UNIVERSIDAD DE CONCEPCIÓN

FACULTAD DE AGRONOMÍA

PROPAGACIÓN DE MARDOÑO (ESCALLONIA PULVERULENTA) Y

DESCRIPCIÓN MORFOLÓGICA DEL PROCESO GERMINATIVO

POR

RICARDO ANDRES LANDAETA VALENZUELA

MEMORIA PRESENTADA A LA FACULTAD DE AGRONOMÍA DE LA UNIVERSIDAD DE CONCEPCIÓN PARA OPTAR AL TÍTULO DE INGENIERO AGRÓNOMO.

CHILLÁN – CHILE2010

TABLA DE CONTENIDOS

Página

Resumen .................................................................................. 1

Summary………………………………………………………....... 1

Introducción …………………………………………………......... 2

Materiales y Métodos ………………………….......................... 4

Resultados y Discusión ………………………........................... 9

Conclusiones ……………………………................................... 23

Referencias …………………………………………………......... 23

INDICE DE FIGURAS Y TABLAS

Página

Figuras Fotos del proceso germinativo en semillas de E. pulverulenta…………………………………………………... 13

Tabla 1 Tiempo de escarificado con H2 SO4. y estratificado en frío en semillas de E. pulverulenta…………………………. 5

Tabla 2 Temperatura del lavado de semilla y concentración de giberelina aplicadas en semillas de E. pulverulenta……... 6

Tabla 3 Tratamientos y concentraciones de ácido Indolbutírico en estacas de E. pulverulenta………………………………….. 8

Tabla 4 Porcentaje de germinación de semillas de E. pulverulenta sometidas a estratificado y escarificado…… 9

Tabla 5 Porcentaje de germinación de semillas de E. pulverulenta previamente lavadas con agua a distinta temperatura y aplicación de GA3 en distintas concentraciones……………………………………………… 11

PROPAGACIÓN DE MARDOÑO (ESCALLONIA PULVERULENTA) Y

DESCRIPCIÓN MORFOLÓGICA DEL PROCESO GERMINATIVO

MARDOÑO (ESCALLONIA PULVERULENTA) PROPAGATION AND

MORPHOLOGICAL DESCRIPTION OF GERMINATION PROCESS

Palabras índice adicionales: Corontillo, dormancia, escarificación, giberelina.

RESUMEN

Escallonia pulverulenta (Ruiz et P.) es una especie con propiedades medicinales y

un alto valor ornamental. Sus semillas tienen una germinación reducida, por lo que

se realizaron ensayos tendientes a aumentar el porcentaje de germinación. Se

determinó el peso de 1.000 semillas, se describieron los cambios morfológicos

durante el proceso germinativo y se realizó un ensayo de propagación vegetativa

mediante enraizamiento de estacas. Las semillas y estacas de E. pulverulenta

fueron colectadas en la localidad de Hualqui, Región del Bío - Bío y los ensayos

fueron realizados entre octubre y diciembre de 2009. Los dos ensayos de

germinación se realizaron con un diseño completamente aleatorio. En el primer

ensayo las semillas se escarificaron con H2SO4 al 5 % por 0, 5, 10 y 20 minutos y

se estratificaron a 15 y 30 días. En el segundo se lavaron las semillas con agua a

15 y 50 ºC y luego se sometieron a distintas concentraciones de GA3: 0, 250, 500

y 1.000 mg L-1. Las estacas fueron sometidas a distintas concentraciones de IBA:

0, 125, 250, 500, 750, 1.000, 2.000 y 4.000 mg L-1, en un diseño de bloques

completos al azar. El peso de 1.000 semillas fue de 0,0135 g, el mayor porcentaje

de germinación se obtuvo en el octavo tratamiento del segundo ensayo, siendo de

75 % y en el primer ensayo todos los tratamientos tuvieron bajo porcentaje de

germinación. En la propagación vegetativa no se observaron resultados.

SUMMARY

Escallonia pulverulenta (Ruiz et P.) is a species with medicinal properties and a

high ornamental value.  Its seeds have a reduced germination, so tests were

carried out aimed to increase the germination percentage. It was determined the

weight of thousand seeds, described the morphological changes during the

germination process and was performed an assay of vegetative propagation by

rooting cuttings. The seeds and cuttings of E. Pulverulenta were collected

in Hualqui, Region of the Bio - Bio and testing were conducted between october

and december 2009. The two germination tests were carried out with a completely

random design. In the first test, seeds were scarified with H2SO4 5 % for 0, 5, 10

and 20 minutes and were stratified at 15 and 30 days. In the second test, seeds

were washed with water at 15 and 50 ºC and then subjected to various

concentrations of gibberellic acid (GA3): 0, 250, 500 and 1.000 mg L-1. Cuttings

were subjected to different concentrations of IBA: 0, 125, 250, 500, 750, 1.000,

2.000 and 4.000 mg L-1, in a complete block random design. The weight of 1.000

seeds was 0,0135 g, the highest percentage of germination was obtained in

the eighth treatment trial belonging to second test, with 75 % and the first test all

treatments had a low germination percentage. In vegetative propagation was not

observed results.

INTRODUCCIÓN

El territorio Chileno presenta una condición de aislamiento geográfico, lo que ha

permitido el desarrollo de una flora única y exclusiva. En Chile continental el 42,7

% de las especies son nativas y un 45,8 % endémicas (Marticorena, 1990). Entre

ellas encontramos a Escallonia pulverulenta (Ruiz et Pavón) especie conocida

comúnmente como mardoño, pertenece a la familia Escaloniácea, la cual

comprende 7 géneros y alrededor de 150 especies, la mayoría de Sudamérica y

Australia. En Chile se encuentra el género Escallonia que está representado por

alrededor de 14 especies, todas ellas leñosas, que crecen tanto en Chile

continental como en el Archipiélago de Juan Fernández (Rodríguez et al., 2005).

