UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR FACULTAD …...3.7.1.1. Cultivo de células madre obtenidas de la...

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE ODONTOLOGÍA

CARRERA DE ODONTOLOGÍA

Respuesta celular de la fotobiomodulación ante los efectos citotóxicos del

Bis-GMA

Trabajo de titulación previo a la obtención del Título de Odontóloga

AUTORA: Flores Vargas Samanta Estefania

TUTOR: Dr. Pablo Rubén Garrido Villavicencio

Quito, 2020

ii

DERECHO DE AUTOR

Yo, Samanta Estefanía Flores Vargas en calidad de autora y titular de los derechos morales

y patrimoniales del trabajo de titulación “RESPUESTA CELULAR DE LA

FOTOBIOMODULACIÓN ANTE LOS EFECTOS CITOTÓXICOS DEL BIS-

GMA” de conformidad con el Art. 114 del CÓDIGO ORGÁNICO DE LA ECONOMÍA

SOCIAL DE LOS CONOCIMIENTOS, CREATIVIDAD E INNOVACIÓN, concedemos

a favor de la Universidad Central del Ecuador una licencia gratuita, intransferible y no

exclusiva para el uso no comercial de la obra, con fines estrictamente académicos.

Conservo a mi favor todos los derechos de autor sobre la obra, establecidos en la normativa

citada.

Asimismo, autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice la digitalización

y publicación de este trabajo de titulación en el repositorio virtual, de conformidad a lo

dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior.

La autora declara que la obra objeto de la presente autorización es original en su forma de

expresión y no infringe el derecho de autor de terceros, asumiendo la responsabilidad por

cualquier reclamación que pudiera presentarse por esta causa y liberando a la Universidad

de toda responsabilidad.

Firma: ________________________________

Samanta Estefanía Flores Vargas

C.C: 1724394737

Dirección Electrónica: [email protected]

iii

APROBACIÓN DEL TUTOR DEL TRABAJO DE TITULACIÓN

Yo, Dr. Pablo Rubén Garrido Villavicencio, en mi calidad de tutor del trabajo de titulación,

modalidad Proyecto de Investigación, elaborado por Samanta Estefanía Flores Vargas,

cuyo título es: “RESPUESTA CELULAR A LA FOTOBIOMODULACIÓN ANTE

LOS EFECTOS CITOTOXICOS DEL BISGMA”, previo a la obtención de grado de

Odontóloga, considero que el mismo reúne los requisitos y méritos necesarios en el campo

metodológico y epistemológico, para ser sometido a la evaluación por parte del tribunal

examinador que se designe, por lo que lo APRUEBO, a fin de que el trabajo investigativo

sea habilitado para continuar con el proceso de titulación determinado por la Universidad

Central del Ecuador.

En la ciudad de Quito, a los 7 días del mes de Abril del año 2020.

Dr. Pablo Rubén Garrido Villavicencio

DOCENTE-TUTOR

C.C: 1311645095

iv

APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL

El Tribunal constituido por:

Luego de receptar la presentación oral del trabajo de titulación previo a la obtención del

título de Odontóloga presentado por la señorita Samanta Estefanía Flores Vargas con el

título: RESPUESTA CELULAR A LA FOTOBIOMODULACIÓN ANTE LOS

EFECTOS CITOTOXICOS DEL BIS-GMA, MODALIDAD PROYECTO DE

INVESTIGACIÓN, MODALIDAD PROYECTO DE INVESTIGACIÓN

Emite el siguiente veredicto:

Fecha:

Para constancia de lo actuado firman:

Nombre y Apellido Calificación Firma

Presidente Dr. …………………… ………………..

Vocal 1 Dr. …………………… ………………...

Vocal 2 Dra. …………………… …………………

v

DEDICATORIA

A Dios por acompañarme en este trayecto, y no dejarme caer en este camino, y levantarme

en todos mis momentos de debilidad, por ayudarme a cumplir esta meta a pesar de todos

los obstáculos por los que tuve que pasar, y derramar bendiciones en mi camino.

A mi madre Susana Vargas por todo su amor, por ser mi inspiración y darme siempre sus

consejos, regaños, y apoyo incondicional.

A mi padre por ser un luchador y ser un gran ejemplo en mi vida, por guiarme siempre por

el buen camino y ayudarme a nunca darme por vencida.

Los dos han sido parte de mi vida en los momentos más bonitos, así como en los más

difíciles han sido mi pilar fundamental para seguir adelante, y que con sus consejos y

cariño me han permitido este logro por estar incondicionalmente para mí , este triunfo es

nuestro.

A mis hermanas Andrea, Kelly y mi sobrino Sebastián a quienes quiero mucho, por darme

su apoyo y su cariño y por estar en todos los momentos de mi vida conmigo siempre serán

mi pilar para seguir adelante.

A mis amigas Michelle Bravo, Emilia Pozo, Nicole Cabrera , quienes han estado conmigo

en toda esta lucha con las que he compartido gratos momentos y han sabido apoyarme, y

Sully por estar conmigo en mis momentos difíciles.

Este logro es por ustedes por ser las personas que más amo y que han estado conmigo en

todas las etapas de mi vida.

Samanta Estefania Flores Vargas

vi

AGRADECIMIENTOS

A mi tutor Pablo Garrido por toda la paciencia y la entrega que ha tenido en la elaboración

de mi tesis, por brindarme sus conocimientos y su valioso tiempo con total generosidad

para así culminar satisfactoriamente este trabajo de investigación, permitiéndome lograr mi

sueño de ser Odontóloga.

A mi cotutor Juan Viteri por colaborar en la parte experimental y guiarnos con su

conocimiento.

A todo el personal y pacientes que nos ayudaron con la recolección y donación de terceros

molares para poder realizar nuestro trabajo de investigación.

Samanta Estefania Flores Vargas

vii

ÍNDICE DE CONTENIDOS

DERECHO DE AUTOR ....................................................................................................... ii

APROBACIÓN DEL TUTOR DEL TRABAJO DE TITULACIÓN .................................. iii

APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL ....................................... iv

DEDICATORIA .................................................................................................................... v

AGRADECIMIENTOS ........................................................................................................ vi

ÍNDICE DE CONTENIDOS ............................................................................................... vii

LISTA DE TABLAS ............................................................................................................ xi

LISTA DE FIGURAS ......................................................................................................... xii

LISTA DE GRÁFICOS ...................................................................................................... xiv

RESUMEN .......................................................................................................................... xv

ABSTRACT ....................................................................................................................... xvi

INTRODUCCIÓN ................................................................................................................. 1

CAPÍTULO I ......................................................................................................................... 2

1. EL PROBLEMA ............................................................................................................ 2

1.1. Planteamiento del problema .................................................................................... 2

1.2. Objetivos ................................................................................................................. 3

1.2.1. Objetivo general .............................................................................................. 3

1.2.2. Objetivos específicos ....................................................................................... 3

1.3. Justificación ............................................................................................................ 4

1.4. Hipótesis ................................................................................................................. 5

1.4.1. Hipótesis de investigación, H1 ........................................................................ 5

1.4.2. Hipótesis nula, H0 ........................................................................................... 5

CAPÍTULO II ........................................................................................................................ 6

2. MARCO TEÓRICO ....................................................................................................... 6

2.1. Sistemas adhesivos ................................................................................................. 6

2.1.1. Clasificación .................................................................................................... 6

2.1.1.1. Adhesivos de tres pasos clínicos (Total Etch Systems) ........................... 6

2.1.1.2. Adhesivos de dos pasos clínicos .............................................................. 7

2.1.1.3. Adhesivos de un solo paso clínico (Single Step all-in-one Adhesives) ... 8

2.1.2. Compuestos ..................................................................................................... 8

2.1.2.1. Matriz orgánica ........................................................................................ 9

2.1.2.2. Relleno inorgánico ................................................................................... 9

viii

2.1.2.3. Agentes de conexión .............................................................................. 10

2.1.2.4. Sistema activador ................................................................................... 10

2.1.2.5. Polimerización ........................................................................................ 10

2.2. Citotoxicidad ......................................................................................................... 11

2.3. Fotobiomodulación ............................................................................................... 11

2.3.1. Aplicaciones .................................................................................................. 12

2.3.1.1. Terapéutica dental .................................................................................. 12

2.3.1.2. Periodoncia ............................................................................................. 12

2.3.1.3. Implantología bucofacial ........................................................................ 13

2.3.1.4. Prótesis ................................................................................................... 13

2.3.1.5. Ortodoncia .............................................................................................. 13

2.3.1.6. Cirugía bucal .......................................................................................... 14

2.3.1.7. Medicina bucal ....................................................................................... 14

2.3.1.8. Patología disfuncional de la articulación temporomandibular (ATM) y

dolor bucofacial ....................................................................................................... 14

2.3.2. Efectos celulares ............................................................................................ 15

2.3.2.1. Formación de fibras colágenas y elásticas ............................................. 15

2.3.2.2. Formación de vasos sanguíneos y regeneración nerviosa ...................... 15

2.3.2.3. Reparación de defectos óseos y cicatrización de fracturas .................... 16

CAPÍTULO III .................................................................................................................... 17

3. METODOLOGÍA ........................................................................................................ 17

3.1. Diseño de la investigación .................................................................................... 17

3.2. Población de estudio y muestra ............................................................................ 17

3.3. Criterio de inclusión y exclusión .......................................................................... 17

3.3.1. Criterio de inclusión ...................................................................................... 17

3.3.2. Criterio de exclusión ...................................................................................... 18

3.4. Conceptualización de las variables ....................................................................... 18

3.4.1. Variable independiente .................................................................................. 18

3.4.2. Variable dependiente ..................................................................................... 18

3.5. Definición operacional de las variables ................................................................ 19

3.6. Estandarización ..................................................................................................... 20

3.7. Manejo y método de recolección de datos ............................................................ 21

3.7.1. Procedimiento ................................................................................................ 23

ix

3.7.1.1. Cultivo de células madre obtenidas de la pulpa dental de terceros

molares 23

3.7.1.2. Incorporación de Bis-GMA a los cultivos.............................................. 34

3.7.1.3. Diseño de la distribución del cultivo celular en las placas de 6 pozos... 35

3.7.1.4. Determinación curva de crecimiento celular .......................................... 38

3.8. Análisis estadísticos .............................................................................................. 40

3.9. Aspectos bioéticos, metodológicos y jurídicos ..................................................... 40

CAPÍTULO IV .................................................................................................................... 43

4. ANÁLISIS E INTERPRETACIÓN DE RESULTADOS ............................................ 43

4.1. Resultados descriptivos ......................................................................................... 43

4.1.1. Comparación de grupos utilizando pruebas paramétricas: ............................ 44

4.2. Discusión .............................................................................................................. 54

CAPÍTULO V ..................................................................................................................... 57

5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ........................................................... 57

5.1. Conclusiones ......................................................................................................... 57

5.2. Recomendaciones ................................................................................................. 57

BIBLIOGRAFÍA ................................................................................................................. 58

ANEXOS ............................................................................................................................. 62

ANEXO A: Solicitud de autorización de ajuste de metodología del proyecto ............... 62

ANEXO B: Autorización de permiso para trabajar en el Laboratorio Microbiología de la

Facultad de Odontología de la Universidad Central del Ecuador. .................................. 63

ANEXO C: Autorización para trabajar en el laboratorio de Microbiología de la Facultad

de Odontología de la Universidad Central del Ecuador. ................................................. 64

ANEXO D: Autorización para eliminación de desechos infecciosos. ............................ 65

ANEXO E: Autorización de donación de terceros molares incluidos del Quirófano de la

Facultad de Odontología de la Universidad Central del Ecuador. .................................. 66

ANEXO F: Consentimiento informado para la donación de terceros molares incluidos

del Quirófano de La Facultad de Odontología de la Universidad Central Del Ecuador. 67

ANEXO G: Hoja de recolección de datos ....................................................................... 68

ANEXO H: Certificado de confidencialidad ................................................................... 69

ANEXO I: Certificado de idoneidad ética del investigador ............................................ 70

ANEXO J: Certificado de idoneidad ética del tutor ........................................................ 71

ANEXO K: Certificado conflicto de intereses del investigador ...................................... 72

ANEXO L : Certificado conflicto de intereses del tutor ................................................. 73

x

ANEXO M : Solicitud de Autorización de Ajuste de la Metodología del Proyecto ....... 74

ANEXO N : Certificado de viabiliadad ética .................................................................. 75

ANEXO O: Certificado del antiplagio (Urkund) ............................................................ 76

ANEXO P: Certificado de traducción del resumen ......................................................... 77

xi

LISTA DE TABLAS

Tabla 1. Pruebas de normalidad .......................................................................................... 43

Tabla 2. Comparación entre las tres técnicas: 24 horas (ANOVA)..................................... 44

Tabla 3. Test Hsd Tukey a las 24 horas ............................................................................... 45

Tabla 4. Comparación entre las tres técnicas: 48 horas ....................................................... 46

