3%
1%
1,5
%
3%
1%
1,5
%
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%
0,7
%
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%
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3%
1%
2%
3%
ACB Alcohol BCP BCS BHA PC SBP Testigo
Diá
me
tro
de
mic
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(cm
)
Tratamientos
26
Tratamiento pH Tratamiento pH
ACB 0,2% 4,84 BHA 0,4% 5,91
ACB 0,4% 4,53 BHA 0,7% 5,86
ACB 1 % 4,17 BHA 1,2% 5,98
Alcohol 3% 6,04 PC 1% 6,01
BCP 1% 6,87 PC 2% 6,15
BCP 1,5% 8,07 PC 3% 6,25
BCP 3% 8,22 SBP 1% 6,15
BCS 1% 7,37 SBP 2% 6,20
BCS 1,5% 7,65 SBP 3% 6,26
BCS 3% 8,03 Testigo 6,23
de micelio fluctuó entre 8,14 cm de DM cuando se incorporó SBP 3% y 9,5 cm al crecer
solo en PDA o con los tratamientos a base de PC, BCS y alcohol 3%.
Figura 3. Diámetro del micelio de Chalara sp. aislado del fruto de piña en medio de cultivo (PDA) con diferentes compuestos GRAS. Las barras indican el error estándar. Letras distintas indican diferencias significativas (p<0,0001).
Se midió el pH del medio de cultivo combinado con cada compuesto GRAS en estudio
(cuadro 4 y 5), según los resultados, el PDA combinado con PC, SBP, alcohol y testigo
presentaron pH similares entre 6,0 y 6,5. Los tratamientos con PDA a base de bicarbonatos
(BCP y BCS) tuvieron pH básicos, mientras que los tratamientos con PDA combinado con
ACB y BHA acidificaron el medio de cultivo, con pH bajos y progresivos con respecto a
las dosis en el caso del ACB y ligeramente bajos y constantes en el caso de BHA.
Cuadro 4. Valores de pH del medio de cultivo combinado con los compuestos GRAS a diferentes dosis para evaluar efecto sobre crecimiento de Penicillium sp., Fusarium spp. y Chalara sp.
a a a
d d d
c
d d d
b
a a
d d d d d
c
d
0
1
2
3
4
5
6
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9
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0,4
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1%
3%
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%
3%
1%
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%
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%
0,7
%
1,2
%
1%
2%
3%
1%
2%
3%
ACB Alcohol BCP BCS BHA PC SBP Testigo
Diá
me
tro
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mic
eli
o (
cm)
Tratamientos
27
Tratamiento pH Tratamiento pH
ACB 0,4% 3,93 BHA 0,3% 6,10
ACB 0,5% 3,69 BHA 0,6% 6,01
ACB 1 % 3,39 BHA 1,2% 6,00
Alcohol 3% 6,07 PC 1% 6,71
BCP 1% 7,80 PC 2% 6,64
BCP 2% 7,99 PC 3% 6,66
BCP 2,5% 8,06 SBP 0,5% 6,24
BCS 1,5% 8,14 SBP 1,5% 6,01
BCS 2% 8,27 SBP 2,5% 6,47
BCS 3,5% 8,40 Testigo 6,33
Cuadro 5. Valores de pH del medio de cultivo combinado con los compuestos GRAS a diferentes dosis para evaluar efecto sobre crecimiento de Colletorichum gloeosporioides (mango y papaya) y Lasiodiplodia theobromae (mango).
4.2 Efecto in vitro de compuestos GRAS sobre la germinación de esporas de hongos
causantes de enfermedades poscosecha en piña
Se determinaron diferencias significativas entre los tratamientos en estudio (p<0,0001) para
la variable germinación de esporas del hongo Penicillium sp. Los tratamientos (figura 4) en
los que no germinaron las esporas de Penicillium sp. fueron el BHA (0,7% y 1,2%) y el
ACB (0,4% y 1%), el tratamiento de ACB 0,2%, BCP 3%, BHA 0,4%, BCS 3%, alcohol
3%, y SBP 3% presentaron porcentajes bajos de germinación de esporas (6, 19, 22, 25, 26
y 27% de GE), el testigo (73%) y los tratamientos de bicarbonatos a bajas dosis
presentaron los porcentajes más altos de germinación de esporas. El tratamiento con
alcohol 3% inhibió en un 64% la germinación de esporas (GE) de Penicillium sp.
28
Figura 4. Porcentaje de germinación de esporas de Penicillium sp. aislado del fruto de piña en diferentes tratamientos con compuestos GRAS. Las barras indican el error estándar. Letras distintas indican diferencias significativas (p<0,0001). En el caso del hongo Fusarium spp. (figura 5), también se encontraron diferencias
significativas entre los tratamientos (p<0,0001) para la variable de germinación de esporas.
Con los tratamientos con BHA 1,2% y ACB (0,4% y 1%), no hubo germinación de esporas,
mientras que con los tratamientos con BHA (0,4% y 0,7%) y ACB 0,2% se presentaron
niveles muy bajos de germinación de esporas (8, 4 y 8% respectivamente). Los demás
tratamientos no inhibieron de manera significativa la germinación de esporas de Fusarium
spp.
aba a
cd
efg
ef
abc
de
cd
bc bc
a a
fgefg
efg
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0
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ACB Alcohol BCP BCS BHA PC SBP Testigo
Po
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Tratamiento
29
Figura 5. Porcentaje de germinación de esporas de Fusarium spp. aislado del fruto de piña en diferentes tratamientos con compuestos GRAS. Las barras indican el error estándar. Letras distintas indican diferencias significativas (p<0,0001). 4.3 Efecto in vitro de compuestos GRAS sobre el crecimiento de micelio de hongos
causantes de enfermedades poscosecha en mango y papaya
El BHA y el ACB inhibieron significativamente (p<0,0001) el crecimiento de C.
gloeosporioides en todas las dosis utilizadas (figura 6). Los tratamientos con alcohol 3% y
PC disminuyeron el crecimiento del hongo, los valores rondaron entre 5 y 8,5 cm de
diámetro de micelio. Los demás tratamientos no tuvieron efecto alguno sobre el
crecimiento del patógeno. El aporte de alcohol 3%, en el efecto de disminución del
crecimiento de micelio del hongo en los tratamientos de BHA y ACB fue de un 37,3%.
a a
b bcb
b
c c
bc
aa
a
bcbc
bc
bcbc
bc bc
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% 3%
1%
1,5
%
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%
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ACB Alcohol BCP BCS BHA PC SBP Testigo
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Tratamiento
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%
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%
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%
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3%
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%
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%
ACB Alcohol BCP BCS BHA PC SBP Testigo
Diá
me
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mic
eli
o (
cm)
Tratamientos
Figura 6. Diámetro de micelio de Colletotrichum gloeosporioides, aislado del fruto de mango en medio de cultivo (PDA) con diferentes compuestos GRAS. Las barras indican el error estándar. Letras distintas indican diferencias significativas (p<0,0001).
En la figura 7 se presentan los resultados para la variable de diámetro de micelio de C.
gloeosporioides aislado del fruto de papaya. Se encontraron diferencias significativas entre
los tratamientos (p<0,0001) y se confirmaron los resultados anteriores, donde el BHA y el
ACB inhibieron el crecimiento del C. gloeosporioides aislado del fruto de mango. En los
tratamientos con alcohol 3% y el SBP 2,5%, los valores de DM fueron de 2,4 y 4,1 cm
respectivamente, mientras que en el tratamiento con PC 2%, el hongo tuvo un crecimiento
de 7 cm y de 9 cm de DM en el tratamiento con BCP 1%. Según los resultados, el alcohol
3% aportó un 71,2% del efecto inhibitorio de los tratamientos con BHA y ACB.
31
a a a
b
hh gh gh efgh
ef
a a a
efg e ef
d cd
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0
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%
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0,6
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%
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2%
3%
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%
ACB Alcohol BCP BCS BHA PC SBP Testigo
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Tratamientos
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a a a
c c c c c c c
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%
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%
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3%
1%
2%
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%
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%
2%
3,5
%
0,3
%
0,6
%
1,2
%
1%
2%
3%
0,5
%
1,5
%
2,5
%
ACB Alcohol BCP BCS BHA PC SBP Testigo
Diá
me
tro
mic
eli
o (
cm)
Tratamiento
Figura 7. Diámetro de micelio de Colletotrichum gloeosporioides aislado del fruto de papaya en medio de cultivo (PDA) con diferentes compuestos GRAS. Las barras indican el error estándar. Letras distintas indican diferencias significativas (p<0,0001).
En las pruebas realizadas con el hongo L. theobromae nuevamente los compuestos BHA y
ACB inhibieron significativamente (p<0,0001) el crecimiento del hongo en todas las dosis
implementadas (figura 8). Los demás tratamientos no afectaron el crecimiento del micelio,
alcanzando valores de 9 cm de DM. En esta prueba, el alcohol 3% aportó 1,33% del efecto
inhibitorio de los tratamientos BHA y ACB.
Figura 8. Diámetro de micelio de Lasiodiplodia theobromae aislado del fruto de mango en medio de cultivo (PDA) con diferentes compuestos GRAS. Las barras indican el error estándar. Letras distintas indican diferencias significativas (p<0,0001)
32
4.4 Discusión
Esta es una de las primeras pruebas realizadas con sustancias GRAS buscando alternativas
a los fungicidas comerciales utilizados para el control de enfermedades poscosecha en piña,
mango y papaya, con el objetivo de determinar el potencial de los compuestos utilizados
sobre diferentes patógenos de importancia económica en cultivos tropicales.
Los resultados obtenidos indican que los compuestos butilhidroxianisol (BHA) y el ácido
benzoico (ACB) inhibieron el crecimiento in vitro de Penicillium sp., Fusarium spp.,
Chalara sp., Colletotrichum gloeosporioides, y Lasiodiplodia theobromae. Los
bicarbonatos lograron reducir parcialmente el crecimiento de Penicillium sp., pero no así
sobre los demás hongos en estudio. El PC y el SBP tienen pocos efectos en la reducción de
desarrollo de hongos como Penicillium sp. y C. gloeosporioides.
Los bicarbonatos usados en la industria alimentaria son reconocidos como seguros, tienen
un amplio espectro de propiedades antimicrobianas y son de menor costo comparado con
fungicidas comerciales. En estudios realizados para el control de mohos en cítricos, Zhang
y Swingle (2003) determinaron que el bicarbonato de potasio y sodio a una dosis de 3,4%
inhibieron el crecimiento del micelio de Penicillium sp., resultados que concuerdan con los
datos obtenidos en esta prueba donde el BCP 3% y BCS 3% redujeron el crecimiento del
micelio de Penicillium sp. entre 55% a 85% con respecto al testigo. Droby et al. (2003)
demostraron que el bicarbonato de potasio a dosis de 2% funcionó como protectante y
curativo contra Botritys cinerea y Penicillium expansum.
Según investigaciones realizadas por Homma et al. (1981), aunque el efecto inhibitorio del
bicarbonato no se explica totalmente por el efecto del pH, el valor de este debe de estar
entre 7,0 y 8,5 para tener un efecto inhibitorio in vitro sobre el moho verde (P. digitatum),
además se ha determinado que la reducción del crecimiento de hongos por efecto del BCS
es principalmente por el efecto alcalino del pH (Hasan et al. 2012). Los anteriores valores
33
de pH coinciden con los del medio PDA con algunos de los compuestos GRAS que se
incluyeron en este estudio, como los del bicarbonato de potasio y bicarbonato de sodio que
registraron datos de 8,22 y 8,03 respectivamente. El ión bicarbonato actúa sobre enzimas
que tienen influencia tóxica directa en el protoplasma de los patógenos (Palmer et al. 1997).
Además se ha demostrado que el bicarbonato de sodio inactiva las enzimas extracelulares
de Penicillium sp., en adición, los bicarbonatos interactúan directamente con las
membranas para alterar la actividad normal de estas o la fisiología celular en
concentraciones muy por debajo de la saturación (Palmer et al. 1997).
Para los demás hongos en estudio, los bicarbonatos no mostraron un potencial para reducir
el crecimiento, más bien en algunos casos, como en el de Fusarium spp., se encontró que
ese compuesto estimuló el crecimiento del hongo. Alvindia et al. (2004), mencionan una
alta tolerancia del hongo F. verticillioides, patógeno de banano, a sales como Na2CO3,
NaHCO3, CaCl2 y NACl comparado con otros patógenos. Deliopoulos et al. (2010) por su
lado, señalan que en estudios realizados con bicarbonatos, el control de enfermedades
depende de la combinación del cultivo, patógeno y bicarbonato, pudiendo tener resultados
diferentes en cada combinación.