Es un árbol siempre verde endémico de Chile que se encuentra desde la Provincia

de Choapa hasta la Provincia de Cautín. Crece en terrenos pobres, a menudo

pedregosos, encontrándose también en acantilados de la Cordillera de la Costa,

en la pre Cordillera Andina lo podemos encontrar hasta los 1.100 metros de altitud

(González et al., 1991).

Es una planta que puede alcanzar hasta 12 m de altura, ramifica generalmente

desde cerca de la base, sus ramas son erectas, cubiertas de pequeños pelos y

numerosas hojas oblongas con bordes aserrados, lisas y glandulosas por el haz y

peludas por el envés (Rodríguez et al., 1995). El fruto es una cápsula turbinada,

ovoidea, con semillas pequeñas en su interior.

Florece a partir de noviembre y hasta mediados de verano (Donoso y Ramírez,

1994). Es una planta con un alto valor ornamental para ser usada en jardinería y

sus flores son muy llamativas para las abejas, siendo de esta forma importante

como especie melífera.

Al mardoño, E. pulverulenta se le ha dado usos en medicina popular, por las

propiedades que este presenta, se usa en afecciones hepáticas, como antitusivo

expectorante y diurético (Montes y Wilkomirsky, 1985).

La propagación se realiza por semillas, en almacigo normal en primavera o

haciendo almacigo estratificado en otoño. Se hace una mezcla de suelo integrada

por una parte de compost, media parte de tierra de jardín y media de arena

(Riedemann et al., 2004).

La germinación es el proceso en el cual el metabolismo celular se incrementa,

el embrión reanuda su crecimiento activo, las cubiertas de la semilla se rompen y

emerge la plántula (Hartman y Kester, 1980). Para que se inicie la germinación la

semilla debe ser viable, no deben existir barreras fisiológicas, químicas ni físicas

que induzcan letargo (dormancia) y se deben dar las condiciones ambientales

apropiadas. Sin embargo, la mayoría de las semillas no germina inmediatamente

después de dispersarse de la planta madre, si no que experimentan un periodo de

dormancia, que puede ser de corta duración o durar décadas (Ransom y Vivrette,

1987). La dormancia puede definirse como el bloqueo que tiene lugar en una

semilla viable que le impide completar la germinación en condiciones favorables

(Azcón-Bieto y Talón, 2008). Existen diversas formas de romper la dormancia,

entre ellas podemos encontrar escarificación física y química, estratificación de la

semilla en frío, lixiviación de inhibidores, aplicación de ácido giberélico (GA3) o una

combinación de estos tratamientos (Hartmann y Kester, 1980).

La propagación asexual tiene por finalidad la reproducción de individuos en

base a porciones vegetativas de las plantas, esta es posible gracias a que muchas

de estas porciones vegetativas tienen la capacidad de regenerarse, debido a que

cada célula contiene la información necesaria para generar, mediante divisiones

mitóticas, una planta entera. Las porciones de tallo tienen la capacidad de formar

nuevas raíces (Hartmann y Kester, 1980). Las plantas propagadas

vegetativamente tienen toda la información genética de la planta progenitora. La

reproducción asexual es de gran importancia, porque el genotipo de la mayoría de

los cultivares frutales y plantas ornamentales valiosas, es sumamente heterocigoto

y las características de ellas se pierde al propagarse por semilla (Hartmann y

Kester, 1980).

En algunas especies la inducción de raíces adventicias es regulada por

hormonas vegetales y sustancias reguladoras de crecimiento que son producidas

en forma natural en la planta. Al presentar dificultades para el enraizamiento se

aplica algún regulador del crecimiento, como las auxinas, que promueven la

formación de nuevas raíces en la base de las estacas (Hartmann et al., 1990).

El ácido indolbutírico (IBA) es una muy buena opción como hormona sintética,

ya que no es tóxica para las plantas en un amplio rango de concentraciones y

además estimula el enraizamiento en numerosas especies vegetales (Hartmann y

Kester, 1987).

Dada la escasa información disponible con relación a los requerimientos de

propagación vegetativa y germinación de E. pulverulenta se busca identificar un

método efectivo para obtener un alto porcentaje de germinación de semillas y

enraizamiento de estacas en esta especie y describir los cambios morfológicos de

la semilla durante el proceso germinativo.

MATERIALES Y MÉTODOS

Los ensayos se realizaron entre octubre y diciembre de 2009 en los laboratorios

de Ciencias Básicas y Laboratorio de Cultivo de la Facultad de Agronomía de la

Universidad de Concepción, Campus Chillán; Provincia de Ñuble, Región del Bío -

Bío, Chile.

Se utilizó material de poblaciones silvestres de Escallonia pulverulenta, las

semillas se colectaron la última semana de marzo y las estacas fueron colectadas

la primera semana de octubre de 2009. Las semillas fueron guardadas a

temperatura ambiente y las estacas en condiciones de frío y humedad.

Experimentos de germinación

Antes de realizar los ensayos se determinó el peso de 1.000 semillas, luego de

pesarlas se procedió a hacer grupos de 100 semillas hasta completar 2.400. Para

la desinfección de las semillas, previo a los tratamientos, se utilizó una solución de

Captan-Benlate (Captan 0,7 gr + Benlate 0,4 gr en 0,5 L de agua), en la que se

sumergieron durante 5 minutos.