Tabla 5. Test HSD Tukey a las 48 horas ............................................................................. 47

Tabla 6. Comparación entre las tres técnicas: 72 horas ....................................................... 47

Tabla 7. Prueba HSD Tukey a las 72 horas ......................................................................... 49

Tabla 8. Comparación en cada técnica entre las 24 horas – 48 horas y 72 horas. (ANOVA

de medidas repetidas). Grupos = sin terapia de fotobiomodulación ................................... 49

Tabla 9. Comparaciones por parejas (x 103)........................................................................ 49

Tabla 10. Grupos = con terapia de fotobiomodulación, energía por punto: 3J/cm2 (ANOVA

de medidas repetidas) .......................................................................................................... 50

Tabla 11. Comparación por parejas (x103) con terapia de fotobiomodulación, energía por

punto: 3J/cm2 ....................................................................................................................... 51

Tabla 12. Grupos = con terapia de fotobiomodulación, energía por punto: 5J/cm2 (ANOVA

de medidas repetidas) .......................................................................................................... 52

Tabla 13. Comparación por parejas. Grupos = con terapia de fotobiomodulación, energía

por punto: 5J/cm2 ................................................................................................................. 52

Tabla 14. Resumen .............................................................................................................. 53

xii

LISTA DE FIGURAS

Figura 1. Puntos equidistantes a 1 cm para estandarizar las zonas de irradiación .............. 20

Figura 2. Laboratorio de Microbiología de la Facultad de Odontología de la Universidad

Central del Ecuador ............................................................................................................. 23

Figura 3. Terceros Molares donados del Quirófano de la Facultad de Odontología de la

Universidad Central del Ecuador. Imagen A: entrega de terceros molares. Imagen B: frasco

con terceros molares. ........................................................................................................... 24

Figura 4. Imagen A: Almacenamiento de terceros molares. Contenedor de baja temperatura

con termómetro incluido. Imagen B: frasco con terceros molares. Imagen C: Suero

fisiológico + Solución antibiótica (penicilina + estreptomicina) ........................................ 25

Figura 5. Proceso de desinfección de la pieza dentaria. Imagen A: Lavado de pieza dentaria

con suero fisiológico. Imagen B: Lavado de la pieza dentaria con povidona yodada. ........ 26

Figura 6. Corte de la pieza dentaria. Imagen A: pieza de mano con disco de carburo.

Imagen B: corte del diente a 1mm debajo de la línea amelocementaria con irrigación

constante de suero fisiológico.............................................................................................. 26

Figura 7. Separación de la corona y raíz del diente mediante fórceps. Imagen A: sujeción

del diente con fórceps. Imagen B: separación de la raíz de la corona del diente. Imagen C:

observación de la cámara pulpar. Imagen D: vaciamiento de la cámara pulpar mediante

cucharilla dental. .................................................................................................................. 27

Figura 8. Colocación del contenido pulpar por medio de bisturí y cucharilla en cajas de 6

pozos estériles ...................................................................................................................... 28

Figura 9. Sustancias utilizadas para elaborar medio de cultivo α- MEM suplementado.

Imagen A: Suero fetal bovino. Imagen B: Ácido Ascórbico. Imagen C: Solución

Antibiótica. Imagen D: cultivo α- MEM. ............................................................................ 29

Figura 10. Sustancias utilizadas para elaborar medio de cultivo α- MEM suplementado.

Imagen A: Preparación de 400 ml Cultivo α- MEM. Imagen B: Cultivo α- MEM +Ácido

Ascórbico. Imagen C: Cultivo α- MEM +Ácido Ascórbico + Solución Antibiótica. Imagen

D: Colocación de la solución antibiótica. ............................................................................ 30

Figura 11. Cultivo α- MEM + 4 ml de vitamina C + 4 ml solución antibiótica+ 400 ml de

suero fetal bovino ................................................................................................................ 30

Figura 12. Jeringa Filtro ...................................................................................................... 31

Figura 13. Colocación de 2,5 ml de medio en cajas de 6 pozos .......................................... 31

Figura 14. Incubadora con cajas de 6 pozos, sobres de CO2 y agua destilada .................... 32

xiii

Figura 15. Imagen A: Retiro del medio de cultivo. Imagen B: Lavado con solución salina.

Imagen C: Colocación de medio nuevo (2,5ml). ................................................................. 33

Figura 16. Monitoreo de crecimiento de células: Imagen A: colocación de medio de cultivo

en microscopio de fase invertida. Imagen B: observación de células 40X ......................... 33

Figura 17. Proceso de preparación de tripsina ..................................................................... 34

Figura 18. Diseño de la distribución del cultivo celular en las placas de 6 pozos .............. 35

Figura 19. Imagen A: Succión del adhesivo 0,1 ml con jeringa. Imagen B: Single Bond 2 -

3M ........................................................................................................................................ 35

Figura 20. Incorporación de Bis-GMA en el medio ............................................................ 36

Figura 21. Aplicación de PBMT en los diferentes grupos. ................................................. 36

Figura 22. Colocación de tubos de ensayo con 3ml de medio y tripsina en la centrifuga por

4 minutos ............................................................................................................................. 37

Figura 23. Observación de las células en el fundo del tubo de ensayo ............................... 37

Figura 24. Curva de crecimiento celular utilizando la cámara de Neubauer. Imagen A y B:

homogenización del cultivo con una jeringa. Imagen C: absorción del medio con la

micropipeta. Imagen C: se soltó con la micropipeta el medio cultivo. Imagen D: fijación

del medio a la cámara de Neubauer. .................................................................................... 38

Figura 25. Sin terapia de fotobiomodulación las 24, 48 y 72 horas. ................................... 39

Figura 26. Con terapia de fotobiomodulación las 24, 48 y 72 horas (3J) ............................ 39

Figura 27. Con terapia de fotobiomodulación las 24, 48 y 72 horas (5J). ........................... 39

Figura 28. Determinación de la curva neubaeur .................................................................. 40

xiv

LISTA DE GRÁFICOS

Gráfico 1. Comparación entre las tres técnicas: 24 horas (ANOVA). ................................ 44

Gráfico 2. Comparación entre las tres técnicas: 48 horas.................................................... 46

Gráfico 3. Comparación entre las tres técnicas: 72 horas.................................................... 48

Gráfico 4. Comparación sin terapia de fotobiomodulación ................................................. 50

Gráfico 5. Comparación por parejas (x103) con terapia de fotobiomodulación, energía por

punto: 3J/cm2 ....................................................................................................................... 51

Gráfico 6. Comparación por parejas. Grupos = con terapia de fotobiomodulación, energía

por punto: 5J/cm2 ................................................................................................................. 52

Gráfico 7. Comparación de las tres técnicas en función del tiempo.................................... 53

xv

TEMA: Respuesta celular de la fotobiomodulación ante los efectos citotóxicos del Bis-

GMA

Autora: Samanta Estefania Flores Vargas

Tutor: Dr. Pablo Rubén Garrido Villavicencio

RESUMEN

En la práctica odontológica actual es común el empleo de los sistemas adhesivos siendo el

Bis-GMA componente orgánico de los mismos; sin embargo, posee componentes

citotóxicos que pueden afectar los tejidos con los cuales permanece en contacto

presentando complicaciones alérgicas y toxicológicas. Por otra parte, la terapia de

fotobiomodulación es utilizada para acelerar la reparación tisular, estimulando la

proliferación y regeneración de las células cuando estas se encuentran expuestas a algún

tipo de agresión. Objetivo: Determinar el efecto de la fotobiomodulación ante la toxicidad

que produce el BIS-GMA como componente orgánico de los sistemas adhesivos dentales.

Material y métodos: Se obtuvieron cultivos de células madre extraídos de la pulpa dental

de terceros molares, las cuales fueron colocadas en placas de 6 pozos estériles con el medio

de cultivo α-MEM suplementado, las muestras fueron situadas en una incubadora a 37°C,

el medio de cultivo fue cambiado cada 48 horas por 15 días, después se realizó subcultivos,

en esta etapa las células llegan a la fase de subconfluencia las cuales se deprenden con

tripsina y se colocan en un tubo para ser centrifugados a 2000 rpm por 4 minutos para

luego ser resuspendidas y plaqueadas nuevamente, las células fueron colocadas en placas

de 6 pozos y se agregó 0,1 ml de Bis-GMA conformando dos grupos: el primero es el

grupo control y el segundo correspondiente al grupo que se le aplicará la terapia de

fotobiomodulación con los siguientes parámetros: una longitud de onda 660 nm, una

potencia de 20mW, y una energía por punto de 3J/cm2 y 5J/cm2. Los grupos serán

valorados a las 24, 48 y 72 horas mediante una curva de crecimiento celular. Resultados:

el grupo control presento resultados decrecientes mientras que al aplicar terapia de

fotobiomodulación hubo mayor concentración celular. Conclusión: La terapia de

fotobiomodulación a 5J cm2 tuvo mayor proliferación celular.

PALABRAS CLAVE: BIS-GMA / CITOTOXICIDAD /FOTOBIOMODULACIÓN /

RESPUESTA CELULAR/ SISTEMAS ADHESIVOS.

xvi

TOPIC: Cellular response of photobiomodulation to the cytotoxic effects of Bis-GMA

Author: Samanta Estefania Flores Vargas


ABSTRACT

In current dental practice, the use of adhesive systems is common, since Bis-GMA is an

organic component of them; however, it has cytotoxic components that can affect the

tissues with which it remains in contact, presenting allergic and toxicological

complications. On the other hand, photobiomodulation therapy is used to accelerate tissue

repair, stimulating the proliferation and regeneration of cells when they are exposed to

some type of aggression. Objective: To determine the effect of photobiomodulation on the

toxicity produced by BIS-GMA as an organic component of dental adhesive systems.

Material and methods: Stem cell cultures extracted from the dental pulp of third molars

were obtained, which were plated in 6 sterile wells with the α-MEM culture medium

supplemented. The samples were placed in an incubator at 37°C, the culture medium was

changed every 48 hours for 15 days, and then subcultures were performed. At this stage,

the cells reach the subconfluence phase, which are detached with trypsin and placed in a

tube to be centrifuged at 2000 rpm for 4 minutes, and then resuspended and plateled again.

The cells were placed in 6-well plates and 0.1 ml of Bis-GMA was added, forming two

groups: the first is the control group and the second corresponds to the group that will be

receive photobiomodulation therapy with the following parameters: a wavelength 660 nm,

a power of 20mW, and an energy per point of 3J/cm2 and 5J/cm2. The groups will be

assessed at 24, 48 and 72 hours by means of a cell growth curve. Results: the control

group presented decreasing results, meanwhile, when applying photobiomodulation

therapy there was a higher cellular concentration. Conclusion: Photobiomodulation

therapy at 5J cm2 had greater cell proliferation.

KEY WORDS: CYTOTOXICITY / BIS-GMA / ADHESIVE SYSTEMS /

PHOTOBIOMODULATION / CELL RESPONSE

1

INTRODUCCIÓN

La terapia de fotobiomodulación o terapia láser emplea longitudes de onda específicas, lo

que permite interactuar con los tejidos a nivel celular, incrementando la actividad

metabólica en el interior de la célula y transportando nutrientes por medio de la membrana

celular, de esta manera minimiza el dolor e inflamación, mejora el tiempo de cicatrización

de las heridas, y ayuda en la regeneración tisular ya que posee carácter bioestimulante, sin

que represente riesgo alguno en cuanto algún efecto citotóxico o ser causante de adicción

(1).

En este estudio se determinó el efecto celular a la fotobiomodulación ante la citotoxicidad

producida por el Bis-GMA como componente orgánico de los sistemas adhesivos, ya que

aunque el desarrollo de los materiales dentales poliméricos está en permanente evolución,

continúan presentándose problemas en la aplicación, tales como degradación química,

daños mecánicos del polímero en el ambiente de la mucosa oral y especialmente

complicaciones alérgicas y toxicológicas, reportándose estas reacciones a las resinas de

composites como consecuencia de las moléculas presentes en el Bis-GMA, debido que los

sistemas poliméricos entran en contacto directamente con el tejido pulpar dando como

resultado, irritaciones locales o respuestas tóxicas de origen sistémico, que desencadenan

una inflamación pulpar (2).

Para disminuir esta agresión del complejo dentino-pulpar existen varias alternativas, como

la terapia fotobiomodulación, siendo una terapia utilizada para acelerar la reparación

tisular, es decir, estimula la proliferación y regeneración de las células cuando estas se

encuentran expuestas a algún tipo de agresión (3).

Lo que ofrece beneficios por el propio efecto de biomodulación, además de ser un

tratamiento no invasivo y de fácil uso (4), también produce efectos terapéuticos y

bioestimulantes.