Según los resultados obtenidos el propianato de calcio (PC) tuvo pocos efectos en la
reducción del crecimiento de algunos patógenos en estudio, como en el caso de Penicillium
sp. y C. gloeosporioides. El PC se ha utilizado desde hace mucho como aditivo de
alimentos y se conoce como un compuesto inhibidor de mohos y bacterias en granos y
harinas almacenadas. Según Biggs et al. (1994) el PC reduce la producción de
poligaracturonasa de varios patógenos como Leucostoma persoonii, de manera que
modifica la permeabilidad de la membrana citoplasmática, el transporte de electrones y la
actividad enzimática, las cuales pueden ser causantes de la inhibición de los patógenos. En
este estudio los resultados muestran que el PC no tiene la capacidad de reducción que
mostraron otros tratamientos utilizados sobre los patógenos que afectan la calidad de
mango, papaya y piña.
34
El ácido benzoico (ACB) es un ácido orgánico que ha sido utilizado para evitar la
proliferación de hongos en alimentos y los resultados obtenidos en esta investigación
mostraron su efecto en el control de Penicillium sp., Fusarium sp., Chalara sp., C.
gloeosporioides y L. theobromae. Según Khan et al. (2001), el ACB a 1mM inhibe el
crecimiento del micelio de Colletotrichum sp., lo que corrobora los resultados obtenidos
con los aislamientos de C. gloeosporioides de mango y papaya y los demás hongos en
estudio. Existen varias formas en las que puede actuar el ACB sobre los hongos, una es la
disminución del pH intracelular por la ionización de la molécula ácida disociada, otra es la
interrupción del transporte del sustrato por la alteración de la permeabilidad de la
membrana celular (Liewen 1991) y teóricamente pH bajos en el medio de cultivo
contribuyen a la inhibición de la germinación de esporas y crecimiento del micelio (Khan et
al. 2001).
El butilhidroxianisol (BHA) es un compuesto que se utiliza como preservante y
antioxidante, el cual inhibe peroxidación lipídica en muchos alimentos (Prusky et al. 1995).
Los resultados muestran la alta capacidad de este compuesto a diferentes dosis para inhibir
el crecimiento de micelio de todos los hongos en estudio. La actividad fungicida de este
producto se atribuye a diferentes mecanismos de acción afectando la membrana
citoplasmática del patógeno, alterando así su permeabilidad y la liberación de componentes
intracelulares, pero también puede causar la disfunción de la membrana en relación con el
transporte de electrones, la absorción de nutrientes, la síntesis de ácidos nucleicos y la
actividad ATPasa (Gould 1999). Thompson (1996) determinó que el BHA incrementó la
fuga de azúcares, aminoácidos y proteínas de Fusarium sp., lo que puede ayudar a explicar
los resultados obtenidos en este estudio. Aldunate et al. (1992) determinaron que el BHA
tiene un efecto directo sobre la cadena mitocondrial de los tripanosomas, de manera que
inhibe la respiración. Es importante mencionar que este compuesto presentó una alta
actividad inhibitoria sobre los patógenos poscosecha de mango, papaya y piña, y se
35
seleccionó junto con el ACB y los bicarbonatos para realizar las pruebas in vivo en los
frutos de piña.
Los compuestos GRAS presentaron resultados promisorios in vitro inhibiendo algunos de
ellos el crecimiento de patógenos poscosecha, por lo que podrían ser una nueva alternativa
al uso de fungicidas sintéticos en esa etapa, sin embargo, es indispensable evaluar la
eficacia que tienen al ser aplicados sobre los frutos, por lo que se decidió continuar con los
estudios y tomar como referencia las dosis más altas utilizadas in vitro, para llevar a cabo
las prueba in vivo.
36
ACB 1% 0,0 a 33,3 a 93,3 a 0,0 a 8,0 a 40,0 a 21,4 ab 19,6 a 21,1 aAlcohol 50% 70,0 b 100,0 b 100,0 a 21,3 bc 61,3 b 100,0 c 28,7 ab 26,3 a 31,9 aBCP 3% 72,9 b 100,0 b 100,0 a 25,4 bc 36,7 ab 85,7 bc 29,0 ab 34,9 a 51,0 bBCS 3% 80,0 b 100,0 b 100,0 a 32,3 c 61,7 b 96,0 c 34,7 b 26,9 a 35,7 abBHA 1,2% 0,0 a 20,0 a 86,7 a 0,0 a 4,0 a 37,3 a 19,6 a 25,9 a 27,8 aTestigo Comercial 45,3 b 93,3 b 100,0 a 9,6 ab 44,0 ab 74,7 b 25,4 ab 20,0 a 25,9 aTestigo Absoluto 63,3 b 100,0 b 100,0 a 20,0 bc 78,7 b 100,0 c 17,0 a 21,9 a 26,3 ap-valor 0,0001 0,0001 0,1501
Incidencia Moho
15+0 15+2 15+5 15+5
% Frutículos Dañados
0,1271 0,0009
15+2 15+5
Índice severidad Moho
0,0001 0,0001 0,0001
Tratamiento15+0 15+0 15+2
0,0042
EVALUACIÓN DE LOS COMPUESTOS GRAS IN VIVO PARA EL CONTROL DE
MOHO EN PIÑA VARIEDAD MD-2
4.5 Incidencia y severidad de moho
Los valores de incidencia de moho (IM) en la evaluación 15+0 (figura 6) fluctuaron entre
0,0% (ACB 1% y BHA 1,2%) y 80,0% (BCS 3%), presentándose diferencias significativas
entre los frutos tratados con los compuestos BHA, ACB y los demás tratamientos. En la
segunda evaluación, los tratamientos que mostraron menor IM fueron el ACB 1% (33,3%)
y BHA 1,2% (20%), donde se determinaron diferencias significativas entre las piñas
tratadas con BHA, ACB y los demás tratamientos. En la tercera evaluación (15+5) sólo
BHA 1,2% (86,7%) y ACB (93,3%) manifestaron un IM menor a 100%, sin observarse
diferencias significativas entre los tratamientos. Los tratamientos con BHA y ACB tuvieron
una incidencia de moho estadísticamente menor al tratamiento comercial en la evaluaciones
15+0 y 15+2 (p<0,0001).
Cuadro 6. Incidencia y índice de severidad de moho en piña y porcentaje de frutículos dañados en frutos de piña con diferentes tratamientos GRAS almacenados a 15+0, 15+2 y 15+5.
Promedios en cada columna con diferente letra presentan diferencias significativas según prueba de Tukey (p<= 0,05).
Para la variable índice de severidad de moho (IM) (cuadro 6), en la primera evaluación
(15+0) las frutas tratadas con ACB 1% y BHA 1,2% mostraron un IM de 0%,
37
diferenciándose estadísticamente (p<0,0001) del tratamiento con BCS 3%, con el que se
obtuvo un 32,3 % de IM. En la segunda evaluación (15+2), la severidad del moho aumentó
en la fruta de todos los tratamientos, siendo menor este incremento cuando se aplicaron los
tratamientos con el BHA 1,2% y el ACB 1%, con los cuales se desarrolló un menor índice
de severidad, 4 y 8% respectivamente, y fueron estadísticamente diferentes a los
tratamientos con alcohol 50%, BCS 3% y testigo absoluto, que tuvieron los mayores
valores. Para la tercera evaluación (15+5), nuevamente el menor valor de IM se obtuvo en
la fruta con los tratamientos con BHA 1,2% y con el ACB 1,2 %, los cuales fueron
estadísticamente diferentes al resto de los tratamientos, incluyendo el testigo comercial.
Por otra parte se determinaron diferencias estadísticas significativas entre los tratamientos
para la variable de porcentaje de frutículos dañados en las dos evaluaciones realizadas 15+0
y 15+5 (cuadro 6). Para la primera evaluación (15+0), se presentó el menor porcentaje de
frutículos afectados en el testigo absoluto y en el tratamiento con BHA con un 17% y un
19% respectivamente, mientras que el tratamiento con mayor porcentaje fue el de BCS 3%
con un 34,7%, sin diferenciarse estadísticamente estos tratamientos del tratamiento testigo
comercial. En la tercera evaluación, el tratamiento con mayor porcentaje de frutículos
afectados en los frutos de piña fue el BCP 3% con 51% y fue diferente estadísticamente al
testigo comercial. Es importante mencionar que las zonas de las frutas consideradas para la
observación de los frutículos afectados de los frutos de piña, se seleccionaron al azar en
cada evaluación, por lo que varió durante cada fecha, por lo que no se evaluaron los
mismos frutículos de la fruta en las tres evaluaciones.
4.6 Características físico-químicas de los frutos de piña
4.6.1 Firmeza de la cáscara y pulpa
No se encontraron diferencias significativas entre los tratamientos para las variable de
firmeza de cáscara de la piña en las dos evaluaciones realizadas (cuadro 7), los valores en la
primera evaluación fluctuaron entre 97,4N de la fruta del tratamiento BHA 1,2% y 109,3 N
38
ACB 1% 109,3 a 96,9 a 5,3 a 6,0 aAlcohol 50% 100,5 a 102,2 a 7,0 ab 5,6 aBCP 3% 101,1 a 104,6 a 6,0 a 5,6 aBCS 3% 108,6 a 99,3 a 6,8 ab 5,9 aBHA 1,2% 97,4 a 100,3 a 5,4 a 5,5 aTestigo Comercial 102,5 a 106,0 a 6,1 a 6,1 aTestigo Absoluto 105,5 a 108,4 a 9,4 b 6,4 ap-valor 0,6157 0,6081 0,0013 0,1191
15+515+015+515+0
PulpaCáscaraTratamiento
Firmeza
del tratamiento BCS 3%. Para la segunda evaluación la firmeza de la cáscara de la fruta
varió entre 96,9N (ACB 1%) y 108,4N (testigo absoluto).
Para la firmeza de la pulpa de la piña (cuadro 7), en la primera evaluación (15+0) se
determinaron diferencias significativas entre los tratamientos ACB 1%, BCP 3%, BHA
1,2%, testigo comercial con respecto al testigo absoluto, este fue el tratamiento en el cual se
presentaron los valores más altos para esta variable. En la segunda evaluación no se
determinaron diferencias significativas entre los tratamientos los cuales variaron entre 5,5N
(BHA 1,2%) y 6,4N (testigo absoluto).
Cuadro 7. Firmeza (Newtons) de la cáscara y pulpa de frutos de piña con diferentes tratamientos GRAS almacenados a15+0, 15+2 y 15+5. Promedios en cada columna con diferente letra presentan diferencias significativas según prueba de Tukey (p<= 0,05)
4.6.2 Color y translucidez
Para la variable de porcentaje de translucidez en la pulpa de la piña (cuadro 8) se
presentaron diferencias significativas entre los tratamientos en las dos evaluaciones
realizadas (15+0 y 15+5). En la primera evaluación, las diferencias estadísticas se
encontraron entre el tratamiento testigo absoluto en el que se registró frutas con menor
porcentaje de avance de translucidez, mientras que el mayor porcentaje lo presentó la piña
tratada con el BHA 1,2% (71,7%). En la evaluación 15+5, se observó el mismo patrón de la
primera evaluación, donde el testigo absoluto registró los valores más bajos de porcentaje
de translucidez de los tratamientos (70,3%), y el BHA los valores más altos (83,8%).
39
ACB 1% 2,7 b 2,8 a 3,5 ab 65,2 ab 75,6 abAlcohol 50% 2,7 b 2,8 a 3,9 b 70,3 ab 79,5 abBCP 3% 2,3 ab 2,3 a 3,4 ab 67,5 ab 76,4 abBCS 3% 2,5 b 2,5 a 3,8 ab 70,1 ab 76,3 abBHA 1,2% 2,6 b 3,1 a 3,7 ab 71,7 bc 83,8 bTestigo Comercial 2,0 ab 2,5 a 2,9 a 63,9 ab 76,0 abTestigo Absoluto 1,5 a 2,8 a 3,3 ab 62,6 a 70,3 ap-valor
Translucidez
15+0 15+5Tratamiento
0,00550,0001
15+0 15+2 15+5
Color
0,03650,3402 0,0079
1 2 3 4 5 6
ACB 1% 6,7 6,7 46,7 13,3 26,7 0,0Alcohol 50% 0,0 0,0 33,3 46,7 13,3 6,7BCP 3% 0,0 0,0 66,7 27,8 5,6 0,0BCS 3% 0,0 12,5 37,5 25,0 12,5 12,5BHA 1,2% 0,0 13,3 33,3 33,3 13,3 6,7Testigo Comercial 0,0 26,7 53,3 20,0 0,0 0,0Testigo Absoluto 0,0 20,0 53,3 6,7 20,0 0,0
TratamientoColor
Se encontraron diferencias significativas entre los tratamientos para la variable de color de
la fruta en la primera evaluación (15+0) y en la tercera (15+5) (cuadro 8). La piña que
presentó el menor color a 15+0 fue la del testigo absoluto (1,5), diferenciándose
estadísticamente de la fruta tratada con ACB 1%, alcohol 50%, BCS 3% y BHA 1,2%. En
la última evaluación, la única diferencia estadística se observó entre el tratamiento
comercial con el que se obtuvo el menor desarrollo de color (2,9), contrastando con el
tratamiento con alcohol 50% (3,9) que registró el mayor valor.