Ensayo I

Se tomaron 1.200 semillas y se sometieron a tratamientos de escarificación y

estratificación, como lo muestra la Tabla 1.

Tabla 1. Tiempo de escarificado y estratificado en semillas de E. pulverulenta con H2 SO4.

Tratamiento Estratificación 4 ºC (días) Escarificación H2SO4 5 % v/v (min)TE10 30 10TE20 30 15TE30 30 10TE40 30 20TE50 15 10TE60 15 15TE70 15 10TE80 15 20TE90 30 10TE10 30 15TE11 30 10TE12 30 20

Las semillas fueron sometidas a una escarificación química con ácido sulfúrico al 5

% v/v durante distintos periodos de tiempo, correspondientes a 0, 5, 10 y 20

minutos. Las semillas se desinfectaron en frascos de penicilina, luego fueron

colocadas en placas de porcelana con ácido sulfúrico donde las semillas quedaron

sumergidas en su totalidad, según su correspondiente periodo de tiempo. Cuando

se sacaron del ácido sulfúrico, estas fueron puestas en placas de porcelana con

agua destilada, en las que permanecieron durante 24 horas, pasado este periodo

de tiempo se procedió a sembrar las 1.200 semillas en 12 placas Petri (100

semillas por placa), las semillas se colocaron sobre papel filtro húmedo dispuesto

en placas Petri, cada una de las placas se dividió en 4 partes, para cada uno de

los tratamientos. Posteriormente las 4 placas correspondientes a los tratamientos

sin estratificado fueron colocadas en la cámara de germinación a 24 1 ºC con 12

horas de luz y 12 horas de oscuridad, las 8 placas restantes fueron llevadas a

estratificado a 4 ºC por 15 y 30 días, después del estratificado se llevaron a la

cámara de germinación para evaluar el número de semillas germinadas durante

30 días.

Ensayo II

Se tomaron 1.200 semillas, las cuales fueron sometidas a distintos tratamientos de

lavado y a diferentes concentraciones de ácido giberélico (GA3) como se observa

en la Tabla 2.

Tabla 2. Temperatura del lavado de semilla y concentración de giberelina aplicadas en semillas de E. pulverulenta.

Tratamiento Lavado semilla (ºC) Concentración GA3 (mg L-1)TL10 … 111.0TL20 … 1.250TL30 … 1.500TL40 … 1.000TL50 15 1.110TL60 15 1.250TL70 15 1.500TL80 15 1.000TL90 50 1.000TL10 50 1.250TL11 50 1.500TL12 50 1.000

Las semillas se desinfectaron con Captan – Benlate, luego se dividieron en tres

partes iguales: la primera parte no se le aplicó lavado, la segunda parte se lavó

con agua fría a 15 ºC por 5 minutos y la tercera parte se lavó con agua caliente a

50 ºC por 5 minutos. Una vez realizados los lavados se procedió a sumergir las

semillas en diferentes concentraciones de GA3 (0, 250, 500 y 1.000 mg L-1)

durante 24 horas, según correspondió a cada tratamiento. La desinfección con

Captan – Benlate, el lavado a distintas temperaturas y la aplicación de GA3 se

realizó en frascos de penicilina. Una vez pasado el lapso de tiempo en el ácido

giberélico (GA3), las semillas (1.200) se colocaron sobre papel filtro húmedo

dispuesto en 12 placas Petri (100 semillas por placa). Luego fueron llevadas a la

cámara de germinación a 24 1 ºC, con 12 horas de luz y 12 horas de oscuridad.

En ambos ensayos se realizaron registros diarios de germinación, los datos

fueron anotados en una tabla que indicaba el número diario de semillas

germinadas por repetición, se consideró semilla germinada una vez que su

radícula traspasó la testa de la semilla. Las placas fueron regadas diariamente

para mantenerlas constantemente húmedas.

Con la finalidad de determinar los cambios morfológicos de la semilla en el

proceso de germinación, se tomaron muestras de semillas que fueron

fotografiadas mediante Microscopía Electrónica de Barrido (MEB), en el

Laboratorio de Microscopia Electrónica de la Universidad de Concepción.

Propagación por estacas

En la propagación vegetativa se utilizaron 128 estacas, de aproximadamente 11

cm que se obtuvieron del material colectado, estas se repartieron en 8

tratamientos con 16 estacas cada uno (en bloques completos al azar), las estacas

fueron desinfectadas con hipoclorito de sodio al 10 % y luego se amarraron para

que su base quedara lo más uniforme posible al momento de introducir la base de

estas en el ácido indolbutírico. Se realizaron 8 tratamientos y 4 repeticiones, uno

testigo (agua destilada) y los 7 restantes con diferentes concentraciones de ácido

indolbutírico, como lo muestra la Tabla 3. En los primeros 5 tratamientos las

estacas permanecieron 24 horas en las distintas concentraciones de IBA. En los

tratamientos 6, 7 y 8 las estacas sólo permanecieron 5 segundos en la solución

concentrada. Las estacas fueron colocadas en bandejas con sustrato, compuesto

por 2/3 arena y 1/3 de tierra de hojas, esterilizado a 121 ºC por 1 hora. Se

utilizaron 4 bandejas speedlings, que fueron puestas en invernadero, sobre un

mesón y bajo una cubierta para evitar deshidratación. Se controló humedad

diariamente y transcurrido dos meses se procedió a hacer las mediciones.

Tabla 3. Tratamientos y concentraciones de ácido indolbutírico en estacas de E. pulverulenta.