2

CAPÍTULO I

1. EL PROBLEMA

1.1. Planteamiento del problema

Los materiales usados como recubrimientos dentales generalmente son fotopolimerizables

y por tanto poseen una combinación de monómeros acrílicos mono y multifuncionales,

siendo uno de los más empleados el 2-bis-[p-(2-hidroxi-3-metacriloxipropoxi)fenil]

propano, comúnmente conocido como Bis-GMA. Sin embargo, aunque el desarrollo de los

materiales dentales poliméricos está en permanente evolución, continúan presentándose

problemas en la aplicación, tales como degradación química, daños mecánicos del

polímero en el ambiente de la mucosa oral y especialmente complicaciones alérgicas y

toxicológicas, reportándose estas reacciones a las resinas de composites como

consecuencia de las moléculas presentes en el Bis-GMA, debido que los sistemas

poliméricos entran en contacto directamente con el tejido pulpar de manera inmediata

después de ser preparada y conformada la cavidad, ocasionando de esta manera,

irritaciones locales o respuestas tóxicas de origen sistémico, que desencadenan una

inflamación pulpar, que, según la gravedad puede ser reversible o irreversible (2).

Para disminuir esta agresión del complejo dentino-pulpar existen varias alternativas, una

terapia recientemente aplicada es la PBMT (del inglés Photobiomodulation Therapy) la

cual produce cambios físico químicos en mecanismos moleculares estimulando la

respuesta de las células ante una radiación de luz de baja potencia, siendo una terapia

utilizada para acelerar la reparación tisular, es decir, estimula la proliferación y

regeneración de las células cuando estas se encuentran expuestas a algún tipo de agresión

(3), lo cual ofrece beneficios por el propio efecto de biomodulación, además de ser un

tratamiento no invasivo y de fácil uso (4), también produce efectos terapéuticos y

bioestimulantes, como la analgesia, acción antiinflamatoria, angiogénesis y mitogénesis,

consecuencia de la influencia de las propiedades foto fisicoquímicas sobre las moléculas y

los organélos receptores, que al mismo tiempo ayudan en el curso de los procesos

biofísicos y la consecuente respuesta bioquímica celular (5).

3

Por todo lo anterior se plantea la siguiente interrogante:

¿El método de fotobiomodulación reduce el efecto citotóxico del Bis-GMA mediante el

aumento de la respuesta celular?

1.2. Objetivos

1.2.1. Objetivo general

Determinar el efecto celular de la fotobiomodulación en células madres de la pulpa dental

de terceros molares obtenidos del quirófano de la Facultad de Odontología de la UCE ante

la citotoxicidad que produce el Bis-GMA como componente orgánico de los sistemas

adhesivos dentales.

1.2.2. Objetivos específicos

i. Evaluar el efecto celular de la fotobiomodulación de 3 J/cm2 en células madres de

la pulpa dental de terceros molares obtenidos del quirófano de la Facultad de

Odontología de la UCE ante la citotoxicidad causada por el Bis-GMA

ii. Evaluar el efecto celular de la fotobiomodulación de 5 J/cm2 en células madres de

la pulpa dental de terceros molares obtenidos del quirófano de la Facultad de

Odontología de la UCE ante la citotoxicidad causada por el Bis-GMA.

iii. Comparar el efecto celular de la fotobiomodulación de 3 J/cm2y 5J/cm2 en células

madres de la pulpa dental de terceros molares obtenidos del quirófano de la

4

1.3. Justificación

La fotobiomodulación es una técnica que se emplea en múltiples áreas de la medicina

moderna en las últimas décadas para el tratamiento de varias patologías humanas, esta

terapia emplea longitudes de luz específicas, interactuando con los tejidos a nivel celular,

incrementando la actividad metabólica en el interior de la célula transportando nutrientes

por medio de la membrana celular, minimizando el dolor, la inflamación y la formación de

tejido al cicatrizar (5).

Por otra parte, la fotobiomodulación se basa en la emisión de energía luminosa con

diferente longitud de onda, esta radiación producida por el láser se absorbe por los tejidos

diana en los que producen diferentes efectos físicos y químicos generando una respuesta

biológica y en ocasiones terapéuticas, esto va depender de las propiedades ópticas del

tejido y la longitud de onda utilizada, Carvalho 2015. Aquello ha permitido autorizar el

desarrollo del láser por la Federación Dental Americana (FDA) que determina el uso y

manejo de los diferentes tipos de láser (6).

Uno de los principales componentes en odontología restauradora adhesiva es el Bis-GMA

o dimetacrilatos derivados de este, los cuales se encuentra presente tanto en composites

como en adhesivos dentales (7). Sin embargo, estos componentes tienen propiedades

citotóxicas, los cuales migran en menor o mayor cantidad al tejido pulpar, estas sustancias

inhiben el crecimiento celular, provocan cambios en el pH del medio y altera varios

procesos metabólicos. Estudios realizados con resinas activadas por diferentes vías, como

el de Ríos y cols. (2), han demostrado un mayor efecto citotóxico para el Bis-GMA

analizado a un menor tiempo de aplicación.

La investigación planteada permitirá determinar si la terapia de fotobiomodulación origina

un incremento de la respuesta celular del tejido pulpar ante el efecto citotóxico causado por

el Bis-GMA que contienen los materiales adhesivos dentales, mejorando de esta manera la

práctica clínica e incrementando la satisfacción de los pacientes al incorporar terapias con

láser de baja potencia en los tratamiento odontológicos que permiten acelerar resultados y

minimizar el tiempo de duración de los tratamientos (8).

5

1.4. Hipótesis

1.4.1. Hipótesis de investigación, H1

La fotobiomodulación aumenta la respuesta celular de las células madres de la pulpa dental

de terceros molares ante la citotoxicidad del Bis-GMA.

1.4.2. Hipótesis nula, H0

La fotobiomodulación no aumenta la respuesta celular de las células madres de la pulpa

dental de terceros molares ante la citotoxicidad del Bis-GMA.

6

CAPÍTULO II

2. MARCO TEÓRICO

2.1. Sistemas adhesivos

En la actualidad se han optimizado los sistemas adhesivos, proporcionando mayor validez

clínica, en la aplicación de los mismos, así como en su mecanismo de acción, menorando

el periodo operatorio, y perfeccionando los procedimientos con el progreso de sus

componentes, por lo que hay una diversidad de sistemas adhesivos, que no todos los

odontólogos aplican en su experiencia laboral (9).

Buonocore (10), en 1955, la adhesión dentaria ha avanzado benéficamente de forma rápida,

ya que se ha trabajado en el esmalte para de esta manera cambiar químicamente sus

características superficiales y que se adhieran a su superficie los materiales restauradores.

Ya que para proveer una óptima retención e integridad marginal, en el momento que la

pieza dentaria restaurada está en funcionamiento, se necesita una buena adhesión para

oponerse y resistir la fuerza de contracción durante la polimerización de la resina

compuesta (11).

Los adhesivos autograbantes actúan como agentes acondicionantes y adhesivos, utilizados

para lograr adhesión a estructuras dentarias o a su vez podemos utilizar un sistema

adhesivo y grabado ácido por separado, logrando el mismo efecto de adhesión a la

estructura del diente (12).

2.1.1. Clasificación

2.1.1.1. Adhesivos de tres pasos clínicos.

Se utiliza un agente imprimador y adhesivo como pasos precedentes a la colocación del

composite, se necesita de grabado ácido, lavado y secado a nivel de esmalte y dentina.

La utilización del primer posterior a la desmineralización de los tejidos es convertir la

superficie dental hidrofílica en hidrofóbica para obtener así la adhesión de la resina. Por lo

7

cual, los agentes tienen, en su estructura monómeros polimerizables que poseen

propiedades hidrofílicas, diluidas en, agua, etanol o acetona. Utilizados para transladar los

monómeros por medio del tejido grabado (13).

La acetona y el etanol son solventes orgánicos volátiles que pueden transportar el agua

remanente, ayudando a una fácil penetración a través de las microporosidades de los

monómeros polimerizables, que se encuentran dentro de los túbulos dentinarios abiertos a

través de los nano espacios de la red colágena en la dentina, consiguiendo así una completa

filtración de tejidos (14).

El ácido polialquenóico y HEMA son componentes que poseen los imprimadores solubles

en agua, y estos funcionan después de su aplicación luego de colocar aire en la superficie,

ya que se evapora el agua ampliando la concentración de HEMA.

Por lo que el agua posee una presión de vapor mayor que el HEMA, permitiendo así su

retención, esto produce su evaporación durante el secado (15).

La imprimación finaliza usando un chorro suave de aire, el cual remueve el solvente

dejando una película brillante homogénea en la superficie. El último paso es la colocación

de un agente de unión hidrofóbico, que va adherir a la resina compuesta, colocada

posteriormente (15).

Los sistemas de tres pasos clínicos poseen ventajas y desventajas. Siendo este favorable al

tener un adhesión resistente tanto en esmalte y dentina, pero poseen como riesgo que exista

sensibilidad tras la aplicación del grabado acido ya sea resecar la dentina durante el lavado

y secado, como también riesgo de sobre humedecer (14).

2.1.1.2. Adhesivos de dos pasos clínicos

La técnica empleada es más sensible en comparación con la que emplea 3 pasos clínicos,

pero su acción es la misma (9).

8

Se requiere una técnica de adhesión húmeda ya que no se va a realizar la imprimación de

forma independiente. Se deberá mantener húmedo el tejido para impedir en el caso de la

dentina, se colapse el colágeno desmineralizado evitando la penetración incompleta del

adhesivo. Siendo complejo obtener un grado de humedad optimo, por ello es una técnica

sensible para el odontólogo. (9).

Siendo sistemas que reducen el tiempo de trabajo. A continuación, se detallan dos

procedimientos:

El primero, el imprimador y el adhesivo se encuentran juntos en un envase y separados se

dispensa el agente de grabado ácido. Presentando como inconveniente que el ácido debe

ser lavado con agua y luego secado, pero, la dentina debe perdurar húmeda después del

acondicionamiento ácido, lo que resulta complejo estandarizar de manera clínica por la

inestabilidad de la matriz desmineralizada (9).

El segundo, al imprimador se adhieren monómeros con grupos ácidos que tienen la

capacidad de realizar la función del grabado ácido por lo que pueden acondicionar el tejido

dentario para llevar acabo la adhesión. Teniendo como beneficio quitar el lavado,

menorando el tiempo de trabajo quedando la superficie de la dentina lista para poder

recibir al adhesivo (15).

2.1.1.3. Adhesivos de un solo paso clínico.

Posee las 3 funciones en uno grabado ácido, imprimación y adhesión, disminuyendo el

trabajo para el clínico y teniendo fácil aplicación; solo se debe secar y distribuir en la

superficie del diente el producto para posteriormente se fotopolimerizar, técnica que se ha

simplificado enormemente, la cual mantiene en una solución todos sus componentes para

poder activar la desmineralización de la dentina y que de esta manera funcione este sistema

(16).

2.1.2. Compuestos

Matriz orgánica: (fase orgánica)

Relleno inorgánico: (fase dispersa)

Agente de conexión o acoplamiento.

Sistema activador.

9

2.1.2.1. Matriz orgánica

El Bis-GMA (Bisfenol-A- Glicidil Metacrilato) es un monómero de base de di

metacrilato, aromáticos u alifáticos más usado y que posee alto peso molecular, es

absorbible en agua, aunque su exceso hace que tenga efectos negativos causando menor

volatilidad, degradación hidrolítica. Este monómero posee manipulación limitada, su

contracción de polimerización es menor, mientras su viscosidad y pegajosidad es mayor

(17).

TEGDMA o trietilenglicol dimetacrilato es un monómero de baja viscosidad empleado

para mejorar estas deficiencias. El Bis-EMA6 actúa disminuyendo la contracción de la

polimerización, cuenta con mayor peso molecular, su matriz es más estable, cuenta con

más hidrofobicidad, menorando su sensibilidad y alteración por la humedad.

UDMA o dimetacrilato de uretano, posee mejor resistencia a la resina gracias a su

flexibilidad, tiene menor viscosidad (18).

2.1.2.2. Relleno inorgánico

Le suministra a la matriz resinosa estabilidad dimensional, disminuye la absorción acuosa,

el coeficiente de expansión térmica y la contracción de polimerización, y aumenta la

resistencia a la abrasión, compresión y a la tracción, aumenta su rigidez, mejor

manipulación de las resinas y cuenta con radiopacidad (1).

Son más usadas las partículas de relleno de vidrio de bario, de sílice coloidal y cuarzo.

Dependiendo de su formulación tienen una concentración de 50 % a 84%. El cuarzo cuenta

con una buena adhesión con los agentes de conexión, tiene menor susceptibilidad a la

erosión que el vidrio, no cuenta con radiopacidad, abrasivo para el esmalte.

El volumen de la resina crece con partículas más pequeñas (19).

10

2.1.2.3. Agentes de conexión

Las 2 fases se adhieren cubriendo las partículas de relleno para lo cual se utiliza un agente

de acoplamiento con características para la matriz como también para el relleno

El causante de esta adhesión es una molécula bifuncional que está compuesta en uno de sus

extremos por grupos silanos (Si-OH) y en el otro extremo por grupos metacrilatos (C=C)

(17).