En el cuadro 9 se presenta la distribución porcentual de color en la última evaluación
(15+5), los datos indican que la mayoría de fruta presentó color 3 en primer lugar y color 4
en segundo lugar para todos los tratamientos. Tratamientos como BCP 3% no registraron
fruta con colores 1 y 2, sólo el tratamiento ACB 1% obtuvo fruta en color 1.
Cuadro 8. Color y porcentaje de translucidez en frutos de piña con diferentes tratamientos GRAS almacenados a15+0, 15+2 y 15+5. Promedios en cada columna con diferente letra presentan diferencias significativas según prueba de Tukey (p<= 0,05)
Cuadro 9. Distribución porcentual de color de los frutos piña por tratamiento almacenados a 15+5.
40
4.6.3 Sólidos solubles totales y acidez de la fruta
Se realizó una prueba de separación de medias para la variable sólidos solubles totales de
los frutos de piña, (cuadro 10) en la que no se determinó diferencias significativas entre
tratamientos en la primera evaluación (15+0), ni en 15+5. En la primera evaluación los
valores de SST fluctuaron entre 12,9% encontrados en la fruta tratada con el BCP 3% y
13,9% registrado para las piñas con los tratamientos ACB 1% y BHA 1,2%, en la segunda
evaluación, no se presentaron mayores diferencias en los contenidos de SST, los valores
estuvieron entren 13,0% y 13,4% de los tratamientos testigo comercial y BHA 1,2%
respectivamente.
Por otro lado se presentaron diferencias entre tratamientos para la variable de acidez
(cuadro 10) en la primera evaluación, específicamente entre las frutas con los tratamientos
BHA 1,2% (0,82) y el ACB 1%, que tuvieron los valores más bajos de acidez en relación
con la piña que recibió el tratamiento con alcohol 50%, que obtuvo el valor más alto (0,97).
Los demás tratamientos fluctuaron entre 0,90 y 0,96, encontrados en las piñas con los
tratamientos testigo comercial y el BCP 3% respectivamente. En 15+5 se mantuvo la
tendencia de la evaluación anterior, no se dieron diferencias significativas entre los
tratamientos, siendo el tratamiento BHA 1,2% el que presentó menor acidez (0,82), los
demás tratamientos variaron entre 0,85 y 0,91.
En cuanto a la relación sólidos solubles totales-acidez (cuadro 10), se evidenciaron
diferencias significativas entre tratamientos en la evaluación (15+0), donde el valor más
alto lo presentaron los tratamientos con BHA 1,2% (17,0) y con el ACB 1% (16,9), los
cuales se diferenciaron estadísticamente de los tratamientos con el alcohol 50%, BCP 3%,
BCS 3%, pero sin diferenciarse los dos primeros tratamientos del testigo comercial y
testigo absoluto. En la segunda evaluación, no se observaron diferencias significativas entre
los tratamientos, los cuales registraron valores entre 14,4 del BCS 3% y el alcohol 50%,
hasta valores de 16,8 del BHA 1,2%.
41
ACB 1% 13,9 a 13,1 a 0,83 a 0,90 a 16,9 b 14,7 aAlcohol 50% 13,2 a 13,1 a 0,97 b 0,91 a 13,7 a 14,5 aBCP 3% 12,9 a 13,2 a 0,96 b 0,86 a 13,5 a 15,4 aBCS 3% 13,1 a 13,1 a 0,95 b 0,91 a 13,8 a 14,4 aBHA 1,2% 13,9 a 13,4 a 0,82 a 0,82 a 17,0 b 16,6 aTestigo Comercial 13,5 a 13,0 a 0,90 ab 0,85 a 15,1 ab 15,4 aTestigo Absoluto 13,5 a 13,2 a 0,90 ab 0,85 a 15,1 ab 15,9 ap-valor
Tratamiento
0,0003 0,1070
SST/Acidez
0,0010 0,3249
15+0 15+5
0,96290,0693
AcidezSST
15+515+0 15+0 15+5
Cuadro 10. Porcentaje de sólidos solubles, acidez y relación sólidos solubles-acidez de frutos de piña almacenados a 15+0 y 15+5.
Promedios en cada columna con diferente letra presentan diferencias significativas según prueba de Tukey (p<= 0,05)
4.7 Discusión
Los resultados en la reducción de la incidencia y el índice severidad de moho son
indicadores del grado de eficacia de los tratamientos GRAS para el control de Penicillium
sp. y Fusarium spp. en el corte de la fruta de piña (cuadro 6). Los tratamientos con base en
ácido benzoico (ACB) y butilhidroxianisol (BHA) fueron los que mostraron mayor
inhibición de los patógenos, resultados que concuerdan con los datos obtenidos en las
pruebas in vitro. Estos tratamientos fueron más eficaces para disminuir el desarrollo de
moho en el pedúnculo de la fruta que el fungicida comercial triadimefon. Khan et al. (2001)
han comprobado los efectos inhibitorios de estos compuestos, encontraron que el BHA a
concentraciones de 5mM y ACB a 10mM dio un control significativo sobre C. musae en
banano, así mismo Prusky et al. (1995) establecieron que el BHA a 1,2 µg inhibió el
crecimiento de C. gloeosporioides en frutos de aguacate. Además estudios realizados en
Penicillium islandicum por Tseng y Tseng (1995), revelaron que dosis de 20 mg/kg
detienen el crecimiento del hongo en arroz, datos que confirman los resultados obtenidos en
esta investigación, donde el BHA y ACB redujeron el crecimiento de los patógenos sobre el
corte de la fruta, el cual tenía una presión de inóculo de 1.000.000 esporas/mL de
Penicillium sp y 30.000 esporas/mL de Fusarium sp.
42
Thompson (1997) encontró que la ED50 de BHA y ACB para especies de Fusarium sp. fue
de 50 a 75 μg/mL y 210 a 420 μg/mL respectivamente, mientras que para especies de
Penicillium sp. determinó que dosis de 250 a 3,000 μg/mL de ACB y 100 a 275 μg/mL de
BHA detienen el crecimiento del patógeno, sin embargo observó que son más susceptibles
las especies de Fusarium spp. que las de Penicillium sp. a estos compuestos.
Es importante mencionar que los demás tratamientos aplicados al pedúnculo de la fruta no
presentaron diferencias con respecto al testigo absoluto, presentando valores similares de
incidencia y severidad de los patógenos. El modo de acción de estos compuestos se discutió
en el apartado anterior. En el caso de los tratamientos con BCS y BCP, no coincidieron los
resultados de esta investigación con el buen control que se ha observado en cítricos para el
control de mohos causados por especies del género Penicillium digitatum. Con el BCP se
observó un mayor deterioro de los frutículos de la piña en comparación con el testigo
comercial, lo que podría estar asociado con fitotoxicidad. Una de las recomendaciones
dadas en cítricos para evitar la anterior situación es lavar las frutas luego de hacer el
tratamiento con el carbonato o bicarbonato (Smilanick et al. 1999). En investigaciones
realizadas con melón Galia, el bicarbonato de sodio al 2% en combinación con ceras,
redujo el deterioro en la fruta asociado con varios hongos en poscosecha, sin embargo, en el
tratamiento en que se empleó 3% de bicarbonato, se observó una fitotoxicidad (Aharoni et
al. 1997), lo que es un indicador de lo importante de definir las dosis a utilizar más
adecuadas en cada caso.
Aunque hay informes del efecto del etanol como compuesto con características
antimicrobianas (Karabulut et al. 2004) y en las pruebas in vitro realizadas en este trabajo
se confirmó, en las pruebas in vivo no se obtuvieron buenos resultados. Este tratamiento se
incluyó en el ensayo porque fue el solvente que se usó para la disolución del ACB y el
BHA.
43
Por otro lado la firmeza de la cáscara de la piña no fue afectada por los tratamientos GRAS.
En la firmeza de la pulpa de la fruta se dieron diferencias significativas entre el testigo
absoluto y los demás tratamientos en la evaluación 15+0, esta diferencia se presenta por el
uso de la cera en los demás tratamientos, la pulpa de las frutas del tratamiento testigo
absoluto se deshidrataron por la falta de cera, produciendo mayor firmeza a la hora de la
primera evaluación. Los tratamientos con ACB y BHA no se diferenciaron estadísticamente
del tratamiento testigo comercial. En la segunda evaluación, no se presentaron diferencias
ya que la fruta avanzó en senescencia, produciendo que la pulpa fuera menos firme en la
mayoría de los tratamientos.
Con respecto al color, no se dio un efecto de los tratamientos sobre el avance de esta
variable en la fruta, lo que se reflejó en la última evaluación, en la que se observó que la
distribución porcentual de los frutos de piña en los diferentes grados de color fue
semejante en todos los tratamientos.
En cuanto al avance de translucidez en la fruta, aunque no se presentaron diferencias
significativas con el testigo comercial, se observó una tendencia a que el avance en esta
fuera mayor en la fruta tratada con BHA. Según Soler (1994), la translucidez está asociada
a un estrés de naturaleza climática que produce una sensibilización a factores nutricionales
y genéticos, siendo el mecanismo físico que induce la translucidez el resultado de la
desaparición del aire de los espacios intercelulares en la pulpa de la fruta. Es importante
mencionar que la translucidez es un fenómeno que se da entre las 4 y 6 semanas antes de la
cosecha de la fruta (Paull y Reyes 1996) y en poscosecha sólo se puede disminuir su avance
por medio de la refrigeración, además las ceras poscosecha no influencian el incremento de
la translucidez en fruta almacenada, si no que disminuyen la severidad de la misma (Chen y
Paull 2001).
Sin embargo, es importante mencionar que el fenómeno de translucidez se presenta desde
campo, y es un proceso que se favorece en la época lluviosa y se manifiesta de manera
44
proporcional según el tamaño y color de la fruta, entre mayor el tamaño y color de la fruta
mayor, la probabilidad de desarrollo de translucidez. La fruta utilizada para esta
investigación, se cosechó entre Julio hasta Octubre, correspondiendo con plena época
lluviosa, por lo que pudo tener un alto grado de translucidez en el momento de la cosecha.
Los tratamientos no tuvieron influencia sobre los SST de la fruta en las dos evaluaciones
ejecutadas. Para la variable de acidez, solamente se observó una tendencia a que la fruta
tratada con ACB y BHA obtuvieron los menores valores para esta variable, sin
diferenciarse estadísticamente del testigo comercial.
45
ACB 1% 3,3 a 100,0 b 0,67 a 68,00 abcACB 1% + FC 0,5g/lL 3,3 a 80,0 a 0,67 a 57,33 abcACB 1% + FC 1 g/L 3,3 a 100,0 b 0,67 a 77,30 abcAlcohol 50% 53,3 b 100,0 b 10,67 b 93,33 cBHA 1,2% 3,3 a 100,0 b 0,67 a 53,33 abBHA 1,2% + FC 0,5g/L 3,3 a 93,3 ab 0,67 a 49,33 aBHA 1,2% + FC 1g/L 10,0 a 100,0 b 2,00 a 42,70 aTestigo Comercial (FC) 46,7 b 100,0 b 9,33 b 92,00 bcTestigo Absoluto (TA) 70,0 b 100,0 b 14,00 b 96,00 cp-valor < 0,0001
Índice severidad MohoIncidencia Moho
< 0,0001 0,0030 < 0,0001
15+5Tratamiento
15+0 15+5 15+0
EVALUACIÓN DE LOS COMPUESTOS GRAS EN COMBINACIÓN CON
TRIADIMEFON PARA EL CONTROL DE MOHO EN PIÑA VARIEDAD MD-2
4.8 Incidencia y Severidad de moho
Se realizó una prueba de separación de medias para la variable de incidencia de moho en el
corte de la fruta de piña en las dos evaluaciones realizadas (cuadro 11). Se determinaron
diferencias significativas entre los tratamientos en la primera (15+0) y segunda evaluación
(15+5). En la evaluación 15+0 los tratamientos con mayor incidencia fueron el testigo
absoluto (66,7%), alcohol 50% (53,3%) y el testigo comercial 1g/L (46,6%), los cuales se
diferenciaron estadísticamente de los tratamientos a base de BHA y ACB. En la segunda
evaluación, la fruta de la mayoría de los tratamientos alcanzaron el 100% de IM en el
pedúnculo de la fruta, solo la piña con el tratamiento con ACB+FC 0,5g/L presentó un
menor valor, de 80%, diferenciándose estadísticamente del resto de los tratamientos, con
excepción del tratamiento con BHA 1,2%+FC 0,5 g/L.
Cuadro 11. Incidencia (%) y índice de severidad de moho (IM) con diferentes tratamientos GRAS en combinación con triadimefon (FC) almacenados a 15+0 y 15+5.