Tratamiento Concentración IBA mg L-1

1 1.0002 1.1253 1.2504 1.5005 1.7506 1.0007 2.0008 4.000

Evaluaciones efectuadas

a) Peso de 1.000 semillas:

Para determinar el peso de 1.000 semillas se contaron bajo lupa mil semillas y se

pesaron en una balanza analítica (0,0001g).

b) Porcentaje de semillas germinadas:

Se consideró como semilla germinada, aquella en la cual la radícula emergió a

través de la testa de la semilla. El porcentaje de germinación (PG) se calculó con

la siguiente fórmula:

PG = (Nº de semillas germinadas) / (Nº de semillas sembradas) x 100

c) Enraizamiento de estacas:

Se evaluó formación de callo y porcentaje de enraizamiento.

Análisis estadístico

Los ensayos de germinación se realizaron con un diseño completamente aleatorio,

con un total de 12 tratamientos y cuatro repeticiones cada uno. La unidad

experimental fue de 25 semillas por repetición, con 100 semillas por tratamiento.

El ensayo de propagación vegetativa se realizó con un diseño de bloques

completos al azar, con 8 tratamientos y 4 repeticiones.

Para determinar diferencias estadísticamente significativas entre los

tratamientos de cada ensayo, los resultados se sometieron a un análisis de

varianza con el programa INFOSTAT y se realizó un test de Tukey, con un nivel de

significancia de 0,05 entre las medias. Los datos porcentuales de germinación (x)

fueron transformados según la siguiente expresión (x+0,5)1/2 (Little y Hills, 1976).

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Peso de 1.000 semillas

Dado que las semillas de E. pulverulenta son muy pequeñas y livianas, para

determinar el peso de 1.000 semillas se contaron bajo lupa y se pesaron en una

balanza analítica (0,0001 g). El peso de 1.000 semillas de E. pulverulenta fue de

0,0135 g, por lo que cada kilogramo podría llegar a contener más de 74.000.000

de semillas.

Efecto del estratificado y escarificado sobre la germinación de E.

pulverulenta

Según el análisis de varianza (ANDEVA) no hubo diferencias significativas (P

0,05) entre los tratamientos de estratificación y escarificación con respecto al

testigo, como se observa en la Tabla 4.

Tabla4. Porcentajes de germinación de semillas de E. pulverulenta sometidas a estratificado y escarificado.

  Estratificación (días)Escarificación H2SO4 al 5 % v/v ..

(min)0

(%)15

(%)30

(%)10 12. .4. .10.15 .9 .2. ..9 10 13. .4. 0.8.20 12. .8. 03

Análisis de Varianza indica que no existen diferencias significativas. ANDEVA (P 0,05). Coeficiente de variación % = 5,1.

La estratificación es un método de tratamiento de semillas en letargo (dormancia)

en el cual las semillas son sometidas a un periodo de enfriamiento para que se

efectúe la postmaduración del embrión (Hartmann y Kester, 1987). La aplicación

de este pre tratamiento permite un incremento en la capacidad germinativa

(Azcón-Bieto y Talón, 2008). Sin embargo, los resultados del ensayo indican que

el porcentaje de germinación no se incrementó con la combinación de estratificado

a 4 ºC y escarificación con H2SO4. Un comportamiento parecido fue obtenido por

Figueroa et al. (1996) al estratificar semillas del bosque templado de Chiloé, en

donde, de un total de 23 especies tratadas con estratificado, 5 disminuyeron su

porcentaje de germinación.

La escarificación con ácido sulfúrico produce un efecto abrasivo sobre la

cubierta seminal, esta eliminación total o parcial de la cubierta mejora la aireación

e hidratación de las semillas, logrando así una mayor eficiencia del proceso

germinativo (Pérez y Martínez-Laborde, 1994). Sin embargo, en el presente

ensayo el ácido sulfúrico no aumentó el porcentaje de germinación, esto puede

haber ocurrido por la baja concentración del ácido sulfúrico (5 % v/v), no logrando

causar un efecto abrasivo sobre la cubierta seminal.

Efecto del lavado y aplicación de ácido giberélico (GA3) sobre la germinación

de E. pulverulenta

El análisis de varianza realizado (ANDEVA) indicó que existe interacción para este

parámetro en estudio debido a los tratamientos de lavado con agua a distintas

temperaturas y aplicación de ácido giberélico (GA3) en distintas concentraciones.

El coeficiente de variación fue de 3,96 %. El tratamiento 11 se retiró del análisis

debido a infección por hongos.

En la Tabla 5 se presentan los porcentajes finales alcanzados en cada uno de

los tratamientos de lavado (lixiviado de inhibidores) y aplicación de ácido giberélico

(GA3). Los tratamientos sometidos a lavado con agua a 15 y 50 ºC, pero que no se

sometieron a inmersión en GA3, fueron los que presentaron un menor porcentaje

de germinación y no difirieron significativamente con respecto al testigo (P 0,05).

Estos tratamientos tienen en común la no inmersión en GA3, lo que nos indica que

este ejerce un papel estimulante en la germinación.

Los mayores porcentajes de germinación (P ≤ 0,05) se obtuvieron en los

tratamientos con GA3 independientemente del lavado, lo que indicaría la ausencia

de inhibidores en la cubierta de la semilla concordando con los resultados

obtenidos por Magnitskiy y Ligarreto (2007), en donde concentraciones similares

de GA3 aumentaron significativamente el porcentaje de germinación en semillas de

agraz (Vaccinium meridionale).