El agente de acoplamiento más usado es el silano, ya que generalmente las resinas

compuestas utilizan relleno basado en sílice. El γ- metacril-oxipropil trimetoxi-silano

(MPS) es el más utilizado (9).

2.1.2.4. Sistema activador

Se realiza mediante la polimerización en la cual se necesita la acción de los radicales libres

mediante un estímulo externo, de esta manera comienza la reacción.

El estímulo procede de la mezcla de las dos pastas; La una contiene un activador químico

(amina terciaria aromática) y la otra pasta un iniciador químico (peróxido de benzoílo).

En cambio, en los sistemas fotocurados el sistema activador va a ser la energía de la luz

visible, el cual va activar un iniciador de la resina (diquetonas, lucerinas y

canforoquinonas) (9).

2.1.2.5. Polimerización

Como resultado de la polimerización existirá una reducción del volumen de la resina

compuesta. Se reduce un 6 % del volumen al realizar la polimerización, en el centro de la

masa se efectúa la contracción de los composites autopolimerizables de forma centrípeta, y

se realiza hacia la luz la contracción de los composites fotopolimerizables.

La polimerización amplia el tiempo de trabajo, así como la vida de almacenamiento (20).

11

2.2. Citotoxicidad

En los últimos años todas las investigaciones in vitro han sido muy efectivas, ya que son

mucho más fáciles de realizar que los estudios in vivo por cuestiones tanto éticas como

económicas. Los estudios in vitro tienen una alta validación existiendo una correlación del

97 % entre ambos; por lo que se pueden sustituir a las investigaciones in vivo en muchos

casos (21).

Las restricciones que tienen las investigaciones in vitro es la complejidad en que se

parezcan a las condiciones in vivo, así como su cuestionable relevancia clínica.

Los bancos de células mantienen en congelación a las líneas celulares y estas están en

disposición para diversos fines experimentales (2).

Siendo el más trascendental “American Type Culture Collection”. En las pruebas de

citotoxicidad in vitro se analiza a las células vivas en un ambiente controlado valorando

así: la síntesis de proteínas, hormonas y enzimas; la inhibición del crecimiento celular; la

replicación y transcripción de ácido desoxirribonucleico; la permeabilidad de membrana; el

metabolismo energético; entre otros (21).

2.3. Fotobiomodulación

La fotobiomodulación tiene fines terapéuticos por medio de longitudes de luz especificas;

algunos de sus beneficios son: reducción del dolor, inflamación, aumento de la circulación,

disminuye el tiempo de curación, estimula los tejidos a nivel celular incrementando la

actividad metabólica dentro de la célula, el transporte de nutrientes por medio de la

membrana celular, lo que da inicio a la energía celular (ATP) y de esta manera incrementa

la curación, y la función celular (5).

La terapia de fotobiomodulación incrementa el proceso de curación, formación de tejido

cicatrizal y reduce la inflamación y el dolor. Es muy beneficioso en el control del dolor sin

producir adicciones ni efectos secundarios (22).

Al realizar cada tratamiento la energía láser incrementa la circulación, y el aporte de agua,

oxígeno y nutrientes de la zona a tratar, durante la recuperación de la zona afectada se

reanuda su función y cesa el dolor (22).

12

Algunos investigadores utilizaron un tipo diferente de láser, el cual es exclusivo ya que

posee triple longitud de onda y mayor potencia (21W), es ideal tratar tejidos profundos, y

disminuir el periodo de tratamiento (23).

2.3.1. Aplicaciones

2.3.1.1. Terapéutica dental

El láser de baja potencia complementa al tratamiento farmacológico clásico, no es un

tratamiento alternativo. Por la posibilidad de anti inflamación y analgesia disminuye el

dolor causado por un traumatismo dental, inflamación periapical, postoperatorio de

pacientes que han sido intervenidos por una cirugía periapical (5). Al usarlo en el

tratamiento de la hiperestesia dentinaria se ha comprobado efectos positivos (23).

Se han realizado estudios in vitro para evaluar la aplicación del láser blando para ser

utilizado como desinfectante de conductos radiculares en conjunto con el peróxido de

hidrógeno y el hipoclorito de sodio (24).

2.3.1.2. Periodoncia

Se han realizado estudios in vitro e in vivo para señalar los beneficios del láser de baja

potencia en periodoncia y estos indican una mayor actividad proliferativa celular, pero se

necesita más estudios para profundizar estas invenciones ya que la mayoría de

investigaciones se centran en las ventajas de los láseres de alta potencia en cirugía

periodontal (5).

Otros autores afirman que el láser blando no es benéfico en el control del dolor después de

los tratamientos quirúrgicos periodontales, alegan que no hay diferencia significativa en el

índice de disminución del dolor y curación al compararlo con un tratamiento cotidiano (25)

13

2.3.1.3. Implantología bucofacial

Se han realizado diversos estudios sobre los resultados de la aplicación de laser de baja

potencia después de colocar implantes osteointegrados y se deduce que este favorece en

su cicatrización, control del dolor, y diminución de la inflamación, por ser bioestimulante

(26).

Dortbudak y cols. (2008) (27) realizaron investigaciones en monos sobre la calidad y

cantidad ósea que rodean el implante después de irradiarlo con láser de baja potencia

dando como resultado aumento de osteocitos en comparación con las zonas que no

recibieron irradiación, pero se necesita más estudios puesto que no existe evidencia

científica que corroboren con estas investigaciones.

Kreisler y cols. (2008) (28) realizaron un estudio sobre la desinfección de las superficies de

los implantes mediante láser se dedujo que, si hay diminución del crecimiento bacteriano,

pero no es tan efectivo como la desinfección convencional in vitro tras la sumersión del

implante en clorhexidina por 1 minuto.

2.3.1.4. Prótesis

Es conveniente el uso de laser de baja potencia en úlceras bucales, después de una cirugía

pre protésica por su carácter bioestimulante ayudando en el dolor y la rápida cicatrización

(29).

2.3.1.5. Ortodoncia

Investigadores realizaron un estudio en el cual se indica disminución del dolor en la escala

analógica visual en comparación con el grupo control, pero no existieron diferencias

significativas por lo que se dedujo que el láser de baja potencia se debe usar para mejorar

el resultado de la terapia farmacológica habitual, mas no es suficiente utilizarlo de manera

unitaria (5).

14

2.3.1.6. Cirugía bucal

El láser de baja potencia es bioestimulante como se ha mencionado, pero no poseen efecto

térmico, por lo que no se aplica en el campo quirúrgico; pero es de gran ayuda en la

cicatrización de las heridas, y apresura la regeneración tisular para de este modo minimizar

el dolor y la inflamación, ayudan también en la reparación de nervios tales como dentario

inferior y lingual tras haber sufrido una lesión devolviendo la sensibilidad de la zona

dañada (8).

Se necesita de más estudios para corroborar con lo antes mencionado ya que hay carencia

de evidencia científica (6).

2.3.1.7. Medicina bucal

El láser de baja potencia está indicado para el control de diversas patologías orales tales

como: mucositis a causa de quimioterapias ya que reduce la incidencia y severidad,

queilitis, aftas, herpes quemaduras, prevención de cicatrices hipertróficas y queloides entre

otras (30).

De la Torre y Alfaro (2016) (31) alegan que “El uso del láser de baja potencia reduce el

tiempo de curación del herpes zóster y del herpes simple labial”.

Deduce también que usándolo tempranamente menora la virulencia y la incidencia de estas

infecciones víricas que son muy comunes (32).

2.3.1.8. Patología disfuncional de la articulación temporomandibular y

dolor bucofacial

El láser de baja potencia ha sido una buena alternativa en la disfunción del ATM, como es

el caso del trismus dental ya que reduce el dolor y la inflamación obteniendo resultados

favorables, Jiménez Afirma que es una tecnología que neutralizar la sintomatología del

paciente (5).

15

Por otro lado, Rodríguez y Ozores (2010) (33) manifiestan que “Se puede utilizar esta

terapia en la disfunción cráneo mandibular ya que disminuye el dolor e incrementa las

lateralidades mandibulares y la apertura bucal”.

Rodríguez y Ozores (2010) (33) dedujeron que “Se puede utilizar láser de baja potencia en

diversas patologías de la región maxilofacial como dolor muscular, neuralgia del

trigémino, dolor articular, entre otros obteniendo resultados benéficos”.

2.3.2. Efectos celulares

Varios son los procesos para obtener un mecanismo de cicatrización (34).

2.3.2.1. Formación de fibras colágenas y elásticas

En algunas investigaciones sobre cultivos de fibroblastos señalan que, al ser irradiados con

láser de baja potencia, existe una gran actividad celular (34).

El aumento en el número de mitocondrias, la dilatación de los retículos endoplásmicos, La

activación de DNA precolágeno I y III, indican la actividad celular en la síntesis de

colágeno. Dando lugar a la formación de fibras elásticas y colágenas, logrando además la

regeneración de tendones seccionados (34).

La sustancia colágena se encarga de la cicatrización de las heridas de manera rápida (35).

2.3.2.2. Formación de vasos sanguíneos y regeneración nerviosa

La neoformación de microvasos se realiza gracias a la aplicación del láser de baja potencia

sobre las células del endotelio vascular de esta manera aumenta la actividad mitótica dando

como resultado yemas o brotes de los vasos existentes, dando lugar a la formación de los

mismos (36).

En otras investigaciones se concluye que existe una buena regeneración nerviosa tanto del

nervio facial como del y nervio medial al utilizar láser de baja potencia (36).

16

2.3.2.3. Reparación de defectos óseos y cicatrización de fracturas

La mineralización, síntesis de colágeno, respuesta vascular son algunos de los procesos

fisiológicos por lo que se lleva a cabo la cicatrización ósea (37).

Algunas investigaciones afirman que el láser de baja potencia incrementa la capacidad

reparativa del tejido óseo, y estimula la proliferación de células osteoblásticas (37).

La actividad de la enzima fosfatasa alcalina interviene en la mineralización tanto del

cartílago como del hueso. En varias investigaciones se afirma que el láser de baja potencia

al ser aplicado en fracturas de fémur aumenta la expresión de fosfatasa alcalina al

compararlo con un grupo control no irradiado (38).

Algunos estudios realizados en ratones concluyeron que al irradiarlos con láser de baja

potencia a nivel de fractura ósea de tibia se existió una mayor densidad del hueso en la

zona irradiada lo que quiere decir que hay aceleración en la mineralización del callo óseo,

esto se comprobó por medio de evidencia radiográfica (39).

Otras investigaciones realizadas en el hueso periodontal de ratones dedujeron que con

pequeñas dosis de irradiación se hallaron los osteocitos normales en cambio al aplicar altas

dosis presentaron características de degeneración celular (40).

17

CAPÍTULO III

3. METODOLOGÍA

3.1. Diseño de la investigación

El presente estudio fue de tipo experimental, in vitro.

Experimental: Se obtuvieron cultivos primarios de células madre obtenidas de la

pulpa dental de terceros molares donados del Quirófano de la Facultad de Odontología

de la Universidad Central del Ecuador, a los cuales se les agregó BIS-GMA al 0,2

µl/ml, y se estableció un grupo control y dos grupos a los cuales se les aplicó la terapia

de fotobiomodulación a una energía por punto de 3J/cm2 y 5J/cm2, respectivamente, y

se registró la curva de crecimiento celular en ambos grupos.

In vitro: La investigación se desarrolló en un medio controlado como es el Laboratorio

de Microbiología de la FOUCE, se siguieron las medidas de bioseguridad durante la

realización del procedimiento experimental.

3.2. Población de estudio y muestra

La población de este estudio corresponde a DPSC (células madres de la pulpa dental del

inglés dental pulp stem cells) las cuales se obtuvieron de terceros molares donados por el

quirófano de la facultad de odontología de Universidad Central del Ecuador (anexo del

permiso). En consecuencia, fue una muestra no probabilística, por conveniencia, siguiendo

la metodología empleada en el estudio de Ríos y cols. (2), que corresponderá a 3 placas de

polietileno estériles de 6 pozos, colocando 5x103 células por cada pozo.

3.3. Criterio de inclusión y exclusión

3.3.1. Criterio de inclusión

i. Cultivos celulares de células madre obtenidas de la pulpa dental.

ii. Placas de polietileno estériles de 6 pozos.

iii. Pozos que contengan 5x103 células.

18

3.3.2. Criterio de exclusión

i. Placas de polietileno que se contaminen durante el proceso experimental.

ii. Cultivos de células madres de cualquier otro órgano.

iii. Cultivos de diferentes tipos de células.

3.4. Conceptualización de las variables

3.4.1. Variable independiente

i. Citotoxicidad del Bis-GMA: Respuesta local irritante o tóxica de origen sistémico

que pueden producir los sistemas poliméricos al entrar en contacto con el tejido

pulpar (2).