Promedios en cada columna con diferente letra presentan diferencias significativas según prueba de Tukey (p<=0,05)
Para la variable índice de severidad de moho (IM) en el corte de la piña (cuadro 11), se
presentaron diferencias estadísticas significativas entre los tratamientos en las dos
46
evaluaciones realizadas (15+0 y 15+5). En la evaluación 15+0 la fruta con los tratamientos
que exhibieron los valores más altos fueron las del testigo absoluto (TA), alcohol 50% y el
testigo comercial con 14, 10,67 y 9,32% respectivamente, los cuales se diferenciaron
estadísticamente (p<0,0001) de los tratamientos con ACB 1% y BHA 1,2% solos o en
combinación con el fungicida comercial. En la evaluación 15+5, el IM continuó en
aumento en el pedúnculo de la fruta, los frutos de los tratamientos que presentaron el menor
IM fueron los de BHA 1,2%+FC 0,5g/L (42,70%) y el tratamiento BHA 1,2%+FC 1g/L
(49,33%), los cuales obtuvieron el menor ISM y se diferenciaron estadísticamente del
testigo comercial (p<0,0001).
4.9 Características físico-químicas de los frutos de piña
4.9.1 Firmeza de la cáscara y pulpa
En la firmeza de la cáscara de los frutos de piña (cuadro 12), no se dieron diferencias
significativas entre los tratamientos en la evaluación 15+0. En la segunda evaluación 15+5,
la diferencia se presentó entre los frutos del testigo comercial (91,3N) el cual tuvo la mayor
firmeza de cáscara y el tratamiento con ACB 1%+FC1g/L que registró el menor valor
(76,2N).
En cuanto a la firmeza de la pulpa de los frutos de piña (cuadro 12), se presentaron
diferencias significativas entre los tratamientos en la primera evaluación (15+0), mostrando
los valores más bajos los frutos de los tratamientos con ACB 1%+FC 0,5g/l (6,1N) y el
BHA 1% (6,2N), los cuales se diferenciaron estadísticamente de los frutos tratados con
ACB 1% (7,7N), testigo absoluto (7,4N) y testigo comercial (7,1 N), que obtuvieron los
mayores valores. En la evaluación 15+5, la fruta con el tratamiento con ACB 1% continuó
la tendencia de mantener la mayor firmeza de la pulpa, la cual fue significativamente mayor
en comparación con la de los tratamientos con ACB 1% + FC 1g/L, BHA 1,2 % y el
tratamiento testigo comercial (p<0,0101).
47
ACB 1% 94,0 a 82,5 ab 7,7 e 5,9 bACB 1% + FC 0,5g/L 80,8 a 86,0 ab 6,1 a 5,5 abACB 1% + FC 1 g/L 94,0 a 76,2 a 6,6 ab 4,6 aAlcohol 50% 87,5 a 84,9 ab 7,4 de 4,9 abBHA 1,2% 87,5 a 79,1 ab 6,2 a 4,6 aBHA 1,2% + FC 0,5g/L 83,0 a 84,7 ab 6,7 bc 5,0 abBHA 1,2% + FC 1g/L 86,0 a 87,3 ab 6,7 bc 4,8 abTestigo Comercial (FC) 86,3 a 91,3 b 7,1 cd 4,6 aTestigo Absoluto (TA) 91,0 a 79,9 ab 7,4 de 4,8 abp-valor
15+515+015+5
Tratamiento
Firmeza
Cáscara Pulpa
15+0
0,2170 0,0344 0,0480 0,0101
ACB 1% 2,0 a 2,6 a 65,0 ab 71,6 aACB 1% + FC 0,5g/L 1,7 a 3,0 a 63,9 ab 70,2 aACB 1% + FC 1 g/L 1,6 a 3,1 a 67,5 ab 70,4 aAlcohol 50% 2,3 a 3,1 a 56,6 a 66,8 aBHA 1,2% 2,1 a 2,9 a 69,6 ab 71,4 aBHA 1,2% + FC 0,5g/L 2,0 a 3,1 a 63,5 ab 69,9 aBHA 1,2% + FC 1g/L 1,4 a 2,9 a 72,5 b 71,5 aTestigo Comercial (FC) 1,6 a 2,8 a 67,1 ab 69,4 aTestigo Absoluto (TA) 2,0 a 4,6 b 62,0 ab 66,4 ap-valor
15+0
0,5442
Tratamiento15+0 15+5 15+5
TranslucidezColor
0,0559 <0,0001 0,0226
Cuadro 12. Firmeza (Newtons) de la cáscara y pulpa de frutos de piña con diferentes tratamientos GRAS solos o en combinación con triadimefon almacenados a 15+0 y 15+5.
Promedios en cada columna con diferente letra presentan diferencias significativas según prueba de Tukey (p<= 0,05)
4.9.2 Color y translucidez
Para la variable de avance de color de la fruta (cuadro 13) no se obtuvieron diferencias
significativas en la evaluación 15+0. En la segunda evaluación (15+5), sólo la fruta del
tratamiento testigo absoluto se distingue estadísticamente de los demás tratamientos, con un
promedio de avance de color de la fruta de 4,6, el color de la fruta de los demás
tratamientos fluctuaron entre 2,6 (ACB 1%) y 3,1 (alcohol 50%, BHA 1,2%+FC 0,5 g/L y
ACB 1%+FC 1 g/L).
Cuadro 13. Color y porcentaje de translucidez en frutos de piña con diferentes tratamientos GRAS solos o en combinación con triadimefon almacenados a 15+0 y 15+5.
Promedios en cada columna con diferente letra presentan diferencias significativas según prueba de Tukey (p<= 0,05)
48
0 1 2 3 4 5
ACB 1% 0,0 0,0 40,0 60,0 0,0 0,0ACB 1% + FC 0,5g/L 0,0 0,0 0,0 100,0 0,0 0,0ACB 1% + FC 1 g/L 0,0 0,0 6,7 80,0 13,3 0,0Alcohol 50% 0,0 0,0 13,3 73,3 0,0 13,3BHA 1,2% 0,0 0,0 13,3 86,7 0,0 0,0BHA 1,2% + FC 0,5g/L 0,0 0,0 6,7 73,3 20,0 0,0BHA 1,2% + FC 1g/L 0,0 0,0 13,3 86,7 0,0 0,0Testigo Comercial (FC) 0,0 0,0 26,7 66,7 6,7 0,0Testigo Absoluto (TA) 0,0 0,0 26,7 66,7 6,7 0,0
ColorTratamiento
En cuanto a la variable de translucidez en la pulpa de la piña, se presentaron diferencias
significativas entre los tratamientos en la primera evaluación (15+0), mostrando la fruta
tratada con BHA 1,2%+FC 1g/L el valor más alto (72,5%) y con diferencias estadísticas
con la translucidez registrada en la fruta tratada con alcohol 50% que fue la que obtuvo el
valor más bajo (56,6%). No se dieron diferencias estadísticas entre la translucidez de la
piña del tratamiento testigo comercial (p=0,0226) y el BHA 1,2%+FC 1g/L.
En el cuadro 14 se presenta la distribución porcentual de color de la piña en la evaluación
15+5, mostrando que la mayoría de los tratamientos registraron fruta en color 2, 3 y 4
respectivamente, ninguno de los tratamientos presentaron fruta con color 0 y 1, el
tratamiento con mayor retraso de aparición de color en la fruta fue el ACB 1%, con un 40%
de la fruta en color 2 y el resto de la fruta en color 3. El tratamiento con alcohol 50%
presentó el mayor avance de color de la piña con un 13% de fruta en color 5.
Cuadro 14. Distribución porcentual de color de fruta de piña por tratamiento almacenada a 15+5.
4.9.3 Sólidos solubles totales y acidez de la fruta
En el cuadro 15 se observan los datos de SST de los frutos de piña, en los cuales no hubo
diferencias significativas entre los tratamientos en las dos evaluaciones (15+0 y 15+5). En
la primera evaluación los valores de SST de los frutos fluctuaron entre 13,2 (BHA
49
ACB 1% 13,2 a 12,9 a 0,76 a 0,63 a 17,7 b 20,0 aACB 1% + FC 0,5g/L 13,3 a 12,5 a 0,77 a 0,61 a 17,5 b 21,2 aACB 1% + FC 1 g/L 13,3 a 12,2 a 0,83 a 0,68 a 16,0 ab 18,4 aAlcohol 50% 13,3 a 12,5 a 0,84 a 0,69 a 15,8 ab 18,5 aBHA 1,2% 13,4 a 12,8 a 0,77 a 0,64 a 17,3 b 20,3 aBHA 1,2% + FC 0,5g/L 13,2 a 12,4 a 0,79 a 0,62 a 16,7 ab 20,8 aBHA 1,2% + FC 1g/L 13,2 a 12,6 a 0,82 a 0,61 a 16,1 ab 21,6 aTestigo Comercial (FC) 13,3 a 12,8 a 0,77 a 0,67 a 17,6 b 18,8 aTestigo Absoluto (TA) 13,2 a 12,8 a 0,95 b 0,89 b 14,3 a 14,0 bp-valor
15+5
< 0,0001
15+0 15+5 15+0 15+5
0,0011
SST/AcidezSST AcidezTratamiento
15+0
< 0,00010,94000,9748 < 0,0001
1,2%+FC 0,5 g/L, BHA 1,2%+FC 1 g/L, TA y ACB 1%) y 13,4 (BHA 1,2%). En la
segunda evaluación se presentó una disminución en los SST de los frutos en todos los
tratamientos, los cuales variaron entre 12,2 (ACB 1%+FC 1 g/L) y 12,9 (ACB 1%).
En cuanto a la variable de acidez (cuadro 15) de los frutos de piña, se detectaron diferencias
significativas entre los tratamientos, específicamente entre la fruta del tratamiento testigo
absoluto y el resto de los tratamientos (p<0,0001), manteniéndose esta misma situación en
la segunda evaluación, en la que el mayor valor de acidez de los frutos fue obtenida por el
tratamiento testigo absoluto.
Para la relación entre SST/Acidez de los frutos de piña (cuadro 15), en la primera
evaluación 15+0, el mayor valor lo obtuvieron los frutos tratados con ACB 1%, ACB
1%+0,5g/L, BHA 1,2% y el testigo comercial, los cuales se diferenciaron estadísticamente
del testigo absoluto, que fue el tratamiento en el que se obtuvo la piña con el menor valor
de esta relación. En la evaluación 15+5, las diferencias estadísticamente significativas se
dieron entre la fruta del tratamiento testigo absoluto y el resto de los tratamientos.
Cuadro 15. Porcentaje de sólidos solubles, acidez y relación sólidos solubles-acidez de frutos de piña con diferentes tratamientos GRAS solos o en combinación con triadimefon almacenados a 15+0 y 15+5.
Promedios en cada columna con diferente letra presentan diferencias significativas según prueba de Tukey (p<= 0,05)
50
4.10 Discusión
Los resultados muestran que los compuestos ácido benzoico (ACB) y butilhidroxianisol
(BHA) afectan el desarrollo del moho en el corte de la piña, comprobándose los resultados
obtenidos en el primer ensayo in vivo. Es importante destacar que con el uso de estos
compuestos se logra disminuir la incidencia y severidad del moho sobre la fruta en
comparación con el fungicida comercial sólo (Cuadro 11). Con el fungicida solo, se alcanzó
valores de incidencia y severidad de moho en el pedúnculo de la piña muy similares al
testigo absoluto, en el cual no se aplicó ningún tratamiento. Al contrario, los tratamientos a
base de BHA y ACB entraron en categorías de tratamientos similares, con valores de
incidencia y severidad de moho bajos, exhibiendo un mejor control sobre el moho
desarrollado en el corte del pedúnculo de la fruta en comparación con el fungicida. No se
obtuvo ningún efecto adicional al combinar el ACB con el fungicida comercial, mientras
que con el BHA 1,1%+FC 1g/L se logró una mejor respuesta.
La utilización de estos compuestos en conjunto con fungicidas ha sido estudiada por varios
grupos de científicos, entre ellos Prusky et al. (1995) quienes determinaron que la
combinación de BHA (1.200 µg) + prochloraz (225µg i.a) presentó un efecto mayor sobre
el control de C. gloesporioides en aguacate que cada sustancia por separado a las mismas
dosis de la combinación. La efectividad de la combinación del BHA con el prochloraz
puede resultar de una adición o una acción de sinergismo que persiste por más de 21 días en
almacenamiento. También Khan et al. (2001), determinaron que la combinación de BHA
(5mM) con imazalil (0,45 mM) tiene un efecto de 63 a 80% de inhibición de C. musae en
banano, la forma en que actúan no está clara, pero se cree que el BHA afecta en que las
paredes de las membranas sean más débiles facilitando la entrada del fungicida dentro de
las células del hongo. Khan et al., (2001) también determinaron que el ACB y BHA por si
solos no dieron un buen control sobre el patógeno, sino que necesitaron de una
combinación para mejorar su efectividad, y mencionan que la misma combinación entre
51
estos compuestos GRAS es una opción que se debe estudiar, ya que podría significar una
nueva alternativa al control de enfermedades en poscosecha. Por otro lado, El-Mougy et al.