Las giberelinas influyen en el proceso de germinación, ya que cuando las

semillas comienzan este proceso ocurre un aumento brusco de estas al interior de

la semilla (Barceló et al., 2001).

En ocasiones las semillas no germinan aun cuando las condiciones de

temperatura y humedad les sean favorables. En muchos casos la aplicación de

giberelinas hace que las semillas germinen, ya que las concentraciones de

giberelina aumentan durante la primavera en semillas latentes, siendo posible su

participación en condiciones normales para romper la latencia (Jensen-Salisbury,

1988).

De los resultados anteriores se puede determinar que las semillas presentan

algún tipo de latencia y que el ácido giberélico (GA3) es efectivo para romper este

estado en la semilla.

Tabla 5. Porcentaje de germinación de semillas de E. pulverulenta previamente lavadas con agua a distinta temperatura y aplicación de GA3 en distintas concentraciones.

  Lavado de semillas (ºC)

Concentración GA3 (mg L-1)Sin lavar

(%)15

(%)50(%)

…000 26 a 17 a 16 a00250 69 bc 53 b 64 bc00500 54 bc 73 bc  .1.000 66 bc 75 c 68 bc

Tratamientos con distinta letra indican diferencias significativas. ANDEVA, test de Tukey (P ≤ 0,05). Coeficiente de variación % = 3,96.

Efecto de la aplicación de ácido indolbutírico en el enraizamiento de estacas

de E. pulverulenta

Las estacas para este ensayo fueron colectadas en la localidad de Hualqui,

Cordillera de la Costa, Región del Bío - Bío. Una vez colectadas permanecieron en

condiciones de frío y humedad durante 3 días antes de establecer el ensayo. Una

vez establecidas fueron mantenidas a humedad constante durante dos meses,

pasado este período se sacaron de las bandejas y se observó que las estacas no

formaron callo ni raíces.

Esta respuesta puede deberse a varios factores. Entre ellos, puede ser E.

pulverulenta una especie endémica que fisiológicamente es difícil de enraizar.

Según Hartmann y Kester (1987) existen diversos factores que afectan el

enraizamiento de estacas; características morfológicas, fisiológicas y genéticas,

junto a condiciones ambientales. La época de colección de las estacas puede no

haber sido óptima, ya que Delgado et al. (2008) obtuvo altos porcentajes de

enraizamiento aplicando IBA a estacas de taique (Desfontainia spinosa)

colectadas en julio, a diferencia de los resultados obtenidos en este ensayo, donde

las estacas de E. pulverulenta fueron colectadas en octubre. Algunas emitieron

brotes, pero estos se secaron al cabo de dos semanas. Lemus (1995) al propagar

ciruelos por estaca vio que estas brotaban, aún sin presentar raíces, pero estos

brotes se comenzaron a secar en aquellas estacas que no formaron raíces,

producto de la deshidratación.

La presencia de hojas puede estimular la iniciación de raíces, pero la perdida

de agua a través de ellas puede reducir el contenido de humedad a niveles tan

bajos que ocasionen la muerte de tejidos antes de formar raíces (Hartmann y

Kester, 1987).

Descripción morfológica del proceso germinativo

Las flores de E. pulverulenta están presentes de noviembre a febrero, estas son

actinomorfas, hermafroditas y forman racimos apretados muy llamativos, de 10 a

20 cm de largo, de color blanco (Figura 1 a). Su fruto corresponde a una cápsula

ovoide de 4 a 6 mm de largo (Figura 1 b), en cuyo interior podemos encontrar

aproximadamente entre 45 - 50 semillas de forma aovada, muy pequeñas (Figura

1, c y d).

Para la descripción morfológica del proceso germinativo las imágenes fueron

obtenidas con el Microscopio Electrónico de Barrido (MEB), de la Universidad de

Concepción.

Figura 1: Escallonia pulverulenta. a. Inflorescencia. b. Fruto cápsula. c. Semillas. d. Cápsulas con semillas en el interior.

Día cero (0): Las semillas de E. pulverulenta tienen una forma aovada con una

longitud aproximada de 0,8 mm y diámetro de 0,3 mm. Posee una superficie con

estrías que van paralelo al eje longitudinal de la semilla (Figura 2 a).

En la Figura 2 b se puede apreciar el polo apical de la semilla que presenta

forma irregular.

El hilo corresponde a la cicatriz dejada por el funículo al desprenderse de la

semilla (Figura 2 c), se encuentra ubicado en el polo funicular de la semilla (Dimitri

y Orfila, 1985), es de forma ovalada de aproximadamente 108 µm de longitud y 79

µm de ancho. En un corte longitudinal de la semilla se presenta la cavidad

embrional, cuyas dimensiones son aproximadamente 29 µm de diámetro y 288 µm

de largo (Figura 2 d).

Figura 2: Escallonia pulverulenta. a. Semilla entera (B: 100 µm). b. Detalle del polo apical de la semilla (B: 50 µm). c. Detalle del hilo en el polo funicular (B: 20 µm). d. Cavidad embrional en corte longitudinal (B: 100 µm).B: barra, es: estrías, pa: polo apical, hi: hilo, ce: cavidad embrional, d: diámetro.