3.4.2. Variable dependiente

i. Respuesta celular a la fotobiomodulación: Es una terapia utilizada para acelerar

la reparación tisular, es decir, estimula la proliferación y regeneración de las células

cuando estas se encuentran expuestas a algún tipo de agresión (5).

ii. Célula madre de la pulpa dental: Son células con la capacidad de autorrenovarse

y generar uno o más tipos de células especializadas. Debido a la capacidad de

diferenciación y a los diversos nichos tisulares donde se han localizado, se han

desarrollado métodos de tratamiento basados en la aplicación de las mismas con el

objetivo de reparar tejidos dañados (36).

19

3.5. Definición operacional de las variables

VARIABLE DEFINICIÓN OPERACIONAL TIPO CLASIFICACIÓN

INDICADOR

CATEGÓRIC

O

ESCALA DE

MEDICIÓN

Respuesta celular a la

fotobiomodulación

Terapia utilizada para acelerar la

reparación tisular, estimula la

proliferación y regeneración de las

células cuando estas se encuentran

expuestas a algún tipo de agresión

(41).

Dependiente Cualitativa

Nominal

Energía por

punto.

1)3J/cm2

2) 5J/cm2

Citotoxicidad del

Bis-GMA

Los sistemas poliméricos se colocan

en contacto con el tejido

inmediatamente después de

mezclados, por lo que uno o más de

sus componentes pueden migrar al

mismo, ocasionando respuestas

locales irritantes, o tóxicas de origen

sistémico (42).

Independiente Cualitativa

Nominal

Bajo

Medio

Alto

1

2

3

Células madre de la

pulpa dental

Son células con capacidad de

autorrenovarse y generar uno o más

tipos de células especializadas.

Debido a la capacidad de

diferenciación y a los diversos nichos

tisulares donde se han localizado, las

terapias con células madre suelen

centrarse en el reemplazo celular, es

decir, la sustitución de las células

dañadas por células nuevas y

funcionales (36).

Dependiente Cuantitativa

Razón

Cámara de

Neubauer

5x103 células

por cada pozo

20

3.6. Estandarización

Los materiales que se usó siguieron los protocolos correspondientes para cada una de ellas,

las células que se utilizaron para el presente estudio son DPSC (células madre de la pulpa

dentaria del inglés dental pulp stem cells), se obtuvieron de terceros molares incluidos en

estadios de Nolla 7 y 8 que fueron donados por el Quirófano de la Facultad de Odontología

de la Universidad Central del Ecuador, (Anexo F). después fueron cultivadas en medio

suplementado e incubadas a 37ºC con saturación de CO2 al 5%, en la estufa marca

incucell, en el Laboratorio de Microbiología de la Facultad de Odontología de la

Universidad Central del Ecuador (Anexo B) siguiendo la metodología aplicada en la

investigación de Ríos y cols. (2). Así mismo, el componente polimérico de Bis-GMA se

aplicará en una concentración de 0,2µl/mL.

El equipo de fotobiomodulación que se utilizó para la parte experimental se estandarizo

bajo los siguientes parámetros: longitud de onda de 660 nm, potencia de 20 mw y energía

por punto de 3J/cm2 y 5J/cm2, en un período de 5s por punto, esta energía fue comprobada

antes de cada aplicación mediante un radiómetro, para garantizar que la aplicación de la

luz este siempre en el mismo lugar se confecciono una guía para la aplicación de la luz con

puntos equidistantes de 1 cm de distancia se estandarizo de esta manera la cantidad y la

zona de irradiación, como se puede observar en la figura 2.

Figura 1. Puntos equidistantes a 1 cm para estandarizar las zonas de irradiación

Fuente: Fisher Scientific (43)

El procedimiento exhaustivo de la investigación fue guiado por el tutor del presente

estudio.

21

3.7. Manejo y método de recolección de datos

Para el desarrollo de la presente investigación se utilizarán los siguientes materiales:

i. Material e instrumental estéril y descartable para la extracción, el manejo y el

cultivo de células madre durante el procedimiento experimental.

ii. Solicitud dirigida a la directora de la Unidad de Graduación, Titulación e

Investigación de la Facultad de Odontología de la UCE.

iii. Consentimiento informado del paciente y de la clínica donde se aclara que la

donación de los terceros molares fue voluntaria y exclusiva para este proyecto.

iv. Permiso para el uso de las instalaciones del Laboratorio de Análisis Clínicos y

Bacteriológicos de la Universidad Central del Ecuador.

Solicitud de permisos

Antes de iniciar el estudio se sometió al comité de ética de la UCE, y se redactó una

solicitud dirigida a la directora de la Unidad de Graduación, Titulación e Investigación de

la Facultad de Odontología de la UCE, con la finalidad de obtener la aprobación para

realizar el mismo. Posteriormente, se solicitó el permiso para el uso de las instalaciones del

Laboratorio de Microbiología de la Facultad de Odontología de la Universidad Central del

Ecuador, mencionando el objetivo de la investigación y explicando detalladamente el

procedimiento metodológico que se realizó, con el fin de dejar constancia que no existió

riesgo alguno para ninguna de las partes involucradas. (Anexo B)

Para el desarrollo de la parte experimental se realizó lo siguiente:

a. Materiales

- Materiales de bioseguridad (gorro, mascarilla, bata, guantes, zapatones)

- Campos de mesa

- Hoja de recolección de datos

22

b. Sustancias

Cultivo α MEM

Suero fetal bovino

Suero fisiológico

Agua destilada

Penicilina

Estreptomicina

Povidona yodada

Ácido ascórbico

Tripsina

CO2

c. Instrumental

6 placas de polietileno estériles de 6 pozos

Tubo de ensayo de 15 ml

Disco de carburo

Pieza de mano

Cucharilla dental

Bisturí estéril

Estufa

Cámara de neubauer

Pipetas de 100 ml

Juego de micropipetas

Puntas de 100 ml

Tubos de plástico de 15 ml para centrifuga

Fórceps

Pinza anatómica estéril

Fundas de esterilización

Recipiente plástico para desechos

Frascos de vidrio

Cabina de seguridad biológica con luz UV

23

d. Infraestructura

- Laboratorio de Microbiología de la Facultad de Odontología de la Universidad

Central del Ecuador.

Figura 2. Laboratorio de Microbiología de la Facultad de Odontología de la Universidad Central del Ecuador

Fuente y elaboración: Samanta Estefania Flores Vargas

3.7.1. Procedimiento

3.7.1.1. Cultivo de células madre obtenidas de la pulpa dental de

terceros molares

Para este estudio se obtuvo la pulpa cameral de terceros molares donados voluntariamente

por los pacientes del Quirófano de la Facultad de Odontología de la Universidad Central

del Ecuador, además se les hizo firmar un consentimiento informado para su respectiva

donación. (Anexo F).

24

Figura 3. Terceros Molares donados del Quirófano de la Facultad de Odontología de la Universidad Central

del Ecuador. Imagen A: entrega de terceros molares. Imagen B: frasco con terceros molares.


Posteriormente a la extracción del tercer molar, se procedió a sumergir de forma inmediata

el diente en un frasco de vidrio con tapa hermética que contenía, 5ml solución salina

normal estéril; en cual, también se adicionó una solución antibiótica compuesta por 100

Ug/ml de penicilina y 100 Ug/ml de estreptomicina (Shotapen LA, México) y se almacenó

en un contenedor de baja temperatura; controlando la temperatura de 4°C mediante un

termómetro para mantener la vitalidad celular.

A B

25

Figura 4. Imagen A: Almacenamiento de terceros molares. Contenedor de baja temperatura con termómetro

incluido. Imagen B: frasco con terceros molares. Imagen C: Suero fisiológico + Solución antibiótica

(penicilina + estreptomicina)


Una vez que se obtuvieron los dientes se procedió al proceso de desinfección de cada uno,

lavándolos tres veces con solución de suero fisiológico al 0.9% además se los cepilló para

eliminar el tejido orgánico, luego se desinfectó con povidona yodada, y después fueron

lavados con agua destilada, dejándolos sumergidos nuevamente en solución antibiótica y

solución salina para su conservación y traslado al laboratorio de Microbiología de la

Facultad de Odontología de la Universidad Central del Ecuador.

26

Figura 5. Proceso de desinfección de la pieza dentaria. Imagen A: Lavado de pieza dentaria con suero

fisiológico. Imagen B: Lavado de la pieza dentaria con povidona yodada.


Se prosiguió con el aislamiento del tejido pulpar dental, donde se cortó el diente en sentido

horizontal a 1mm por debajo de la línea amelo cementaría con una profundidad de 2mm

aproximadamente; y de esta manera, evitar la exposición de la pulpa, por lo que utilizamos

un disco de carburo en pieza de alta velocidad a 40.000 rpm (NSK, Japón), se irrigo con

suero fisiológico helado al 0.9% de forma intermitente.

Figura 6. Corte de la pieza dentaria. Imagen A: pieza de mano con disco de carburo. Imagen B: corte del

diente a 1mm debajo de la línea amelocementaria con irrigación constante de suero fisiológico


27

Llevamos el diente a la Cámara de seguridad biológica (TDI Tecnología de Diagnóstico e

Investigación, Madrid. España) para que no exista contaminación y de ese modo con la

ayuda de dos fórceps 150 (Power Dental USA, Inc, Chicago, Estados Unidos) separamos

la raíz del diente de la corona clínica, y llegamos a la cámara pulpar del diente,

separaremos suavemente el tejido de la pulpa con una cucharilla dental número 35-36

marca Maillefer (Dentsply, Pensilvania, Estados Unidos). (44)

Figura 7. Separación de la corona y raíz del diente mediante fórceps. Imagen A: sujeción del diente con

fórceps. Imagen B: separación de la raíz de la corona del diente. Imagen C: observación de la cámara

pulpar. Imagen D: vaciamiento de la cámara pulpar mediante cucharilla dental.


Luego se colocó la pulpa dental extraída en placas de 6 pozos estériles, usando un bisturí

estéril hoja Nº 12, se realizó cortes de la pulpa en pequeños fragmentos, para

posteriormente agregarle nuestro medio de cultivo α-MEM suplementado.

28

Figura 8. Colocación del contenido pulpar por medio de bisturí y cucharilla en cajas de 6 pozos estériles


Estos fragmentos fueron caracterizados y cultivados en un medio de cultivo con los

siguientes componentes, cultivo α-MEM suplementado compuesto por: cultivo α- MEM

(GIBCO / Life Technologies, Grand Island, NY, EUA), suero fetal bovino 15% (MSC-

FBS, Gibco, India), glutamina 2mM (GIBCO / Life Technologies, Grand Island, NY,

EUA), ácido ascórbico 0,1 mM (Sigma-Aldrich Corporation, St. Louis, MO, EUA),

penicilina y estreptomicina 100U/mL (Shotapen LA, México), este medio permite la

liberación de las células madre.

29

Figura 9. Sustancias utilizadas para elaborar medio de cultivo α- MEM suplementado. Imagen A: Suero

fetal bovino. Imagen B: Ácido Ascórbico. Imagen C: Solución Antibiótica. Imagen D: cultivo α- MEM.


Para la elaboración de nuestro medio de cultivo α-MEM suplementado, mezclamos todas

las sustancias en una botella de vidrio de 100 ml la cual contiene; 400ml cultivo α- MEM,

4 ml de solución antibiótica (penicilina+ estreptomicina), 4 ml de ácido ascórbico y 60 ml

de suero fetal bovino y mezclamos con una pipeta obteniendo de esta manera nuestro

medio.

30

Figura 10. Sustancias utilizadas para elaborar medio de cultivo α- MEM suplementado. Imagen A:

Preparación de 400 ml Cultivo α- MEM. Imagen B: Cultivo α- MEM +Ácido Ascórbico. Imagen C: Cultivo

α- MEM +Ácido Ascórbico + Solución Antibiótica. Imagen D: Colocación de la solución antibiótica.


Figura 11. Cultivo α- MEM + 4 ml de vitamina C + 4 ml solución antibiótica+ 400 ml de suero fetal bovino


31

Figura 12. Jeringa Filtro


Se utilizó un filtro de 0,4 um para eliminar residuos que podrían causar una infección, este

medio permite la liberación de las células madre del tejido pulpar.

La pulpa extraída de cada diente fue dividida en 3 fragmentos de tejido, colocando en

placas de 6 pozos diferentes al que se agregó 2,5 ml de Cultivo α- MEM suplementado,

siendo 5 los dientes analizados, se obtuvieron 15 muestras.

Todos estos procedimientos fueron realizados en la cabina de seguridad biológica (TDI

Tecnología de Diagnóstico e Investigación, Madrid. España), con todas las medidas de

seguridad pertinentes.