(2008) determinaron que el ácido benzoico tiene un efecto inhibitorio sobre el moho verde
y azul en lo cítricos, situación que corrobora los resultados obtenidos tanto en la prueba
anterior como en esta prueba.
En la actualidad, a raíz del uso intensivo del fungicida triadimefon en poscosecha en piña,
podría haberse dado una selección de aislados tolerantes al fungicida hacia patógenos como
Penicillium sp., ocasionando que su eficacia para el control de enfermedades decaiga, tal
como se ha reportado para el mildiu velloso en uvas (Ohio State University, 2004), para el
cual en un inicio el fungicida era eficaz para el control de esta enfermedad, sin embargo,
con el uso continuo se observó una pérdida de sensibilidad del hongo al fungicida.
En cuanto a las variables de calidad evaluadas como SST y acidez de la fruta, se determinó
que en la mayoría de ellas los tratamientos no tienen un efecto, y más bien los resultados
obtenidos pueden ser de origen aleatorio, no influenciando directamente el tratamiento las
cualidades físico-químicas de la fruta.
Para la variable de color se dieron diferencias significativas en 15+5 (cuadro 13), en esta
evaluación el único tratamiento que mostró un mayor avance de color fue la fruta del TA,
esto se produce por no tener la cobertura de la cera aplicada en los demás tratamientos los
cuales se comportaron de manera similar.
En cuanto a la translucidez, nuevamente se observó la tendencia a la fruta tratada con BHA
tuvieran los mayores valores, sin embargo, por no encontrarse diferencias significativas con
el testigo comercial y considerando que al igual que el tratamiento con ACB, fue aplicado
muy localizadamente, el comportamiento para esta variable podría estar más ligado a
condiciones de campo. La translucidez se da por la ruptura de las paredes celulares (Soler,
1994), ocasionando que los espacios intercelulares de los tejidos de la pulpa se llenen con
52
líquidos generando un gradiente de presión osmótica entre el floema y las células de la
pulpa. Esta alta presión osmótica, la disponibilidad de agua y acumulación de azúcar en el
apoplasto pueden favorecer la ocurrencia de la translucidez en la fruta (Chen y Paull 2001).
La translucidez de la piña aumenta conforme lo hace el color de maduración, posiblemente
por la reducción en la concentración de calcio especialmente en las frutas más grandes que
requieren mayor cantidad de este elemento para estabilizar la membrana celular. La
deficiencia de calcio es la razón fisiológica más importante relacionada con desórdenes
ocurridos poscosecha en frutas y vegetales. Esta deficiencia es a menudo causada por
factores genéticos, contenido insuficiente, disponibilidad de calcio en los suelos donde
crece el cultivo, su relación con otros elementos como el nitrógeno, potasio y el magnesio,
baja tasa de transpiración del cultivo debido a que este elemento se moviliza vía xilema
(Paull y Reyes 1996).
La translucidez es una variable que debe ser estudiada a profundidad ya que se conoce la
relación de factores climáticos y genéticos, sin embargo, no se conoce su evolución
fisiológica en la fruta con exactitud. Es definitivo que la translucidez no se puede controlar
en poscosecha, y es más bien un motivo de rechazo cuando se presenta en el proceso de
empaque, por lo tanto, es un fenómeno que se debe prevenir desde campo.
Discusión General
Los resultados obtenidos en los tres ensayos realizados destacan la actividad fungicida de
los compuestos GRAS utilizados, siendo mucho más efectivos en las pruebas in vitro que
en las pruebas directamente en fruta (in vivo). Como se ha mencionado muchos de estos
compuesto se utilizan en la actualidad como preservantes (BCS, BCP, SBP y PC),
antioxidantes como es el caso del BHA y agentes antimicrobianos como el ACB, el cual es
un ácido orgánico, que se puede encontrar en muchas frutas y vegetales (Gould, 1999).
53
Es importante mencionar que el potencial de estos compuesto se debe a las diferentes
formas de acción en que puede actuar el compuesto para reducir e inhibir el crecimiento de
patógenos como Penicillium sp., Fusarium spp., Chalara sp. Colletotrichum sp. y
Lasiodiplodia theobromae. Se ha señalado que la eficacia de los compuestos GRAS se
puede mejorar al combinarlos con otras sustancias, ya sea un fungicida (Prusky et al. 1995),
o un surfactante que ayude a la adherencia del compuesto sobre la fruta, de forma que
aumente su efectividad (Homma et al. 1981). Los resultados obtenidos en las pruebas in
vitro evidencian su eficacia para reducir, y en algunos casos para inhibir el crecimiento de
micelio de los patógenos evaluados, pero este efecto se redujo al ser aplicados directamente
en la fruta, como en el caso de la piña, por lo que valdría la pena evaluar otras
combinaciones con sustancias fungicidas o surfactantes.
De la misma manera muchos de estos compuestos GRAS demandan del establecimiento de
las dosis exactas para su aplicación, con el fin de aprovechar sus efectos de inhibición del
crecimiento de hongos patógenos pero evitando que pueden resultar fitotóxicos en frutas,
ya que se evidenció un aumento de frutículos dañados en frutas que se les aplicó BCS
(Deliopoulos et al. 2010).
Por otro lado existe una amplia gama de otros compuestos reconocidos como seguros, con
los cuales se pueden realizar investigaciones que den más opciones para el control de
enfermedades poscosecha en frutas tropicales, ya sean los mismos bicarbonatos, fosfatos,
silicatos, cloruros o fosfitos (Deliopoulos et al. 2010).
Por otro lado es importante mencionar que las cualidades internas de la fruta de piña no
fueron afectadas de forma significativa, de manera que estos compuestos no ejercen
cambios en la firmeza, color, acidez, brix, y translucidez de la fruta de piña, situación que
deja una ventana abierta para un avance en el estudio de estos compuestos como
controladores de enfermedades poscosecha en frutas tropicales.
54
CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
La eficacia de los compuestos GRAS es variable y depende del organismo evaluado y
de las dosis.
El ácido benzoico (ACB) y butilhidroxianisol (BHA) a las dosis más altas utilizadas en
este estudio tienen la capacidad de inhibir el crecimiento de micelio in vitro de
Penicillium sp., Fusarium sp., Chalara sp., Colletotrichum sp., y Lasiodiplodia sp.,
resultando como promisorios para el control de enfermedades en frutos como piña,
mango, papaya.
La germinación de esporas de Penicillium sp. y Fusarium sp. fue inhibida en un 100%
por las concentraciones más altas utilizadas de BHA y ACB.
El BCS 3%, tienen la capacidad de reducir el crecimiento de micelio in vitro de
Penicillium sp.
Los compuestos BCS (en dosis menores al 3%), PC, y el SBP no mostraron efectividad
para reducir el crecimiento de micelio in vitro de Penicillium sp., Fusarium sp.,
Chalara sp., Colletotrichum sp., y Lasiodiplodia sp.
Los compuestos BHA y ACB solos o en combinación con el fungicida triadimefon
fueron eficaces para el control de moho en el pedúnculo de la fruta, y dieron mejores
resultados que el uso del fungicida comercial triadimefon a 2g/L.
El problema del moho sobre el corte de la fruta de piña puede llegar a tener una
solución con la implementación de compuesto como el ACB y BHA, como alternativa
al uso fungicidas comerciales.
Las variables físico-químicas de los frutos de piña como firmeza, color, SST y acidez
no fueron influenciadas de manera directa por los tratamientos evaluados en este
estudio.
Se observó una tendencia a que la translucidez se aumentó por con el tratamiento a base
del fruto con el BHA, sin embargo, esta es una variable que requiere de más
55
investigación de forma que permita mejorar la compresión de los factores que la
afectan.
Se recomienda realizar estudios complementarios para confirmar los resultados
obtenidos en este estudio, así como la investigación para determinar la eficacia de más
compuestos catalogados como seguros (GRAS).
El BHA y ACB no son solubles solo en agua, por lo que se recomienda buscar otros
solventes alternativos al alcohol para disolver estos compuestos.
56
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65
ANEXOS
Anexo 1. Escala de color utilizada en las evaluaciones poscosecha.
Figura 1. Escala de color utilizada en las evaluaciones poscosecha para frutos de piña variedad MD-2.
66
Anexo 2.Datos de iniciales de calidad de fruta utilizada en las pruebas in vivo
Cuadro 3. Datos iniciales de calidad de fruta de primera prueba in vivo
Fruta Color Translucidez Acidez Brix
1 3 56,3 0,74 14,3
2 2 53,1 0,60 14,9
3 2 54,8 0,67 13,4
4 3 53,1 0,67 14,5
5 1 46,8 0,69 11,9
Promedio 2,2 52,8 0,67 13,8
Cuadro 4. Datos iniciales de calidad de fruta de segunda prueba in vivo
Fruta Color Translucidez Acidez Brix
1 2 52,1 0,71 13,5
2 3 56,7 0,66 14,0
3 3 60,3 0,64 15,3
4 1 59,2 0,68 12,6
5 3 61,2 0,58 14,3
Promedio 2,4 57,9 0,65 13,9
67
Anexo 3. Análisis de la varianza
Análisis de la varianza pruebas de eficacia in vitro y germinación de esporas
Patógeno: Penicillium sp.
Análisis de la varianza
Variable N R² R² Aj CV
% Cobert 100 0,75 0,69 43,81
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 70429,54 19 3706,82 12,51 <0,0001
Tramiento 70429,54 19 3706,82 12,51 <0,0001
Error 23713,01 80 296,41
Total 94142,56 99
Test:Tukey Alfa=0,05 DMS=40,06058
Error: 296,4127 gl: 80
Tramiento Medias n E.E.
BHA 1,2% 0,00 5 7,70 A
BHA 0,7% 0,00 5 7,70 A
ACB 1 % 1,00 5 7,70 A
ACB 0,4% 3,00 5 7,70 A
BCS 3% 4,00 5 7,70 A
BHA 0,4% 9,60 5 7,70 A
BCP 3% 28,42 5 7,70 A B
ACB 0,2% 33,00 5 7,70 A B
SBP 3% 36,00 5 7,70 A B C
PC 2% 51,00 5 7,70 B C
SBP 2% 52,00 5 7,70 B C
BCP 1,5% 52,84 5 7,70 B C
BCP 1% 56,63 5 7,70 B C
BCS 1,5% 57,00 5 7,70 B C
PC 3% 57,00 5 7,70 B C
PC 1% 62,00 5 7,70 B C
SBP 1% 65,00 5 7,70 B C
BCS 1% 68,00 5 7,70 B C
Testigo 73,89 5 7,70 C
Alcohol 3% 75,50 5 7,70 C Medias con una letra común no son significativamente diferentes(p<= 0,05)
Patógeno: Fusarium spp.
Variable N R² R² Aj CV
Diámetro mic 100 0,97 0,96 13,81
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
68
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 1382,59 19 72,77 130,26 <0,0001
Tratamiento 1382,59 19 72,77 130,26 <0,0001
Error 44,69 80 0,56
Total 1427,28 99
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=1,73916
Error: 0,5586 gl: 80
Tratamiento Medias n
BHA 1,2% 0,00 5 A
BHA 0,7% 0,00 5 A
BHA 0,4% 0,00 5 A
ACB 0,4% 0,00 5 A
ACB 1 % 0,00 5 A
ACB 0,2% 2,36 5 B
SBP 3% 2,94 5 B C
SBP 2% 4,26 5 C D
Alcohol 3% 5,34 5 D E
SBP 1% 6,26 5 E F
PC 3% 7,86 5 F G
PC 2% 7,96 5 F G
Testigo 8,22 5 G
PC 1% 8,26 5 G
BCP 1,5% 8,62 5 G
BCP 3% 8,70 5 G
BCP 1% 9,00 5 G
BCS 1% 9,50 5 G
BCS 1,5% 9,50 5 G
BCS 3% 9,50 5 G Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Patógeno: Chalara sp.