La semilla cortada transversalmente muestra en detalle las capas que recubren el

embrión, una primera capa protectora compuesta por un estrato de dos corridas

de células, dispuestas una sobre otra y la siguiente compuesta de material

nutricio. La primera capa tiene un espesor de 31 µm, esta corresponde a células

parenquimáticas, en cuyo interior es posible apreciar gránulos de almidón y la

segunda capa tiene un espesor de 24 µm (Figura 3 a). En un corte transversal en

la zona ecuatorial también es posible apreciar la cavidad ocupada por el embrión,

el diámetro en esta zona es aproximadamente de 170 µm, se ve el estrato

compuesto de dos corridas de células (Figura 3 b). Observando el corte en detalle

se puede ver las células que son parte de la cubierta seminal que rodea al

embrión, en cuyo interior hay gránulos de almidón. Esto concuerda con lo descrito

por García et al. (1999). Según Besnier (1989) los hidratos de carbono son la

reserva más común en la semilla, siendo el almidón el que aparece con más

frecuencia acumulándose en forma de granos tanto en el endosperma como en los

cotiledones (Figura 3 c).

En un corte longitudinal de la semilla en la zona funicular se observa en detalle

las células de la cubierta seminal y parte del embrión cubierto de material nutricio.

También es posible apreciar que existe un mayor volumen de células que en otras

secciones de la semilla (Figura 3 d).

Figura 3: Escallonia pulverulenta. a. Corte longitudinal en zona ecuatorial (B: 20 µm). b. Corte transversal en zona ecuatorial (B: 50 µm). c. Células de la cubierta seminal (B: 10 µm). d. Corte longitudinal en la zona funicular (B: 50 µm).B: barra, cs: cubierta seminal, mn: material nutricio, ce: cavidad embrional, ga: gránulos de almidón, em: embrión, cc: células de la cubierta.

En un corte longitudinal de la semilla completa, el embrión se ubica en posición

axial, lineal, (Besnier, 1989) cuyas dimensiones aproximadas son 218 µm de largo

y 65 µm de diámetro. También es posible apreciar que el material nutricio se

encuentra desplazado hacia la zona funicular (Figura 4 a). El embrión es de

forma espatulada, posee una superficie lisa en la cual es posible apreciar restos

de material nutricio (Figura 4 b).

Figura 4: Escallonia pulverulenta. a. Embrión al interior de la semilla (B: 100 µm). b. Embrión completo (B: 50 µm).B: barra, em: embrión, zf: zona funicular, mn: material nutricio.

Días 1 - 5: Al cuarto día se produce la ruptura de la cubierta seminal y emerge la

radícula dando paso a la germinación de la semilla, el rompimiento ocurre en el

polo funicular de la semilla avanzando por la zona media de esta, hacia el hilo,

esto concuerda con Hartmann y Kester (1987) y Dimitri y Orfila (1985), que indican

que el embrión y el tejido de reserva se hinchan y logran romper la cubierta

seminal (Figura 5 a). El día 5 se puede observar el hipocótilo y parte de los

cotiledones, el hipocótilo está formado por células alargadas longitudinalmente y

paralelas, presenta una forma curva y tiene una longitud aproximada de 540 µm

de largo (Figura 5 b). En la zona apical del hipocótilo se encuentra la radícula, la

cual tiene una longitud aproximada de 104 µm (Figura 5 c). Al extraer el embrión

de la semilla se diferencian claramente, cotiledones y eje hipocótilo radícula. El

embrión posee una longitud aproximada de 1.165 µm que corresponden 438 µm a

cotiledones, 522 µm al hipocótilo y 205 µm a la radícula (Figura 5 d).

Figura 5: Escallonia pulverulenta. a. Ruptura de la cubierta seminal (B: 50 µm). b. Emergencia del eje hipocótilo radícula (B: 200 µm). c. Detalle del eje hipocótilo radícula (100 µm). d. Embrión fuera de la cubierta seminal (B: 100 µm).B: barra, pf: polo funicular, cs: cubierta seminal, co: cotiledón, hp: hipocótilo, ra: radícula.

Días 6 - 10: Al octavo día ya es posible observar el estado de plántula con una

longitud de 3,49 mm, de los cuales 0,69 mm corresponden a los cotiledones, 2,17

mm al hipocótilo y 0,63 mm a la radícula (Figura 6 a). En la zona radicular se

observa una gran cantidad de pelos radicales, que emergen desde la zona pilífera,

en ellos existe estructura primaria (Dimitri y Orfila, 1985), se puede ver además un

alargamiento de la raíz desde la zona pilífera hacia el ápice de esta (Figura 6 b).

Los cotiledones son de borde entero y alcanzan una longitud aproximada de

673 µm y un ancho de 419 µm (Figura 6 c). En la superficie adaxial podemos ver

la presencia de estomas cuyas medidas aproximadas fluctúan entre 19 - 22 µm de

longitud y 10 – 15 µm de diámetro (Figura 6 d), estos también son visibles en la

superficie abaxial (Figura 6 e). En la Figura 6 f se distingue el ostiolo, células

oclusivas y dos células anexas, dando origen al complejo estomático paracítico

(Esau, 1982).

Figura 6: Escallonia pulverulenta. a. Plántula completa (B: 500 µm). b. Detalle zona pilífera (B: 100 µm). c. Superficie adaxial cotiledón (B: 100 µm). d. Detalle de la superficie adaxial (B: 20 µm). e. Superficie abaxial cotiledón (B: 50 µm). f. Detalle superficie abaxial (B: 10 µm).B: barra, rp: raíz primaria, pr: pelos radicales, hp: hipocótilo, co: cotiledón, zp: zona pilífera, es: estoma, ceo: célula oclusiva, os: ostiolo, ca: Célula anexa.

Días 11 – 20: Este período de evaluación es más largo ya que no existieron

cambios significativos.