Figura 13. Colocación de 2,5 ml de medio en cajas de 6 pozos


32

Las muestras fueron colocadas en una estufa (Incucell, Múnich-Alemania) a 37°C en una

atmosfera húmeda con 95% de aire y 5 % de dióxido de carbono (CO2). Para conseguir

esto se utilizaron sobres de anaerobiosis (Thermo Scientific , Massachusetts, Estados

Unidos) de 2,5 litros, la estufa que se utilizó era una estufa seca, por lo que fue preciso

colocar 2 litros de agua destilada para mantener la humedad adecuada. (44)

Figura 14. Incubadora con cajas de 6 pozos, sobres de CO2 y agua destilada


El medio de cultivo fue cambiado cada 48 horas durante quince días; dicho procedimiento

se realizó de la siguiente forma: se retiró todo el medio de cultivo localizado en las placas

de 6 pozos, se lavó con solución salina al 0.9%, luego se retiraba esta solución y

posteriormente se colocaba nuevo medio de cultivo. (44)

https://www.google.com/search?sxsrf=ACYBGNTzFjCJOIvSMxNtL3o03ss37SqCqA:1581433900603&q=Waltham&stick=H4sIAAAAAAAAAOPgE-LSz9U3MCooMTBJU-IAsTOqjE21tLKTrfTzi9IT8zKrEksy8_NQOFYZqYkphaWJRSWpRcWLWNnDE3NKMhJzd7AyAgDThZNCUQAAAA&sa=X&ved=2ahUKEwii94Wv5MnnAhVqoFkKHS7TCKIQmxMoATAOegQIDRAK&sxsrf=ACYBGNTzFjCJOIvSMxNtL3o03ss37SqCqA:1581433900603

https://www.google.com/search?sxsrf=ACYBGNTzFjCJOIvSMxNtL3o03ss37SqCqA:1581433900603&q=Waltham&stick=H4sIAAAAAAAAAOPgE-LSz9U3MCooMTBJU-IAsTOqjE21tLKTrfTzi9IT8zKrEksy8_NQOFYZqYkphaWJRSWpRcWLWNnDE3NKMhJzd7AyAgDThZNCUQAAAA&sa=X&ved=2ahUKEwii94Wv5MnnAhVqoFkKHS7TCKIQmxMoATAOegQIDRAK&sxsrf=ACYBGNTzFjCJOIvSMxNtL3o03ss37SqCqA:1581433900603

33

Figura 15. Imagen A: Retiro del medio de cultivo. Imagen B: Lavado con solución salina. Imagen C:

Colocación de medio nuevo (2,5ml).


El monitoreo de crecimiento de las células fue realizado en un microscopio de fase

invertida (iQcrew, Utrecht, Holanda).

}

Figu

ra 16. Monitoreo de crecimiento de células: Imagen A: colocación de medio de cultivo en microscopio de

fase invertida. Imagen B: observación de células 40X


34

3.7.1.2. Incorporación de Bis-GMA a los cultivos

Los subcultivos fueron realizados a los 15 días, durante este periodo las células llegaron a

la etapa de subconfluencia (aproximadamente 70-80 % del fondo de la placa ocupado por

células); en este momento las células fueron desprendidas del fondo de la placa con

tripsina al 0,25% (EMS 22200 trypsin, California, Estados Unidos), y fueron transferidas a

un tubo y centrifugadas a 2000 rpm por 4 minutos para luego ser resuspendidas y

plaqueadas nuevamente.

Figura 17. Proceso de preparación de tripsina


Las células fueron colocadas en placas de polietileno estériles de 6 pozos se colocaron

5x103 células por cada pozo, para formar los siguientes grupos: G1: O,1 ml de Bis-GMA

(Single Bond 2 -3M), más PBMT (Terapia De Fotobiomodulación del inglés

Photobiomodulation Therapy) a 3J (24 horas) G2: O,1 ml de Bis-GMA, más PBMT

(Terapia De Fotobiomodulación del inglés Photobiomodulation Therapy) a 3 J( 48 horas),

G3: O, 1 ml de Bis-GMA, más PBMT (Terapia De Fotobiomodulación del inglés

Photobiomodulation Therapy) a 3 J (72 horas), G4: O,1 ml de Bis-GMA, más PBMT

(Terapia De Fotobiomodulación del inglés Photobiomodulation Therapy) a 5 J (24 horas),

G5: O, 1 ml de Bis-GMA, más PBMT (Terapia De Fotobiomodulación del inglés

Photobiomodulation Therapy) a 5 J (48 horas), G6: O,1 ml de Bis-GMA, más PBMT

(Terapia De Fotobiomodulación del inglés Photobiomodulation Therapy) a 5 J (72horas),

35

G7: O,1 ml de Bis-GMA (24 horas), G8: O,1 ml de Bis-GMA (48 horas), G9: O,1 ml de

Bis-GMA (72 horas).

Para realizar el análisis estadístico estas muestras fueron realizadas por triplicado.

3.7.1.3. Diseño de la distribución del cultivo celular en las placas de 6

pozos

Figura 18. Diseño de la distribución del cultivo celular en las placas de 6 pozos Fuente: Moura-Netto y cols. 2016. Low-intensity laser phototherapy anhances the proliferation of dental

pulp stem under nutritional deficiency. (45)

Figura 19. Imagen A: Succión del adhesivo 0,1 ml con jeringa. Imagen B: Single Bond 2 -3M


36

Figura 20. Incorporación de Bis-GMA en el medio


Una vez conseguida la subconfluencia, se colocó el medio de cultivo más 0,1 ml de Bis-

GMA y se aplicó la PBMT en los grupos establecidos, para este fin se utilizaron los

siguientes parámetros: una longitud de onda de 660 nm, una potencia de 20 mW y una

energía por punto de 3 J/cm2 y de 5 J/cm2 que corresponde a un periodo de tiempo de 5

segundos, los puntos de irradiación estuvieron separadas a una distancia de 1 cm de cada

punto.

Figura 21. Aplicación de PBMT en los diferentes grupos. Fuente y elaboración: Samanta Estefania Flores Vargas

Se midió la variabilidad celular aplicando el siguiente procedimiento: las células fueron

desprendidas del fondo de la placa aplicando 1ml de solución de tripsina al 0,25% (EMS

22200 trypsin, California, Estados Unidos), se colocaron las placas de cultivo en la estufa

37

por 3 minutos para potenciar el efecto de la tripsina; luego en la cámara de flujo laminar, se

retiró la tripsina la cual contenía a las células y se colocó dicha solución en un tubo de

ensayo con 3ml de medio de cultivo, se centrifugaron dichos tubos a 2000 rpm por 4

minutos para separar las células del medio. Este procedimiento fue repetido a las 24, 48 y

72 horas.

Figura 22. Colocación de tubos de ensayo con 3ml de medio y tripsina en la centrifuga por 4 minutos


Figura 23. Observación de las células en el fundo del tubo de ensayo


38

3.7.1.4. Determinación curva de crecimiento celular

La proliferación celular se estableció mediante la curva de crecimiento celular utilizando la

cámara de Neubauer, donde se procedió de la siguiente manera: se desinfecto la cámara y

el cubreobjetos con agua destilada y alcohol 96%, se secó bien con papel suave absorbente,

luego se colocó el cubreobjetos encima de la cámara, se homogeneizo removiendo bien el

cultivo, con una pipeta se tomó 10uL la muestra donde la punta de la pipeta se colocó en

una de las dos ranuras de la cámara y por capilaridad, el cultivo se distribuyó en la cámara,

finalmente se fijó a la cámara de recuento en la platina del microscopio de fase invertida y

se realizó la observación microscópica (46), este procedimiento se repitió en cada uno de

los grupos tomando los valores a 24, 48 y 72 horas posteriores a la aplicación de la terapia

de fotobiomodulación.

Figura 24. Curva de crecimiento celular utilizando la cámara de Neubauer. Imagen A y B: homogenización

del cultivo con una jeringa. Imagen C: absorción del medio con la micropipeta. Imagen C: se soltó con la

micropipeta el medio cultivo. Imagen D: fijación del medio a la cámara de Neubauer.


39

Se observaron los siguientes grupos:

Figura 25. Sin terapia de fotobiomodulación las 24, 48 y 72 horas.


Figura 26. Con terapia de fotobiomodulación las 24, 48 y 72 horas (3J)


Figura 27. Con terapia de fotobiomodulación las 24, 48 y 72 horas (5J).


40

Figura 28. Determinación de la curva neubaeur

Fuente: Laboratorio clínico (47)

3.8. Análisis estadísticos

La información obtenida se recolecto en una hoja de recolección de datos elaborada en el

programa Microsoft Excel, la misma que se analizó bajo estadística descriptiva para

determinar la respuesta celular, y de este modo puedan ser procesados estadísticamente en

el programa SPSS, aplicando pruebas para determinar la normalidad y la parametricidad de

los resultados, con la expectativa de realizar un análisis de varianza ANOVA; el nivel de

significancia utilizado para este estudio será del 95%.

3.9. Aspectos bioéticos, metodológicos y jurídicos

ASPECTOS BIOÉTICOS

a) Beneficencia: Los resultados obtenidos del estudio a desarrollar aportará información

actualizada que puede ser utilizada como material de referencia, tanto para los

profesionales en el área odontológica como a los estudiantes de odontología.

Asimismo, establecerá las bases para desarrollar futuros estudios con los resultados y

recomendaciones que se alcancen. También aportará beneficios para el éxito de los

procedimientos clínicos aplicados a los pacientes con necesidad de tratamientos

41

odontológicos donde intervengan resinas poliméricas, al garantizar un riesgo mínimo

derivado por la citotoxicidad del material de restauración u obturación empleado.

b) Respeta a la persona y comunidad que participa en el estudio: Por ser un estudio in

vitro, no se necesitará redactar consentimiento informado debido que no participarán

individuos como pacientes, solo se aplicará un proceso experimental con el fin de

determinar la respuesta celular que origina la fotobiomodulación ante la toxicidad del

Bis-GMA. Por lo tanto, no existirá irrespeto alguno a la comunidad o a las personas

durante el desarrollo de la investigación.

c) Autonomía: Aspecto no considerado para el estudio planteado por no requerir de la

participación de personas, siendo la población objeto de investigación cultivos

celulares de células madre obtenidos de la pulpa dental que de acuerdo a los criterios

de inclusión serán usados.

d) Confidencialidad: Aspecto no considerado al no existir vulneración alguna de

confidencialidad por tratarse de un estudio in vitro. En consecuencia, no es necesario

obtener documento firmado ni consentimiento informado. (Anexo H)

e) Riesgos potenciales del estudio: No existen riesgos involucrados en el estudio

planteado, debido que la metodología empleada no compromete la salud o integridad

del investigador.

f) Beneficios potenciales del estudio:

Beneficio directo: Para los profesionales odontológicos y los estudiantes de

odontología al incrementar el conocimiento en las técnicas de laser de baja frecuencia y

el nivel de toxicidad de los materiales de resinosos empleados, minimizando el riesgo

de fracasos o fallas durante o después de los procedimientos clínicos.

Beneficio indirecto: Dirigido a los pacientes que son atendidos durante la práctica

clínica, debido que incrementará el nivel de éxito de los tratamientos aplicados por

parte del profesional odontólogo, optimizando de esta manera la atención recibida.

g) Protección de la población vulnerable: La investigación planteada no involucra a una

población conformada por personas, por tanto, no se presenta ningún tipo de

vulnerabilidad, debido que las muestras serán los cultivos celulares de células madre

obtenidos de la pulpa dental de terceros molares debidamente identificados durante la

investigación.

42

ASPECTOS METODOLÓGICOS

a) Aleatorización equitativa de la muestra: No es requisito establecer una selección

aleatoria de la muestra debido a que la selección será de manera no probabilística.

ASPECTOS JURÍDICOS

a) Idoneidad ética y experticia del estudio: Amparado por los certificados reflejados en

los Anexos I y J.

b) Conflicto de intereses: Las declaraciones de conflicto de intereses se señalan en los

Anexos K y L.

43

CAPÍTULO IV

4. ANÁLISIS E INTERPRETACIÓN DE RESULTADOS

Los datos obtenidos fueron tomados bajo estadística descriptiva para determinar la

respuesta celular a la fotobiomodulación ante los efectos citotóxicos del Bis-GMA (0,1

ml), utilizando pruebas de Normalidad de Shapiro-Wilk, ANOVA, ANOVA de medidas

repetidas. Con un nivel de confiabilidad de 95%, para de ese modo establecer la

normalidad y la parametricidad de los resultados. Los datos adquiridos se tabularon en el

programa Microsoft Excel, para el análisis estadístico se utilizó el programa SPSS versión

25.

4.1. Resultados descriptivos

Tabla 1. Pruebas de normalidad

Fuente y elaboración: Ing. Molina Arauz Jaime Reinaldo

En la prueba de Normalidad de Shapiro-Wilk, los valores del nivel de significación (Sig)

son superiores a 0,05 (95% de confiabilidad), por tanto las muestras provienen de

Pruebas de normalidad

Tiempos GRUPOS Kolmogorov-Smirnov Shapiro-Wilk

Estadístico gl Sig. Estadístico gl Sig.