Variable N R² R² Aj CV
Diámetro mic 100 0,99 0,99 5,88
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 1755,45 19 92,39 613,90 <0,0001
Tratamiento 1755,45 19 92,39 613,90 <0,0001
Error 12,04 80 0,15
Total 1767,49 99
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=0,90269
Error: 0,1505 gl: 80
Tratamiento Medias n
BHA 0,7% 0,00 5 A
ACB 1 % 0,00 5 A
ACB 0,4% 0,00 5 A
ACB 0,2% 0,00 5 A
69
BHA 1,2% 0,00 5 A
BHA 0,4% 1,40 5 B
SBP 3% 8,14 5 C
BCP 3% 8,32 5 C
PC 1% 9,50 5 D
PC 2% 9,50 5 D
PC 3% 9,50 5 D
SBP 1% 9,50 5 D
Alcohol 3% 9,50 5 D
Testigo 9,50 5 D
SBP 2% 9,50 5 D
BCP 1,5% 9,50 5 D
BCP 1% 9,50 5 D
BCS 1% 9,50 5 D
BCS 1,5% 9,50 5 D
BCS 3% 9,50 5 D Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Patógeno: Colletotrichum gloeosporioides (Mango)
Variable N R² R² Aj CV
Diámetro mic 100 1,00 1,00 4,16
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 1540,61 19 81,08 1373,09 <0,0001
Tratamiento 1540,61 19 81,08 1373,09 <0,0001
Error 4,72 80 0,06
Total 1545,34 99
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=0,56544
Error: 0,0591 gl: 80
Tratamiento Medias n
BHA 1,2% 0,00 5 A
BHA 0,6% 0,00 5 A
BHA 0,3% 0,00 5 A
ACB 0,4% 0,00 5 A
ACB 0,5% 0,00 5 A
ACB 1 % 0,00 5 A
Alcohol 3% 5,64 5 B
PC 3% 6,66 5 C
PC 2% 7,14 5 C
PC 1% 7,88 5 D
BCP 2,5% 8,50 5 E
Testigo 9,00 5 E
BCS 1,5% 9,00 5 E
BCS 2% 9,00 5 E
BCS 3,5% 9,00 5 E
SBP 2,5% 9,00 5 E
BCP 1% 9,00 5 E
70
SBP 1,5% 9,00 5 E
SBP 0,5% 9,00 5 E
BCP 2% 9,00 5 E Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Patógeno: Colletotrichum gloeosporioides (Papaya)
Variable N R² R² Aj CV
Diámetro mic 100 0,98 0,98 10,86
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 1228,71 19 64,67 237,89 <0,0001
Tratamiento 1228,71 19 64,67 237,89 <0,0001
Error 21,75 80 0,27
Total 1250,46 99
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=1,21319
Error: 0,2718 gl: 80
Tratamiento Medias n
ACB 0,5% 0,00 5 A
ACB 0,4% 0,00 5 A
BHA 0,6% 0,00 5 A
BHA 0,3% 0,00 5 A
BHA 1,2% 0,00 5 A
ACB 1 % 0,00 5 A
Alcohol 3% 2,38 5 B
SBP 2,5% 4,10 5 C
SBP 1,5% 5,22 5 C D
SBP 0,5% 5,42 5 D
PC 2% 7,00 5 E
BCS 3,5% 7,04 5 E F
PC 3% 7,06 5 E F
PC 1% 7,20 5 E F G
BCS 2% 8,14 5 E F G H
Testigo 8,25 5 F G H
BCP 2,5% 8,32 5 G H
BCS 1,5% 8,38 5 G H
BCP 2% 8,54 5 H
BCP 1% 9,00 5 H Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Patógeno: Lasiodiplodia theobromae
Variable N R² R² Aj CV
Diámetro mic 100 1,00 1,00 0,60
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
71
Modelo 1697,83 19 89,36 63263,28 <0,0001
Tratamiento 1697,83 19 89,36 63263,28 <0,0001
Error 0,11 80 1,4E-03
Total 1697,94 99
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=0,08745
Error: 0,0014 gl: 80
Tratamiento Medias n
BHA 0,3% 0,00 5 A
BHA 0,6% 0,00 5 A
BHA 1,2% 0,00 5 A
ACB 0,4% 0,00 5 A
ACB 0,5% 0,00 5 A
ACB 1 % 0,00 5 A
Alcohol 3% 8,88 5 B
PC 3% 9,00 5 C
SBP 1,5% 9,00 5 C
SBP 2,5% 9,00 5 C
SBP 0,5% 9,00 5 C
PC 2% 9,00 5 C
PC 1% 9,00 5 C
BCP 2,5% 9,00 5 C
BCP 2% 9,00 5 C
BCP 1% 9,00 5 C
BCS 3,5% 9,00 5 C
BCS 2% 9,00 5 C
BCS 1,5% 9,00 5 C
Testigo 9,00 5 C Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Germinación de esporas
Patógeno: Penicillium sp.
Variable N R² R² Aj CV
%EG 80 0,94 0,91 21,94
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 49104,05 19 2584,42 45,66 <0,0001
Tratamiento 49104,05 19 2584,42 45,66 <0,0001
Error 3396,01 60 56,60
Total 52500,06 79
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=19,71483
Error: 56,6001 gl: 60
Tratamiento Medias n
BHA 0,7% 0,00 4 A
BHA 1,2% 0,00 4 A
ACB 0,4 % 0,00 4 A
72
ACB 1% 0,00 4 A
ACB 0,2 % 5,77 4 A B
BCP 3 % 18,64 4 A B C
BHA 0,4% 21,58 4 B C
BCS 3% 24,91 4 B C
Alcohol 3% 26,30 4 C D
SBP 3 % 27,36 4 C D
BCS 1,5% 32,24 4 C D
BCS 1% 45,50 4 D E
SBP 2 % 45,93 4 D E
BCP 1,5 % 52,79 4 E F
PC 3 % 53,68 4 E F G
PC 2% 61,96 4 E F G
BCP 1 % 63,78 4 E F G
PC 1% 66,04 4 F G
SBP 1% 66,20 4 F G
Testigo 73,13 4 G Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Patógeno: Fusarium spp.
Variable N R² R² Aj CV
%EG 80 0,96 0,95 14,51
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 87703,95 19 4616,00 78,04 <0,0001
Tratamiento 87703,95 19 4616,00 78,04 <0,0001
Error 3549,11 60 59,15
Total 91253,06 79
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=20,15433
Error: 59,1519 gl: 60
Tratamiento Medias n
ACB 1% 0,00 4 A
ACB 0,4 % 0,00 4 A
BHA 1,2% 0,00 4 A
BHA 0,7% 4,27 4 A
BHA 0,4% 7,73 4 A
ACB 0,2 % 8,42 4 A
BCP 1,5 % 63,43 4 B
BCP 3 % 64,76 4 B
Alcohol 3% 64,83 4 B
PC 3 % 68,48 4 B C
BCP 1 % 69,83 4 B C
SBP 2 % 73,09 4 B C
SBP 3 % 73,55 4 B C
PC 2% 73,75 4 B C
BCS 3% 76,72 4 B C
Testigo 78,50 4 B C
SBP 1% 78,98 4 B C
73
PC 1% 80,97 4 B C
BCS 1% 86,20 4 C
BCS 1,5% 86,89 4 C Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Evaluación 15+0. Ensayo 1 in vivo. Variable N R² R² Aj CV__
Inc moho (%) 35 0,72 0,66 46,26
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 34866,19 6 5811,03 12,10 <0,0001
Tratamiento 34866,19 6 5811,03 12,10 <0,0001
Error 13442,36 28 480,08
Total 48308,55 34
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=43,99670
Error: 480,0842 gl: 28
Tratamiento Medias n
ACB 1% 0,00 5 A
BHA 1,2% 0,00 5 A
Testigo Comercial 45,33 5 B
Testigo Absoluto 63,33 5 B
Alcohol 50% 70,00 5 B
BCP 3% 72,86 5 B
BCS 3% 80,00 5 B Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Variable N R² R² Aj CV
IS moho 35 0,67 0,60 59,21
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 4749,84 6 791,64 9,37 <0,0001
Tratamiento 4749,84 6 791,64 9,37 <0,0001
Error 2364,93 28 84,46
Total 7114,77 34
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=18,45405
Error: 84,4619 gl: 28
Tratamiento Medias n
ACB 1% 0,00 5 A
BHA 1,2% 0,00 5 A
Testigo 9,60 5 A B
Testigo Absoluto 20,00 5 B C
Alcohol 50% 21,33 5 B C
BCP 3% 25,43 5 B C
BCS 3% 32,29 5 C Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
74
Variable N R² R² Aj CV
% Frutículos dañados 35 0,47 0,36 27,10
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 1151,36 6 191,89 4,14 0,0042
Tratamiento 1151,36 6 191,89 4,14 0,0042
Error 1296,87 28 46,32
Total 2448,23 34
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=13,66567
Error: 46,3169 gl: 28
Tratamiento Medias n
Testigo Absoluto 17,04 5 A
BHA 1,2% 19,56 5 A
ACB 1% 21,41 5 A B
Testigo Comercial 25,41 5 A B
Alcohol 50% 28,70 5 A B
BCP 3% 28,97 5 A B
BCS 3% 34,74 5 B Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Variable N R² R² Aj CV__
Firmeza cás 35 0,14 0,00 11,02
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 584,82 6 97,47 0,75 0,6157
Tratamiento 584,82 6 97,47 0,75 0,6157
Error 3645,92 28 130,21
Total 4230,74 34
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=22,91322
Error: 130,2115 gl: 28
Tratamiento Medias n
BHA 97,38 5 A
Alcohol 50% 100,49 5 A
BCP 101,17 5 A
Testigo Comercial 102,45 5 A
Testigo Absoluto 105,45 5 A
BCS 108,61 5 A
ACB 109,33 5 A Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Variable N R² R² Aj CV
Firmeza Pulpa 35 0,52 0,42 20,95
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
75
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 57,46 6 9,58 5,06 0,0013
Tratamiento 57,46 6 9,58 5,06 0,0013
Error 52,95 28 1,89
Total 110,41 34
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=2,76141
Error: 1,8912 gl: 28
Tratamiento Medias n
ACB 5,30 5 A
BHA 5,44 5 A
BCP 5,99 5 A
Testigo Comercial 6,08 5 A
BCS 6,80 5 A B
Alcohol 50% 6,98 5 A B
Testigo Absoluto 9,36 5 B Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Variable N R² R² Aj CV__
Color 35 0,49 0,39 19,99
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 5,98 6 1,00 4,56 0,0024
Tratamiento 5,98 6 1,00 4,56 0,0024
Error 6,11 28 0,22
Total 12,09 34
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=0,93825
Error: 0,2183 gl: 28
Tratamiento Medias n
Testigo Absoluto 1,50 5 A
Testigo Comercial 2,03 5 A B
BCP 3% 2,29 5 A B
BCS 3% 2,48 5 B
BHA 1,2% 2,63 5 B
ACB 1% 2,70 5 B
Alcohol 50% 2,73 5 B Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Variable N R² R² Aj CV_
Translucidez 35 0,44 0,32 6,07
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 369,51 6 61,59 3,69 0,0079
Tratamiento 369,51 6 61,59 3,69 0,0079
Error 467,13 28 16,68
Total 836,64 34
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=8,20165
76
Error: 16,6832 gl: 28
Tratamiento Medias n
Testigo Absoluto 62,62 5 A
Testigo Comercial 63,86 5 A B
ACB 1% 65,21 5 A B
BCP 3% 67,49 5 A B
BCS 3% 70,05 5 A B
Alcohol 50% 70,31 5 A B
BHA 1,2% 71,68 5 B Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Variable N R² R² Aj CV
SST 35 0,32 0,18 4,29
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 4,45 6 0,74 2,23 0,0693
Tratamiento 4,45 6 0,74 2,23 0,0693
Error 9,31 28 0,33
Total 13,76 34
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=1,15764
Error: 0,3324 gl: 28
Tratamiento Medias n
BCP 3% 12,93 5 A
BCS 3% 13,05 5 A
Alcohol 50% 13,21 5 A
Testigo Absoluto 13,48 5 A
Testigo Comercial 13,53 5 A
BHA 1,2% 13,89 5 A
ACB 1% 13,91 5 A Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Variable N R² R² Aj CV
Acidez 35 0,58 0,49 5,85
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 0,11 6 0,02 6,37 0,0003
Tratamiento 0,11 6 0,02 6,37 0,0003
Error 0,08 28 2,8E-03
Total 0,19 34
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=0,10618
Error: 0,0028 gl: 28
Tratamiento Medias n
BHA 1,2% 0,82 5 A
ACB 1% 0,83 5 A
Testigo Comercial 0,90 5 A B
Testigo Absoluto 0,90 5 A B
BCS 3% 0,95 5 B
77
BCP 3% 0,96 5 B
Alcohol 50% 0,97 5 B Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Variable N R² R² Aj CV
SST/Acidez 35 0,53 0,43 9,68
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 66,76 6 11,13 5,27 0,0010
Tratamiento 66,76 6 11,13 5,27 0,0010
Error 59,16 28 2,11
Total 125,93 34
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=2,91884
Error: 2,1130 gl: 28
Tratamiento Medias n
BCP 3% 13,52 5 A
Alcohol 50% 13,71 5 A
BCS 3% 13,75 5 A
Testigo Absoluto 15,00 5 A B
Testigo Comercial 15,12 5 A B
ACB 1% 16,91 5 B
BHA 1,2% 17,07 5 B Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Evaluación 15+2. Ensayo 1 in vivo.