A los 18 días la plántula sigue su desarrollo, alcanzando una longitud de 4,22

mm los cuales corresponden 0,93 mm a los cotiledones, 1,86 mm al hipocótilo y

1,43 mm a la radícula. Entre los cotiledones se observan los primeros primordios

foliares, alcanzando una longitud de 216 µm el primordio más grande y el pequeño

una longitud de 94 µm, presentando una forma cónica (Figura 7 a). El día 20 es

posible apreciar el crecimiento de los primordios foliares por entre los cotiledones,

es más evidente el mayor desarrollo de uno de los primordios foliares siendo de

forma alargada y de borde entero. Los cotiledones presentan una longitud

aproximada de 881 µm y un ancho en la zona media de 400 µm, el primordio foliar

más grande tiene un largo de 356 µm y un ancho de 118 µm, el primordio pequeño

alcanza una longitud de 137 µm presentando forma cónica (Figura 7 b).

Figura 7: Escallonia pulverulenta. a. Plántula completa, primordios foliares, cotiledones, hipocótilo y raíz primaria (B: 500 µm). b. Detalle de la parte aérea de la plántula destacando desarrollo de primordios foliares y cotiledones (B: 200 µm).B: barra, pf: primordios foliares, co: cotiledón, hp: hipocótilo, rp: raíz primaria.

Días 21 – 25: A los 25 días los cotiledones se encuentran separados y extendidos,

el tamaño de la plántula es de 5,50 mm de longitud, de los cuales 0,80 mm

corresponden a los cotiledones, 2,60 mm al hipocótilo y 2,10 mm a la radícula,

mientras que el diámetro es 0,60 mm para los cotiledones, 0,18 para el hipocótilo y

0,10 mm para la raíz. Los cotiledones sufren un geotropismo positivo,

extendiéndose hacia abajo por el eje hipocótilo, los primordios foliares en cambio

presentan una forma curva hacia la zona abaxial de estos mismos, al observar en

detalle la superficie adaxial de los primordios foliares se ve que presentan una

baja cantidad de estomas, pero con un tamaño no menor si se compara con los

presentes en los cotiledones, el estoma en el primordio foliar tiene una longitud

aproximada de 25 µm y un diámetro de 16 µm (Figura 8 a). En la raíz primaria de

la plántula se puede apreciar una zona pilífera con longitudes variables, bajo esta

zona pilífera se encuentra la zona de alargamiento y la caliptra (Figura 8 b). El

crecimiento de la raíz es fundamental en la planta, debido a que cumple funciones

como captar agua y minerales del suelo, se encarga del anclaje de la planta y la

provee de una base sobre la cual se pueda llevar a cabo el crecimiento vertical.

Figura 8: Escallonia pulverulenta. a. Plántula completa a los 25 días, primordios foliares, cotiledones, hipocótilo y raíz primaria (B: 500 µm). b. Detalle de la zona radicular mostrando zona pilífera, pelos radicales y raíz primaria (B: 200 µm).B: barra, pf: primordios foliares, co: cotiledón, hp: hipocótilo, rp: raíz primaria, pr: pelos radicales, zp: zona pilífera, es: estoma.

Días 26 – 30: En este período los cotiledones se encuentran más extendidos y

levemente inclinados hacia abajo por el eje hipocótilo. En la Figura 9 a se puede

observar el primordio foliar más desarrollado, el cual alcanza una longitud de 209

µm. Una vista de la parte superior de la plántula permite apreciar los primordios

foliares y los cotiledones, estos últimos se encuentran separados y extendidos,

entre los primordios foliares podemos ver una leve emergencia de la plúmula por

sobre estos primordios (Figura 9 b). En la zona radicular es posible apreciar un

alargamiento y engrosamiento de la raíz primaria bajo la zona pilífera, logrando

una longitud aproximada de 528 µm, el diámetro en el extremo superior es de 232

µm y en el inferior de 100 µm (Figura 9 c). En un corte transversal del hipocótilo

cerca de la zona pilífera nos permite apreciar el cilindro central mostrando la zona

de tejidos conductores cuyo diámetro aproximado es de 14 µm (Figura 9 d).

Figura 9: Escallonia pulverulenta. a. Plántula completa (B: 200 µm). b. Superficie superior de la plántula (B: 200 µm). c. Detalle zona radicular (B: 100 µm). d. Corte transversal del hipocótilo sobre la zona pilífera (B: 50 µm). B: barra, pf: primordios foliares, co: cotiledón, hp: hipocótilo, rp: raíz primaria, pl: plúmula, zp: zona pilífera, cc: cilindro central.

En los cotiledones tanto en su cara abaxial como adaxial podemos notar un mayor

número de estomas (Figura 10 a), pero al ver más en detalle se puede apreciar un

mayor número de ellos en la superficie abaxial, los cuales se encuentran elevados

por sobre la epidermis. La longitud promedio que presentan los estomas en la

superficie abaxial del cotiledón es aproximadamente de 33 µm y un diámetro de

27 µm (Figura 10 b).

Figura 10. Escallonia pulverulenta. a. Superficie abaxial y adaxial de los cotiledones (B: 200 µm). b. Detalle de la superficie abaxial del cotiledón mostrando estomas elevados (B: 100 µm). B: barra, es: estoma, co: cotiledón.

Días 31 – 35: A los 35 días la plántula de E. pulverulenta presenta un mayor

desarrollo. Los cotiledones se encuentran de forma perpendicular al eje hipocótilo.

El primordio foliar más grande presenta un notorio desarrollo con respecto al

primordio foliar más pequeño, cuyas longitudes son 359 µm y 91 µm,

respectivamente. La raíz primaria presenta un notorio desarrollo, tanto en longitud

como en engrosamiento (Figura 11 a).