24 horas

Sin terapia de fotobiomodulacion 0,304 3 . 0,907 3 0,407

Con terapia de

fotobiomodulacion, energía por

punto: 3J/cm2

0,187 3 . 0,998 3 0,915

Con terapia de


punto: 5J/cm2

0,175 3 . 1,000 3 1,000

48 horas


Con terapia de


punto: 3J/cm2

0,253 3 . 0,964 3 0,637

Con terapia de


punto: 5J/cm2

0,187 3 . 0,998 3 0,915

72 horas


Con terapia de


punto: 3J/cm2

0,311 3 . 0,897 3 0,377

Con terapia de


punto: 5J/cm2

0,335 3 . 0,857 3 0,260

44

poblaciones con distribución Normal, entonces para la comparación de grupos se utiliza

pruebas paramétricas: ANOVA, ANOVA de medidas repetidas.

4.1.1. Comparación de grupos utilizando pruebas paramétricas:

Tabla 2. Comparación entre las tres técnicas: 24 horas (ANOVA)

Descriptivos (X103)

24 horas

Técnicas N Media Desviación

estándar

95% del intervalo de

confianza para la

media

Mín

imo

Máx

imo ANOVA

(p=) Límite

inferior

Límite

superior

Sin terapia de fotobiomodulacion 3 3,91 0,05 3,79 4,02 3,87 3,96

0,000

Con terapia de


punto: 3J/cm2

3 4,18 0,07 4,02 4,35 4,12 4,25

Con terapia de


punto: 5J/cm2

3 5,12 0,06 4,97 5,27 5,06 5,18

Total 9 4,40 0,55 3,98 4,83 3,87 5,18


Gráfico 1. Comparación entre las tres técnicas: 24 horas (ANOVA).


SIN TERAPIA DE FOTOBIOMODULACION: Tiene una media de 3,91x103, con una

desviación estándar de 0,05x103, el intervalo de confianza de la media está entre 3,79x103

y 4,02x103, el valor mínimo de la muestra es de 3,87x103 y el máximo es de 3,96x103

CON TERAPIA DE FOTOBIOMODULACION, ENERGÍA POR PUNTO: 3J/cm2:

Tiene una media de 4,18x103, con una desviación estándar de 0,07x103, el intervalo de

3,914,18

5,12

SIN TERAPIA DE

FOTOBIOMODULACION

CON TERAPIA DE

FOTOBIOMODULACION,

ENERGÍA POR PUNTO: 3J/cm2

CON TERAPIA DE

FOTOBIOMODULACION,

ENERGÍA POR PUNTO: 5J/cm2

COMPARACIÓN A LAS 24 HORAS

45

confianza de la media está entre 4,02x103 y 4,35x103, el valor mínimo de la muestra es de

4,12x103 y el máximo es de 4,25x103

CON TERAPIA DE FOTOBIOMODULACION, ENERGÍA POR PUNTO: 5J/cm2:




De la Prueba ANOVA, el valor del nivel de significación (Sig. = 0,000) es inferior a 0,05

(95% de confiabilidad), luego alguna o varias de las medias de las muestras no son

similares a las otras. Para determinar cuáles no son similares se realiza la prueba de Tukey

(dos a dos) y se tiene el siguiente resumen de resultados.

Subconjuntos homogéneos

Tabla 3. Test Hsd Tukey a las 24 horas

24 horas

HSD TUKEY

Grupos N Subconjunto para alfa = 0.05

1 2 3

Sin terapia de fotobiomodulación 3 3,91

Con terapia de fotobiomodulación, energía por punto:

3J/cm2 3 4,18

Con terapia de fotobiomodulación, energía por punto:

5J/cm2 3 5,12

Sig. 1,000 1,000 1,000


De la prueba de Tukey dos a dos se forman tres subconjuntos totalmente diferentes, con los

menores valores está la muestra de SIN TERAPIA DE FOTOBIOMODULACION con

una media de 3,91x103, le sigue la técnica CON TERAPIA DE

FOTOBIOMODULACION, ENERGÍA POR PUNTO: 3J/cm2 con una media de 4,18x103

y con los mayores valores estas la técnica CON TERAPIA DE

FOTOBIOMODULACION, ENERGÍA POR PUNTO: 5J/cm2 con una media de 5,12x103.

46

Tabla 4. Comparación entre las tres técnicas: 48 horas

Descriptivos (X103)

48 horas

TÉCNICAS N Media Desviación

estándar


confianza para la media

Mín

imo

Máx

imo

ANOVA

(p=) Límite

inferior

Límite

superior

Sin terapia de fotobiomodulacion 3 3,68 0,07 3,52 3,85 3,62 3,75

0,000

Con terapia de fotobiomodulacion,

energía por punto: 3J/cm2 3 4,85 0,09 4,62 5,08 4,75 4,93

Con terapia de fotobiomodulacion,


Total 9 4,93 1,11 4,07 5,78 3,62 6,31


Gráfico 2. Comparación entre las tres técnicas: 48 horas


SIN TERAPIA DE FOTOBIOMODULACIÓN: Tiene una media de 3,68x103, con una



CON TERAPIA DE FOTOBIOMODULACIÓN, ENERGÍA POR PUNTO: 3J/cm2:






3,68

4,85

6,25

SIN TERAPIA DE

FOTOBIOMODULACION

CON TERAPIA DE

FOTOBIOMODULACION, ENERGÍA

POR PUNTO: 3J/cm2

CON TERAPIA DE


POR PUNTO: 5J/cm2


47








Tabla 5. Test HSD Tukey a las 48 horas

48 horas

HSD Tukey

GRUPOS N Subconjunto para alfa = 0.05

1 2 3


Con terapia de fotobiomodulación, energía por

punto: 3J/cm2 3 4,85



Sig. 1,00 1,00 1,00


De la prueba de Tukey dos a dos se forman tres subconjuntos totalmente diferentes, con los

menores valores esta la muestra de SIN TERAPIA DE FOTOBIOMODULACIÓN con

una media de 3,68x103, le sigue con mayores valores las muestras de CON TERAPIA DE

FOTOBIOMODULACIÓN, ENERGÍA POR PUNTO: 3J/cm2 con una media de 4,85x103

y con los mayores valores esta CON TERAPIA DE FOTOBIOMODULACIÓN,

ENERGÍA POR PUNTO: 5J/cm2 con una media de 6,25x103.

Tabla 6. Comparación entre las tres técnicas: 72 horas

Descriptivos (X103)

72 horas

Técnicas N Media Desviación

estándar


confianza para la

media

Mín

imo

Máx

imo

ANOVA

(p=) Límite

inferior

Límite

superior

Sin terapia de fotobiomodulación 3 2,99 0,16 2,58 3,40 2,87 3,18

0,000 Con terapia de fotobiomodulación,


48

Con terapia de fotobiomodulación,


Total 9 5,26 1,87 3,82 6,70 2,87 7,44


Gráfico 3. Comparación entre las tres técnicas: 72 horas


SIN TERAPIA DE FOTOBIOMODULACIÓN: Tiene una media de 2,99x103, con una















2,99

5,49

7,28

SIN TERAPIA DE

FOTOBIOMODULACION

CON TERAPIA DE


POR PUNTO: 3J/cm2

CON TERAPIA DE


POR PUNTO: 5J/cm2


49


Tabla 7. Prueba HSD Tukey a las 72 horas

72 horas

HSD Tukey

GRUPOS N Subconjunto para alfa = 0.05

1 2 3






Sig. 1,00 1,00 1,00


De la prueba de Tukey dos a se forman tres subconjuntos totalmente diferentes, con los

menores valores esta la muestra de SIN TERAPIA DE FOTOBIOMODULACIÓN con

una media de 2,99x103, le sigue con mayores valores las muestras de CON TERAPIA DE

FOTOBIOMODULACIÓN, ENERGÍA POR PUNTO: 3J/cm2 con una media de 5,49x103

y con los mayores valores se tiene CON TERAPIA DE FOTOBIOMODULACIÓN,

ENERGÍA POR PUNTO: 5J/cm2 con una media de 7,28x103.

Tabla 8. Comparación en cada técnica entre las 24 horas – 48 horas y 72 horas. (ANOVA de medidas

repetidas). Grupos = sin terapia de fotobiomodulación

Estadísticos descriptivos (x 103)

Tiempos N Media Desviación Estándar Intervalo de confianza al 95%

Límite inferior Límite superior

24 horas 3 3,91 0,05 3,79 4,02

48 horas 3 3,68 0,07 3,52 3,85

72 horas 3 2,99 0,16 2,59 3,40


Para determinar si se tienen diferencias significativas se realiza la comparación dos a dos

entre las muestras y se tiene los siguientes resultados:

Tabla 9. Comparaciones por parejas (x 103)

Comparaciones por parejas (x 103)

Medida: MEASURE_1

(I) Tiempos (J) Tiempos Diferencia de

medias (I-J)

Sig.

(p =)

95% de intervalo de confianza

para diferencia


24 Horas 48 Horas 0,22 0,043 0,04 0,41

72 Horas 0,91 0,102 0,47 1,35

48 Horas 24 Horas -0,22 0,043 -0,41 -0,04

50

72 Horas 0,69 0,060 0,43 0,95

72 Horas 24 Horas -0,91 0,102 -1,35 -0,47

48 Horas -0,69 0,060 -0,95 -0,43


Gráfico 4. Comparación sin terapia de fotobiomodulación


Entre las 24 Horas y las 48 Horas la diferencia de las medias es de 0,22x103 y si se tienen

cambios significativos (p<0,05).

Entre las 48 horas y las 72 Horas la diferencia de las medias es de 0,69x103 y no se tienen

cambios significativos (p>0,05).

Entre las 24 Horas y las 72 Horas la diferencia de las medias es de -0,91x103 y no se tienen

cambios significativos (p>0,05)

En forma general se tienen cambios significativos en los tiempos de la técnica SIN

TERAPIA DE FOTOBIOMODULACIÓN y se tiene un comportamiento decreciente.

Tabla 10. Grupos = con terapia de fotobiomodulación, energía por punto: 3J/cm2 (ANOVA de medidas

repetidas)




24 horas 3 4,18 0,07 4,02 4,35

48 horas 3 4,85 0,09 4,62 5,08

72 horas 3 5,49 0,15 5,11 5,87




3,913,68

2,99

24 horas 48 horas 72 horas

SIN TERAPIA DE FOTOBIOMODULACIÓN

51

Tabla 11. Comparación por parejas (x103) con terapia de fotobiomodulación, energía por punto: 3J/cm2


Medida: MEASURE_1


medias (I-J)

Sig.

(p =)


para diferencia


24 Horas 48 Horas -0,67 0,006 -0,89 -0,44

72 Horas -1,31 0,004 -1,69 -0,93

48 Horas 24 Horas 0,67 0,006 0,44 0,89

72 Horas -0,64 0,003 -0,80 -0,49

72 Horas 24 Horas 1,31 0,004 0,93 1,69

48 Horas 0,64 0,003 0,49 0,80


Gráfico 5. Comparación por parejas (x103) con terapia de fotobiomodulación, energía por punto: 3J/cm2


Entre las 24 Horas y las 48 Horas la diferencia de las medias es de -0,67x103 y si se tienen


Entre las 48 horas y las 72 Horas la diferencia de las medias es de -0,64x103 y si se tienen



cambios significativos (p<0,05)

En forma general se tienen cambios significativos en los tiempos de la técnica CON

TERAPIA DE FOTOBIOMODULACIÓN, ENERGÍA POR PUNTO: 3J/cm2 y se

tiene un comportamiento creciente.

4,18

4,85

5,49


CON TERAPIA DE FOTOBIOMODULACIÓN, ENERGÍA POR PUNTO:

3J/cm2

52

Tabla 12. Grupos = con terapia de fotobiomodulación, energía por punto: 5J/cm2 (ANOVA de medidas

repetidas)




24 horas 3 5,12 0,06 4,97 5,27

48 horas 3 6,25 0,07 6,09 6,41

72 horas 3 7,28 0,22 6,73 7,83




Tabla 13. Comparación por parejas. Grupos = con terapia de fotobiomodulación, energía por punto: 5J/cm2


Medida: MEASURE_1


medias (I-J)

Sig.

(p =)


para diferencia


24 Horas 48 Horas -1,13 0,000 -1,14 -1,11

72 Horas -2,16 0,002 -2,58 -1,75

48 Horas 24 Horas 1,13 0,000 1,11 1,14

72 Horas -1,04 0,008 -1,44 -0,64

72 Horas 24 Horas 2,16 0,002 1,75 2,58

48 Horas 1,04 0,008 0,64 1,44


Gráfico 6. Comparación por parejas. Grupos = con terapia de fotobiomodulación, energía por punto: 5J/cm2


5,12

6,25

7,28


CON TERAPIA DE FOTOBIOMODULACIÓN, ENERGÍA

POR PUNTO: 5J/cm2

53

Entre las 24 Horas y las 48 Horas la diferencia de las medias es de -1,13x103 y si se tienen


Entre las 48 horas y las 72 Horas la diferencia de las medias es de -1,04x103 y si se tienen



cambios significativos (p>0,05)

En forma general se tienen cambios significativos en los tiempos de la técnica CON

TERAPIA DE FOTOBIOMODULACIÓN, ENERGÍA POR PUNTO: 5J/cm2 y se

tiene un comportamiento creciente.