Variable N R² R² Aj CV
Inc moho (%) 35 0,81 0,77 22,81
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 37650,79 6 6275,13 19,77 <0,0001
Tratamiento 37650,79 6 6275,13 19,77 <0,0001
Error 8888,89 28 317,46
Total 46539,68 34
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=35,77718
Error: 317,4603 gl: 28
Tratamiento Medias n
BHA 1,2% 20,00 5 A
ACB 1% 33,33 5 A
Testigo Comercial 93,33 5 B
BCP 3% 100,00 5 B
Testigo Absoluto 100,00 5 B
BCS 3% 100,00 5 B
Alcohol 50% 100,00 5 B Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
78
Variable N R² R² Aj CV
IS moho 35 0,62 0,54 53,61
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 23686,82 6 3947,80 7,77 0,0001
Tratamiento 23686,82 6 3947,80 7,77 0,0001
Error 14229,33 28 508,19
Total 37916,15 34
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=45,26625
Error: 508,1902 gl: 28
Tratamiento Medias n
BHA 1,2% 4,00 5 A
ACB 1% 8,00 5 A
BCP 3% 36,67 5 A B
Testigo Comer 44,00 5 A B
Alcohol 50% 61,33 5 B
BCS 3% 61,67 5 B
Testigo Absoluto 78,67 5 B Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Variable N R² R² Aj CV
% Frutículos dañados 35 0,28 0,13 34,79
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 840,91 6 140,15 1,84 0,1271
Tratamiento 840,91 6 140,15 1,84 0,1271
Error 2131,69 28 76,13
Total 2972,60 34
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=17,52040
Error: 76,1317 gl: 28
Tratamiento Medias n
ACB 1% 19,63 5 A
Testigo Comercial 20,00 5 A
Testigo Absoluto 21,85 5 A
BHA 1,2% 25,93 5 A
Alcohol 50% 26,30 5 A
BCS 3% 26,94 5 A
BCP 3% 34,91 5 A Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Variable N R² R² Aj CV
Color 35 0,20 0,03 20,07
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 2,01 6 0,33 1,19 0,3402
Tratamiento 2,01 6 0,33 1,19 0,3402
Error 7,88 28 0,28
79
Total 9,88 34
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=1,06490
Error: 0,2813 gl: 28
Tratamiento Medias n
BCP 3% 2,30 5 A
BCS 3% 2,47 5 A
Alcohol 50% 2,53 5 A
Testigo Comercial 2,53 5 A
ACB 1% 2,80 5 A
Testigo Absoluto 2,80 5 A
BHA 1,2% 3,07 5 A Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Evaluación 15+5. Ensayo 1 in vivo. Variable N R² R² Aj CV
Inc moho (%) 35 0,27 0,11 9,17
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 825,40 6 137,57 1,73 0,1501
Tratamiento 825,40 6 137,57 1,73 0,1501
Error 2222,22 28 79,37
Total 3047,62 34
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=17,88859
Error: 79,3651 gl: 28
Tratamiento Medias n
BHA 1,2% 86,67 5 A
ACB 1% 93,33 5 A
Testigo Absoluto 100,00 5 A
Testigo Comercial 100,00 5 A
Alcohol 50% 100,00 5 A
BCP 3% 100,00 5 A
BCS 3% 100,00 5 A Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Variable N R² R² Aj CV
IS moho 35 0,89 0,87 12,92
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 22188,61 6 3698,10 38,10 <0,0001
Tratamiento 22188,61 6 3698,10 38,10 <0,0001
Error 2717,55 28 97,06
Total 24906,16 34
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=19,78204
Error: 97,0553 gl: 28
Tratamiento Medias n
BHA 1,2% 37,33 5 A
ACB 1% 40,00 5 A
80
Testigo Comer 74,67 5 B
BCP 3% 85,67 5 B C
BCS 3% 96,00 5 C
Alcohol 50% 100,00 5 C
Testigo Absoluto 100,00 5 C Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Variable N R² R² Aj CV
% Frutículos dañados 35 0,53 0,44 30,20
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 2890,64 6 481,77 5,36 0,0009
Tratamiento 2890,64 6 481,77 5,36 0,0009
Error 2514,49 28 89,80
Total 5405,13 34
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=19,02862
Error: 89,8032 gl: 28
Tratamiento Medias n
ACB 1% 21,11 5 A
Testigo Comercial 25,93 5 A
Testigo Absoluto 26,30 5 A
BHA 1,2% 27,78 5 A
Alcohol 50% 31,85 5 A
BCS 3% 35,65 5 A B
BCP 3% 51,02 5 B Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Variable N R² R² Aj CV
Firmeza cás 35 0,14 0,00 10,16
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 493,96 6 82,33 0,76 0,6081
Tratamiento 493,96 6 82,33 0,76 0,6081
Error 3037,64 28 108,49
Total 3531,60 34
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=20,91466
Error: 108,4873 gl: 28
Tratamiento Medias n
ACB 96,87 5 A
BCS 99,25 5 A
BHA 100,25 5 A
Alcohol 50% 102,21 5 A
BCP 104,59 5 A
Testigo Comercial 105,95 5 A
Testigo Absoluto 108,42 5 A Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
81
Variable N R² R² Aj CV
Firmeza pulpa 35 0,29 0,13 9,24
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 3,33 6 0,55 1,88 0,1191
Tratamiento 3,33 6 0,55 1,88 0,1191
Error 8,25 28 0,29
Total 11,58 34
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=1,08982
Error: 0,2946 gl: 28
Tratamiento Medias n
BHA 5,54 5 A
Alcohol 5,57 5 A
BCP 5,57 5 A
BCS 5,89 5 A
ACB 6,05 5 A
Testigo Comercial 6,06 5 A
Testigo Absoluto 6,43 5 A Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Variable N R² R² Aj CV
Color 35 0,36 0,23 13,13
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 3,33 6 0,56 2,65 0,0365
Tratamiento 3,33 6 0,56 2,65 0,0365
Error 5,87 28 0,21
Total 9,20 34
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=0,91913
Error: 0,2095 gl: 28
Tratamiento Medias n
Testigo Comercial 2,93 5 A
Testigo Absoluto 3,27 5 A B
BCP 3% 3,38 5 A B
ACB 1% 3,47 5 A B
BHA 1,2% 3,67 5 A B
BCS 3% 3,75 5 A B
Alcohol 50% 3,93 5 B Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Variable N R² R² Aj CV
Translucidez 35 0,46 0,34 6,02
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
82
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 506,42 6 84,40 3,95 0,0055
Tratamiento 506,42 6 84,40 3,95 0,0055
Error 598,54 28 21,38
Total 1104,96 34
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=9,28386
Error: 21,3764 gl: 28
Tratamiento Medias n
Testigo Absoluto 70,28 5 A
ACB 1% 75,60 5 A B
Testigo Comercial 76,03 5 A B
BCS 3% 76,27 5 A B
BCP 3% 76,43 5 A B
Alcohol 50% 79,51 5 A B
BHA 1,2% 83,80 5 B Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Variable N R² R² Aj CV
SST 35 0,05 0,00 5,23
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 0,66 6 0,11 0,23 0,9629
Tratamiento 0,66 6 0,11 0,23 0,9629
Error 13,27 28 0,47
Total 13,93 34
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=1,38259
Error: 0,4741 gl: 28
Tratamiento Medias n
Testigo Comercial 12,97 5 A
BCS 3% 13,06 5 A
Alcohol 50% 13,10 5 A
ACB 1% 13,14 5 A
BCP 3% 13,23 5 A
Testigo Absoluto 13,25 5 A
BHA 1,2% 13,43 5 A Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Variable N R² R² Aj CV
Acidez 35 0,25 0,09 7,40
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 0,04 6 0,01 1,56 0,1970
Tratamiento 0,04 6 0,01 1,56 0,1970
Error 0,12 28 4,1E-03
Total 0,15 34
83
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=0,12932
Error: 0,0041 gl: 28
Tratamiento Medias n
BHA 1,2% 0,82 5 A
Testigo Absoluto 0,85 5 A
Testigo Comercial 0,85 5 A
BCP 3% 0,86 5 A
ACB 1% 0,90 5 A
BCS 3% 0,91 5 A
Alcohol 50% 0,91 5 A Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Variable N R² R² Aj CV
SST/Acidez 35 0,21 0,04 10,83
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 20,00 6 3,33 1,22 0,3249
Tratamiento 20,00 6 3,33 1,22 0,3249
Error 76,39 28 2,73
Total 96,38 34
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=3,31656
Error: 2,7280 gl: 28
Tratamiento Medias n
BCS 3% 14,39 5 A
Alcohol 50% 14,40 5 A
ACB 1% 14,72 5 A
BCP 3% 15,37 5 A
Testigo Comercial 15,42 5 A
Testigo Absoluto 15,85 5 A
BHA 1,2% 16,61 5 A Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Evaluación 15+0. Ensayo 2 in vivo
Variable N R² R²Aj CV
Inc moho 45 0,79 0,74 66,78
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC Tipo III)
F.V. SC gl CM F Valor p
Modelo 28901,23 8 3612,65 16,96 <0,0001
Tratamiento 28901,23 8 3612,65 16,96 <0,0001
Error 7666,67 36 212,96
Total 36567,90 44
Test : Tukey Alfa: 0,05 DMS: 30,47130
Error: 212,9630 gl: 36
Tratamiento Medias n
BHA 1,2% + triad 0,5g.. 3,33 5 A
84
BHA 1,2% 3,33 5 A
ACB 1% + triad 1g/L 3,33 5 A
ACB 1% + triad 0,5g/L.. 3,33 5 A
ACB 1% 3,33 5 A
BHA 1,2% +triad 1g/L 10,00 5 A
Testigo Comercial 46,67 5 B
Alcohol 50% 53,33 5 B
Testigo Absoluto 70,00 5 B
Letras distintas indican diferencias significativas(p<=0,05)
Variable N R² R² Aj CV
Indice moho 45 0,79 0,74 66,78
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 1156,05 8 144,51 16,96 <0,0001
Tratamiento 1156,05 8 144,51 16,96 <0,0001
Error 306,67 36 8,52
Total 1462,72 44
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=6,09426
Error: 8,5185 gl: 36
Tratamiento Medias n
ACB 1% + triad 0,5g/L.. 0,67 5 A
BHA 1,2% + triad 0,5g.. 0,67 5 A
BHA 1,2% 0,67 5 A
ACB 1% 0,67 5 A
ACB 1% + triad 1g/L 0,67 5 A
BHA 1,2% +triad 1g/L 2,00 5 A
Testigo Comercial 9,33 5 B
Alcohol 50% 10,67 5 B
Testigo Absoluto 14,00 5 B Letras distintas indican diferencias significativas(p<= 0,05)
Variable N R² R²Aj CV
Color 45 0,32 0,17 24,82
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC Tipo III)
F.V. SC gl CM F Valor p
Modelo 3,66 8 0,46 2,15 0,0559
Tratamiento 3,66 8 0,46 2,15 0,0559
Error 7,67 36 0,21
85
Total 11,33 44
Test : Tukey Alfa: 0,05 DMS: 0,96359
Error: 0,2130 gl: 36
Tratamiento Medias n
BHA 1,2% +triad 1g/L 1,40 5 A
Testigo Comercial 1,57 5 A
ACB 1% + triad 1g/L 1,63 5 A
ACB 1% + triad 0,5g/L.. 1,67 5 A
BHA 1,2% + triad 0,5g.. 2,00 5 A
Testigo Absoluto 2,03 5 A
ACB 1% 2,03 5 A
BHA 1,2% 2,07 5 A
Alcohol 50% 2,33 5 A
Letras distintas indican diferencias significativas(p<=0,05)
Variable N R² R²Aj CV
Translucidez 45 0,37 0,23 9,76
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC Tipo III)
F.V. SC gl CM F Valor p