En la Figura 11 b se puede observar en detalle la superficie adaxial del

primordio foliar, la cual presenta estomas perfectamente diferenciados, a nivel de

la epidermis y elevados por sobre esta. Las dimensiones promedio de los estomas

en el primordio foliar son de aproximadamente 22 µm de longitud y 17 µm de

diámetro.

Figura 11: Escallonia pulverulenta. a. Plántula completa (B: 500 µm). b. Detalle de primordio foliar mostrando estomas elevados en la superficie adaxial (B: 100 µm).B: barra, pf: primordio foliar, co: cotiledones, hp: hipocótilo, rp: raíz primaria, es: estoma.

CONCLUSIONES

Sobre la base de los resultados obtenidos en la presente investigación se puede

concluir que:

1. El método más efectivo para incrementar el porcentaje de germinación en

semillas de E. pulverulenta es aplicar GA3 en concentraciones de 250 a 1.000 mg

L-1.

2. Los tratamientos pre germinativos de escarificación y estratificación en frío no

mejoran la germinación en semillas de E. pulverulenta.

3. No hay respuesta a la aplicación de IBA en el enraizamiento de estacas de E.

pulverulenta.

4. El embrión de E. pulverulenta es de forma espatulada y se ubica en posición

axial, lineal al interior de la semilla.

REFERENCIAS

1. Azcón-Bieto J. y M. Talón. 2008. Fundamentos de fisiología vegetal. (2a. ed.). McGraw-Hill / Interamericana. Madrid, España.

2. Barceló, J., G. Nicolás., B. Sabater y R. Sánchez. 2001. Fisiología vegetal.

Ediciones Pirámide. Madrid, España.3. Besnier, F. 1989. Semillas: biología y tecnología. Ediciones Mundi-Prensa.

Madrid, España.

4. Delgado, M., M. Cuba, P. Hechenleitner y O. Thiers. 2008. Propagación vegetativa de taique (Desfontainia spinosa) y tepa (Laureliopsis philippiana). Bosque 29(2): 120-126.

5. Dimitri, M., y E. Orfila. 1985. Tratado de morfología y sistemática vegetal. Acme. Buenos Aires, Argentina.

6. Donoso, C. y C. Ramírez. 1994. Arbustos nativos de Chile: guía de reconocimiento. Vol. 2. (2a. ed.). Marisa Cuneo Ediciones. Valdivia, Chile.

7. Esau, K. 1982. Anatomía de las plantas con semilla. Hemisferio Sur. Buenos Aires, Argentina.

8. Figueroa, J., J. Armesto y J. Hernández. 1996. Estrategias de germinación y latencia de semillas en especies del bosque templado de Chiloé, Chile. Rev. Chil. Hist. Nat. 69(2): 243-251.

9. García-Fajardo, J., M. Ramos-Godínez y J. Mora-Galindo. 1999. Estructura de la semilla de aguacate y cuantificación de la grasa extraída por diferentes técnicas. Rev. Chapingo Ser. Hortic. 5(Nº Especial): 123-128.

10. González, S., R. Rodríguez y M. Baeza. 1991. Árboles del Bío-Bío. Ediciones Universidad de Concepción. Concepción, Chile.

11. Hartmann, H.T. y D.E. Kester. 1980. Propagación de plantas: principios y prácticas. Continental. México D.F., México.

12. Hartmann, H.T. y D.E. Kester. 1987. Propagación de plantas. Continental. México D.F., México.

13. Hartmann, H.T., D.E. Kester and F. Davies. 1990. Plant propagation: principles and practices. (5th. ed.). Prentice Hall Career & Technology. Englewood Cliffs, USA.

14. Jensen, W. y F. Salisbury. 1988. Botánica. (2a. ed.). McGraw-Hill. Naucalpan

de Juárez, México.15. Lemus, G. y J.M. González. 1995. Propagación por enraizamiento directo en

ciruelo. Tierra Adentro (2): 20-23.

16. Little, T.M. y F. Hills. 1978. Métodos estadísticos para la investigación en la agricultura. Trillas. México D.F., México.

17. Magnitskiy, S.V. y G. Ligarreto. 2007. Efecto del nitrato de potasio, del ácido giberélico y del ácido indolacético sobre la germinación de semillas de agraz (Vaccinium meridionale Swartz). Rev. Colomb. Cienc. Hort. 1(2): 137-141. [en línea].

18. Marticorena, C. 1990. Contribución a la estadística de flora vascular de Chile. Gayana Bot. 47(3-4): 85-113.

19. Montes, M. y T. Wilkomirsky. 1985. Medicina tradicional chilena. Universidad de Concepción. Concepción, Chile.

20. Pérez, F. y J. Martínez-Laborde. 1994. Introducción a la fisiología vegetal. Ediciones Mundi-Prensa. Madrid, España.

21. Ransom, B. and N.J. Vivrette. 1987. Natural protective blocks in the germination of seeds. Acta Hortic. (202): 57–67.

22. Riedemann, P. y G. Aldunate. 2004. Flora nativa de valor ornamental: identificación y propagación: Chile zona centro. (2a. ed.). Impreso Productora Gráfica Andros. Santiago, Chile.

23. Rodríguez, G., R. Rodríguez y H.L. Barrales. 1995. Plantas ornamentales Chilenas. Granea Lamas. Concepción, Chile.

24. Rodríguez, R., E. Ruiz y J.P. Elissetche. 2005. Árboles en Chile. Universidad de Concepción. Concepción, Chile.