RESUMEN:

Tabla 14. Resumen

Tiempos Sin terapia de

fotobiomodulación

Con terapia de

fotobiomodulación, energía

por punto: 3J/cm2

Con terapia de

fotobiomodulación, energía

por punto: 5J/cm2

24 horas 3,91 4,18 5,12

48 horas 3,68 4,85 6,25

72 horas 2,99 5,49 7,28


Gráfico 7. Comparación de las tres técnicas en función del tiempo


3,913,68 2,99

4,18 4,85

5,495,126,25

7,28


COMPARACIÓN TRES TÉCNICAS

SIN TERAPIA DE FOTOBIOMODULACION

CON TERAPIA DE FOTOBIOMODULACION, ENERGÍA POR PUNTO: 3J/cm2

CON TERAPIA DE FOTOBIOMODULACION, ENERGÍA POR PUNTO: 5J/cm2

54

A las 24 horas la técnica CON TERAPIA DE FOTOBIOMODULACIÓN, ENERGÍA

POR PUNTO: 5J/cm2 tiene los mayores valores, le sigue la técnica CON TERAPIA DE

FOTOBIOMODULACIÓN, ENERGÍA POR PUNTO: 3J/cm2 y con los menores valores

esta la técnica SIN TERAPIA DE FOTOBIOMODULACIÓN, similar comportamiento se

observa a las 48 Horas, a las 72 horas las tres técnicas no son similares. La técnica CON

TERAPIA DE FOTOBIOMODULACIÓN, ENERGÍA POR PUNTO: 3J/cm2 queda en un

punto intermedio entre las otras dos técnicas y la que tiene los mayores valores es la

técnica CON TERAPIA DE FOTOBIOMODULACIÓN, ENERGÍA POR PUNTO:

5J/cm2. Entonces se acepta la hipótesis de investigación, porque existen valores

significativos (p>0,05) en la terapia de fotobiomodulación tanto a las 24, 48 y 72 horas al

utilizar 3J/cm2 y 5J/cm2.

4.2. Discusión

La fotobiomodulación es una técnica que se emplea en múltiples áreas de la medicina

moderna en las últimas décadas para el tratamiento de varias patologías humanas, esta

terapia emplea longitudes de luz específicas, interactuando con los tejidos a nivel celular,

incrementando la actividad metabólica en el interior de la célula transportando nutrientes

por medio de la membrana celular, minimizando el dolor, la inflamación y la formación de

tejido al cicatrizar. El presente estudio tuvo como objetivo determinar el efecto celular a la

terapia de fotobiomodulación (TPBM del inglés Photobiomodulation Therapy) ante la

citotoxicidad producida por el Bis-GMA como componente orgánico de los sistemas

adhesivos.

Los resultados que se obtuvieron demuestran que existe una mayor proliferación celular en

los cultivos de células aplicando terapia de fotobiomodulación con 5J/cm2 obteniendo los

siguientes resultados; a las 24 horas 5,12 x 103; a las 48 horas 6,25 x 103; y a las 72 horas

7,28 x 103 de células. Al aplicar terapia de fotobiomodulación con 3 J/cm2 se obtuvieron

resultados similares; a las 24 horas 4,18 x 103; a las 48 horas 4,85 x 103; y a las 72 horas

5,49 x 103 de células por lo que hay mayor efectividad utilizando terapia de

fotobiomodulación de 5J/cm2; al contrario, cuando no se aplicó terapia de

fotobiomodulación se comprobó que existió mayor muerte celular, debido al potencial

citotóxico del Bis-GMA (0,1 ml) obteniendo los siguientes resultado: a las 24 horas 3,91 x

103, a las 48 horas 3,68 x 103,y a las 72 horas 2,99 x 103 células, siendo la vitalidad celular

55

decreciente. Por lo que sería una buena opción aplicar terapia de fotobiomodulación para

disminuir el riesgo de una posible citotoxicidad al aplicar el sistema adhesivo.

Donoso y cols. (2018) (48) demuestran al realizar estudios sobre la aplicación de TPBM

que existen excelentes resultados y aportan en diferentes acciones clínicas, controlando

varios signos y síntomas orales; tales como, elimina el dolor, la inflamación y el sangrado

y acelerando también, la reparación tisular, sin embargo se necesita más estudios para

establecer con mayor precisión los mecanismos celulares y moleculares involucrados en la

reparación celular y proliferación de las mismas.

En el presente estudio se comprobó que al aplicar terapia de fotobiomodulación a 5 J/cm2 y

3 J/cm2 vamos a tener mayor concentración celular; Además se pudo reflejar que si tiene

diferencias significativas (p<0,05) realizando la comparación dos a dos entre las muestras

donde se manifiesta un comportamiento creciente ; afirmando nuestra hipótesis de que la

fotobiomodulación aumenta la respuesta celular corroborando con el estudio expuesto por

España A (2004) (8)en el exponen que la TPBM es muy eficaz en los procesos de

reparación celular y proliferación de las mismas, por lo que recomienda usar láser para

resolver diferentes alteraciones a nivel de la cavidad oral.

Briceño y cols. (2016) (23) realizó estudios con terapia láser utilizando longitudes de onda

específicas para interactuar con los tejidos a nivel celular, incrementando la actividad

metabólica, minimizando el dolor, la inflamación y la formación de tejido cicatrizal, sin

que existan riesgos en cuanto a efectos secundarios o efectos citotóxicos, al igual que otros

artículos, menciona que se necesitan más estudios que permitan saber con más precisión la

efectividad de los tratamiento a largo plazo en cuanto al uso de TPBM.

Garrido M (2000) (34) realizaron una revisión bibliográfica sobre la literatura y

compararon diversos estudios de los últimos 10 años de investigaciones experimentales y

clínicas sobre los efectos biológicos de la radiación láser de baja potencia y concluyeron

que este ayuda en la reparación hística, la multiplicación celular, la activación en la

producción de colágeno y fosfatasa alcalina, la activación del endotelio vascular, aumento

de fibras colágenas y elásticas, regeneración de fibras nerviosas y de tejido óseo,

incrementa también en la velocidad de crecimiento de los vasos sanguíneos a partir de los

56

ya existentes. Por lo que nos es de gran ayuda en la reparación acelerada y completa de los

tejidos dañados.

Por otro lado, el estudio realizado por Cohn-Inostroza y cols.(2015) (49) mostró resultados

similares a esta investigación pues en dicho estudio determinó la tasa de muerte celular al

exponer a fibroblastos humanos (FBH) en diferentes concentraciones de Bis-GMA, con el

fin de demostrar la citotoxicidad del mismo , las concentraciones de Bis-GMA se aplicaron

en un cultivo de FBH durante 24 , 48 , 96 horas , la viabilidad celular fue determinada

mediante ensayo de reducción metabólica de Bromuro (MTT); en la cual se concluyó que a

mayor concentración de Bis-GMA existe una menor viabilidad celular en concentraciones

mayores.

Ríos M y cols. (2003) (2) realizaron un estudio en el laboratorio de inmunofarmacología

del INOR donde evaluaron la actividad citotóxica de resinas dentales tipo Bis-GMA: el

Obtudent fotocurado (FC) resina fotopolimerizable para restauraciones dentales y el

cubrimiento autocurado (AC) sellante dental para fosas y fisuras; en el cual se aplicó el

método de citotoxicidad in vitro para la evaluación toxicológica de materiales dentales y

ambos resultaron severamente citotóxicos en contacto con fibroblastos obtenidos de

ratones, por lo que recomiendan no utilizar este tipo de resinas si existe una mínima

exposición pupar .

A pesar de las limitaciones de este estudio, se logró comprobar que la fotobiomodulación

aumenta la respuesta celular de las células madres de la pulpa dental de terceros molares

ante la citotoxicidad del Bis-GMA; sin embargo al existir una escasa base bibliográfica

sobre este tema, es necesario realizar más investigaciones aplicando diferentes

concentraciones del Bis-GMA y diferentes parámetros de fotobiomodulación.

57

CAPÍTULO V

5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES

5.1. Conclusiones

La terapia de fotobiomodulación a 5 J/cm2 por 72 horas presento diferencias

significativas (p<0,05) y fue la que obtuvo tuvo mayor concentración celular 7,28.

Podemos observar que al utilizar terapia de fotobiomodulación con 3 J/cm2 y 5

J/cm2 tanto a las 24, 48 y 72 horas hay mayor proliferación celular que los grupos

que no fueron irradiados; si existió diferencia significativa (p<0,05) presentando un

comportamiento creciente.

Al no aplicar terapia de fotobiomodulación en los cultivos de células madre

obtuvimos un resultado decreciente en cuanto a la viabilidad celular a las 24 horas;

3,91 de concentración celular, a las 48 horas 3,68 concentración celular, a las 72

horas 2,99 concentración celular.

Al comparar los de parámetros de fotobiomodulación utilizados en este estudio se

comprobó que existe una mejor respuesta celular en los grupos irradiados con

5J/cm2.

5.2. Recomendaciones

Se recomienda realizar más estudios; ya que no hay suficiente evidencia científica

sobre el nivel de toxicidad que tiene el Bis-GMA.

Se debería hacer más investigaciones con terapia de fotobiomodulación, utilizando

diferentes longitudes de onda y aplicando diferentes concentraciones de Bis-GMA.

58

Es recomendable que se realicen más estudios utilizando células madre obtenidos

de pulpa dental, ya que sería útil a nivel odontológico y esto da inicio a nuevas

investigaciones.

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62

ANEXOS

ANEXO A: Solicitud de autorización de ajuste de metodología del proyecto

63

ANEXO B: Autorización de permiso para trabajar en el Laboratorio Microbiología

de la Facultad de Odontología de la Universidad Central del Ecuador.

64

ANEXO C: Autorización para trabajar en el laboratorio de Microbiología de la

Facultad de Odontología de la Universidad Central del Ecuador.

65

ANEXO D: Autorización para eliminación de desechos infecciosos.

66

ANEXO E: Autorización de donación de terceros molares incluidos del Quirófano de

la Facultad de Odontología de la Universidad Central del Ecuador.

67

ANEXO F: Consentimiento informado para la donación de terceros molares incluidos

del Quirófano de La Facultad de Odontología de la Universidad Central Del Ecuador.

68

ANEXO G: Hoja de recolección de datos

Placa 1

Grupo Control

Pozos Crecimiento celular


1

2

3

4

5

6

Placa 2

Fotobiomodulación con energía de 3J/cm2



1

2

3

4

5

6

Placa 3

Fotobiomodulación con energía de 5J/cm2



1

2

3

4

5

6

69

ANEXO H: Certificado de confidencialidad

70

ANEXO I: Certificado de idoneidad ética del investigador

71

ANEXO J: Certificado de idoneidad ética del tutor

72

ANEXO K: Certificado conflicto de intereses del investigador

73

ANEXO L : Certificado conflicto de intereses del tutor

74

ANEXO M : Solicitud de Autorización de Ajuste de la Metodología del Proyecto

75

ANEXO N : Certificado de viabiliadad ética

76

ANEXO O: Certificado del antiplagio (Urkund)

77

ANEXO P: Certificado de traducción del resumen

Topic: Cellular response of photobiomodulation to the cytotoxic effects of Bis-GMA

Author: Samanta Estefania Flores Vargas


ABSTRACT

In current dental practice, the use of adhesive systems is common, since Bis-GMA is an

organic component of them; however, it has cytotoxic components that can affect the

tissues with which it remains in contact, presenting allergic and toxicological

complications. On the other hand, photobiomodulation therapy is used to accelerate tissue

repair, stimulating the proliferation and regeneration of cells when they are exposed to

some type of aggression. Objective: To determine the effect of photobiomodulation on the

toxicity produced by BIS-GMA as an organic component of dental adhesive systems.

Material and methods: Stem cell cultures extracted from the dental pulp of third molars

were obtained, which were plated in 6 sterile wells with the α-MEM culture medium

supplemented. The samples were placed in an incubator at 37°C, the culture medium was

changed every 48 hours for 15 days, and then subcultures were performed. At this stage,

the cells reach the subconfluence phase, which are detached with trypsin and placed in a

tube to be centrifuged at 2000 rpm for 4 minutes, and then resuspended and plateled again.

The cells were placed in 6-well plates and 0.1 ml of Bis-GMA was added, forming two

groups: the first is the control group and the second corresponds to the group that will be

receive photobiomodulation therapy with the following parameters: a wavelength 660 nm,

a power of 20mW, and an energy per point of 3J/cm2 and 5J/cm2. The groups will be

assessed at 24, 48 and 72 hours by means of a cell growth curve. Results: the control

group presented decreasing results, meanwhile, when applying photobiomodulation

therapy there was a higher cellular concentration. Conclusion: Photobiomodulation

therapy at 5J cm2 had greater cell proliferation.

Key words: Cytotoxicity / BIS-GMA / Adhesive systems / Photobiomodulation / Cell

response

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