Modelo 851,02 8 106,38 2,62 0,0226
Tratamiento 851,02 8 106,38 2,62 0,0226
Error 1460,80 36 40,58
Total 2311,82 44
Test : Tukey Alfa: 0,05 DMS: 13,30096
Error: 40,5778 gl: 36
Tratamiento Medias n
Alcohol 50% 56,58 5 A
Testigo Absoluto 62,04 5 A B
BHA 1,2% + triad 0,5g.. 63,49 5 A B
ACB 1% + triad 0,5g/L.. 63,87 5 A B
ACB 1% 64,96 5 A B
Testigo Comercial 67,06 5 A B
ACB 1% + triad 1g/L 67,47 5 A B
BHA 1,2% 69,61 5 A B
BHA 1,2% +triad 1g/L 72,49 5 B
Letras distintas indican diferencias significativas(p<=0,05)
Variable N R² R²Aj CV
SST 45 0,05 0,00 3,27
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC Tipo III)
F.V. SC gl CM F Valor p
Modelo 0,39 8 0,05 0,26 0,9748
Tratamiento 0,39 8 0,05 0,26 0,9748
Error 6,77 36 0,19
Total 7,16 44
86
Test : Tukey Alfa: 0,05 DMS: 0,90571
Error: 0,1881 gl: 36
Tratamiento Medias n
BHA 1,2% +triad 1g/L 13,16 5 A
Alcohol 50% 13,17 5 A
ACB 1% + triad 1g/L 13,17 5 A
BHA 1,2% + triad 0,5g.. 13,19 5 A
ACB 1% 13,29 5 A
BHA 1,2% 13,31 5 A
Testigo Comercial 13,34 5 A
Testigo Absoluto 13,35 5 A
ACB 1% + triad 0,5g/L.. 13,43 5 A
Letras distintas indican diferencias significativas(p<=0,05)
Variable N R² R²Aj CV
Acidez 45 0,64 0,56 5,74
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC Tipo III)
F.V. SC gl CM F Valor p
Modelo 0,14 8 0,02 7,90 <0,0001
Tratamiento 0,14 8 0,02 7,90 <0,0001
Error 0,08 36 2,2E-03
Total 0,21 44
Test : Tukey Alfa: 0,05 DMS: 0,09708
Error: 0,0022 gl: 36
Tratamiento Medias n
ACB 1% 0,76 5 A
Testigo Comercial 0,77 5 A
BHA 1,2% 0,77 5 A
ACB 1% + triad 0,5g/L.. 0,77 5 A
BHA 1,2% + triad 0,5g.. 0,79 5 A
BHA 1,2% +triad 1g/L 0,82 5 A
ACB 1% + triad 1g/L 0,83 5 A
Alcohol 50% 0,84 5 A
Testigo Absoluto 0,95 5 B
Letras distintas indican diferencias significativas(p<=0,05)
Variable N R² R²Aj CV
SST/Acidez 45 0,49 0,37 7,37
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC Tipo III)
F.V. SC gl CM F Valor p
Modelo 51,14 8 6,39 4,29 0,0011
Tratamiento 51,14 8 6,39 4,29 0,0011
Error 53,61 36 1,49
Total 104,75 44
87
Test : Tukey Alfa: 0,05 DMS: 2,54818
Error: 1,4893 gl: 36
Tratamiento Medias n
Testigo Absoluto 14,27 5 A
Alcohol 50% 15,79 5 A B
ACB 1% + triad 1g/L 16,00 5 A B
BHA 1,2% +triad 1g/L 16,14 5 A B
BHA 1,2% + triad 0,5g.. 16,75 5 A B
BHA 1,2% 17,34 5 B
ACB 1% + triad 0,5g/L.. 17,50 5 B
Testigo Comercial 17,60 5 B
ACB 1% 17,70 5 B
Letras distintas indican diferencias significativas(p<=0,05)
Variable N R² R²Aj CV
Firmeza cás 45 0,24 0,07 9,65_____
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC Tipo III)
F.V. SC gl CM F Valor p
Modelo 821,75 8 102,72 1,43 0,2170
Tratamiento 821,75 8 102,72 1,43 0,2170
Error 2582,30 36 71,73
Total 3404,04 44
Test : Tukey Alfa: 0,05 DMS: 17,68442
Error: 71,7305 gl: 36
Tratamiento Medias n
ACB 1% + triad 0,5g/L.. 80,77 5 A
BHA 1,2% +triad 0,5g/.. 83,03 5 A
BHA 1,2%+triad 1g/L 86,01 5 A
Testigo Comercial 86,35 5 A
BHA 1,2% 87,49 5 A
Alcohol 50% 87,50 5 A
Testigo Absoluto 90,97 5 A
ACB 1% +triad 1g/L 93,98 5 A
ACB 1% 94,00 5 A
Letras distintas indican diferencias significativas(p<=0,05)
Variable N R² R²Aj CV
Firmeza pulpa 45 0,33 0,18 12,30
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC Tipo III)
F.V. SC gl CM F Valor p
Modelo 12,77 8 1,60 2,23 0,0480
Tratamiento 12,77 8 1,60 2,23 0,0480
Error 25,77 36 0,72
Total 38,54 44
Test : Tukey Alfa: 0,05 DMS: 0,46690
88
Error: 0,0500 gl: 36
Tratamiento Medias n
ACB 1% + triad 0,5g/L.. 6,14 5 A
BHA 1,2% 6,18 5 A
ACB 1% +triad 1g/L 6,59 5 A B
BHA 1,2% +triad 0,5g/.. 6,67 5 B C
BHA 1,2%+triad 1g/L 6,67 5 B C
Testigo Comercial 7,12 5 C D
Testigo Absoluto 7,36 5 D E
Alcohol 50% 7,42 5 D E
ACB 1% 7,75 5 E
Letras distintas indican diferencias significativas(p<=0,05)
Evaluación 15+5. Ensayo 2 in vivo
Variable N R² R²Aj CV
Inc moho 45 0,45 0,33 8,10
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC Tipo III)
F.V. SC gl CM F Valor p
Modelo 1827,16 8 228,40 3,70 0,0030
Tratamiento 1827,16 8 228,40 3,70 0,0030
Error 2222,22 36 61,73
Total 4049,38 44
Test : Tukey Alfa: 0,05 DMS: 16,40519
Error: 61,7284 gl: 36
Tratamiento Medias n
ACB 1% + triad 0,5g/l.. 80,00 5 A
BHA 1,2% + triad 0,5g.. 93,33 5 A B
BHA 1,2% + triad 1g/L.. 100,00 5 B
Testigo Absoluto 100,00 5 B
Testigo Comercial 100,00 5 B
ACB 1% 100,00 5 B
ACB 1% + triad 1g/L 100,00 5 B
Alcohol 50% 100,00 5 B
BHA 1,2% 100,00 5 B
Letras distintas indican diferencias significativas(p<=0,05)
Variable N R² R² Aj CV
Indice moho 45 0,57 0,48 26,76
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo 16873,09 8 2109,14 6,02 0,0001
Tratamiento 16873,09 8 2109,14 6,02 0,0001
Error 12604,44 36 350,12
Total 29477,53 44
89
Test:Tukey Alfa:=0,05 DMS:=39,07055
Error: 350,1235 gl: 36
Tratamiento Medias n
BHA 1,2% + triad 1g/L.. 42,67 5 A
BHA 1,2% + triad 0,5g.. 49,33 5 A
BHA 1,2% 53,33 5 A B
ACB 1% + triad 0,5g/L.. 57,33 5 A B C
ACB 1% 68,00 5 A B C
ACB 1% + triad 1g/L 77,33 5 A B C
Testigo Comercial 92,00 5 B C
Alcohol 50% 93,33 5 C
Testigo Absoluto 96,00 5 C Letras distintas indican diferencias significativas(p<=
Variable N R² R²Aj CV
Color 45 0,72 0,66 12,13
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC Tipo III)
F.V. SC gl CM F Valor p
Modelo 13,55 8 1,69 11,82 <0,0001
Tratamiento 13,55 8 1,69 11,82 <0,0001
Error 5,16 36 0,14
Total 18,70 44
Test : Tukey Alfa: 0,05 DMS: 0,79018
Error: 0,1432 gl: 36
Tratamiento Medias n
ACB 1% 2,60 5 A
Testigo Comercial 2,80 5 A
BHA 1,2% + triad 1g/L.. 2,87 5 A
BHA 1,2% 2,87 5 A
ACB 1% + triad 0,5g/l.. 3,00 5 A
ACB 1% + triad 1g/L 3,07 5 A
BHA 1,2% + triad 0,5g.. 3,13 5 A
Alcohol 50% 3,13 5 A
Testigo Absoluto 4,60 5 B
Letras distintas indican diferencias significativas(p<=0,05)
Variable N R² R²Aj CV
Translucidez 45 0,16 0,00 6,61
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC Tipo III)
F.V. SC gl CM F Valor p
Modelo 149,11 8 18,64 0,88 0,5442
Tratamiento 149,11 8 18,64 0,88 0,5442
Error 764,43 36 21,23
90
Total 913,54 44
Test : Tukey Alfa: 0,05 DMS: 9,62179
Error: 21,2341 gl: 36
Tratamiento Medias n
Testigo Absoluto 66,39 5 A
Alcohol 50% 66,82 5 A
Testigo Comercial 69,37 5 A
BHA 1,2% + triad 0,5g.. 69,86 5 A
ACB 1% + triad 0,5g/L.. 70,22 5 A
ACB 1% + triad 1g/L 70,42 5 A
BHA 1,2% 71,42 5 A
BHA 1,2% + triad 1g/L.. 71,48 5 A
ACB 1% 71,58 5 A
Letras distintas indican diferencias significativas(p<=0,05)
Variable N R² R²Aj CV
SST 45 0,29 0,14 3,14
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC Tipo III)
F.V. SC gl CM F Valor p
Modelo 2,36 8 0,29 1,88 0,0940
Tratamiento 2,36 8 0,29 1,88 0,0940
Error 5,65 36 0,16
Total 8,01 44
Test : Tukey Alfa: 0,05 DMS: 0,82715
Error: 0,1569 gl: 36
Tratamiento Medias n
Testigo Absoluto 12,19 5 A
ACB 1% + triad 1g/L 12,41 5 A
Testigo Comercial 12,46 5 A
ACB 1% 12,52 5 A
Alcohol 50% 12,56 5 A
BHA 1,2% 12,79 5 A
BHA 1,2% + triad 0,5g.. 12,81 5 A
ACB 1% + triad 0,5g/L.. 12,84 5 A
BHA 1,2% + triad 1g/L.. 12,92 5 A
Letras distintas indican diferencias significativas(p<=0,05)
Variable N R² R²Aj CV
Acidez 45 0,76 0,70 7,77
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC Tipo III)
F.V. SC gl CM F Valor p
Modelo 0,30 8 0,04 13,96 <0,0001
Tratamiento 0,30 8 0,04 13,96 <0,0001
Error 0,10 36 2,7E-03
Total 0,40 44
91
Test : Tukey Alfa: 0,05 DMS: 0,10852
Error: 0,0027 gl: 36
Tratamiento Medias n
BHA 1,2% + triad 1g/L.. 0,61 5 A
ACB 1% + triad 0,5g/L.. 0,61 5 A
BHA 1,2% + triad 0,5g.. 0,62 5 A
ACB 1% 0,63 5 A
BHA 1,2% 0,64 5 A
Testigo Comercial 0,67 5 A
ACB 1% + triad 1g/L 0,68 5 A
Alcohol 50% 0,69 5 A
Testigo Absoluto 0,89 5 B
Letras distintas indican diferencias significativas(p<=0,05)
Variable N R² R²Aj CV
SST/Acidez 45 0,71 0,65 7,97
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC Tipo III)
F.V. SC gl CM F Valor p
Modelo 212,57 8 26,57 11,25 <0,0001
Tratamiento 212,57 8 26,57 11,25 <0,0001
Error 85,00 36 2,36
Total 297,58 44
Test : Tukey Alfa: 0,05 DMS: 3,20851
Error: 2,3612 gl: 36
Tratamiento Medias n
Testigo Absoluto 13,96 5 A
ACB 1% + triad 1g/L 18,41 5 B
Alcohol 50% 18,51 5 B
Testigo Comercial 18,82 5 B
ACB 1% 19,97 5 B
BHA 1,2% 20,29 5 B
BHA 1,2% + triad 0,5g.. 20,76 5 B
ACB 1% + triad 0,5g/L.. 21,22 5 B
BHA 1,2% + triad 1g/L.. 21,56 5 B
Letras distintas indican diferencias significativas(p<=0,05)
Variable N R² R²Aj CV
Firmeza cás 45 0,35 0,20 7,98
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC Tipo III)
F.V. SC gl CM F Valor p
Modelo 853,41 8 106,68 2,40 0,0344
Tratamiento 853,41 8 106,68 2,40 0,0344
Error 1598,32 36 44,40
Total 2451,74 44
92
Test : Tukey Alfa: 0,05 DMS: 13,91298
Error: 44,3979 gl: 36
Tratamiento Medias n
ACB 1% + triad 1g/L 76,20 5 A
BHA 1,2% 79,07 5 A B
Testigo Absoluto 79,94 5 A B
ACB 1% 82,54 5 A B
BHA 1,2% + triad 0,5g.. 84,72 5 A B
Alcohol 50% 84,91 5 A B
ACB 1% + triad 0,5g/L.. 86,00 5 A B
BHA 1,2% + triad 1g/L.. 87,27 5 A B
Testigo Comercial 91,26 5 B
Letras distintas indican diferencias significativas(p<=0,05)
Variable N R² R²Aj CV
Firmeza pulpa 45 0,40 0,27 11,83
Cuadro de Análisis de la Varianza (SC Tipo III)
F.V. SC gl CM F Valor p
Modelo 8,41 8 1,05 3,05 0,0101
Tratamiento 8,41 8 1,05 3,05 0,0101
Error 12,42 36 0,34
Total 20,83 44
Test : Tukey Alfa: 0,05 DMS: 1,22623
Error: 0,3449 gl: 36
Tratamiento Medias n
Testigo Comercial 4,57 5 A
ACB 1% + triad 1g/L 4,60 5 A
BHA 1,2% 4,64 5 A
BHA 1,2% + triad 1g/L.. 4,79 5 A B
Testigo Absoluto 4,80 5 A B
Alcohol 50% 4,88 5 A B
BHA 1,2% + triad 0,5g.. 4,96 5 A B
ACB 1% + triad 0,5g/L.. 5,49 5 A B
ACB 1% 5,94 5 B
Letras distintas indican diferencias significativas(p<=0,05)
