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Parásitos en el Guepardo (Acinonyx jubatus)
María Susana Gallo Díaz
Número de Estudiante 32181342
VET 639
Proyecto de Campo de la Unidad de Medicina de la Conservación
Universidad de Murdoch
Julio 6, 2014
Índice
Introducción………………………………………………………………………… 1
1. Parásitos en poblaciones de guepardo libres y mantenidas en cautiverio ……… 4
1.1 Parásitos internos …………………………………………………………… 4
Nemátodos
a) Ascaridida ……………………………………………………………… 5
b) Strongylida …………………………………………………………….. 7
Ancylostoma …………………………………………………………… 7
c) Metastrongyloidea ……………………………………………………… 8
Aelurostrongylus abstrusus …………………………………………….. 8
d) Adenophorea …………………………………………………………… 9
Trichinella ……………………………………………………………… 9
Cestodes
a ) Taeniidae …………………………………………………………… 10
Protozoa
Apicomplexa
a) Eimeriidae ……………………………………………………… 10
b) Hepatozoon …………………………………………………….. 10
c) Sarcocystis …………………………………………………… 12
d) Babesia y Theileria ……………………………………………. 12
1.2 Parásitos externos (Artrópodos) …………………………………………… 14
Astigmata
a) Sarcoptes scabiei (Sarna) ………………………………………. 14
b) Siphonaptera …………………………………………………… 14
c) Ixodidae ……………………………………………………….. 15
2. Control y Prevención del parasitismo ………………………………………… 15
Bibliografía …………………………………………………………………… 17
Introducción
El guepardo es un animal altamente especializado, diseñado para la velocidad debido a sus
características anatómicas únicas, su fisiología y comportamiento (Marker y Dickman
2003). En la Lista Roja de la Unión Internacional para la Conservación de la Naturaleza el
guepardo está clasificado como una especie vulnerable (IUCN 2013) y está regulado por la
Convención sobre el Comercio Internacional de Especies Amenazadas de Fauna y Flora
Silvestres (CITES) en el Apéndice I (CITES 2013); por esto es importante conocer el
estado de la población actual de guepardos, comprender por qué son únicos, cuáles son las
amenazas que le afectan y cuáles son los factores que lo hacen más vulnerable.
La estructura aerodinámica, cuerpo largo y delgado, esqueleto ligero, extremidades largas,
pies largos y zarpas redondeadas con garras semi retractiles que le dan tracción, son
algunas de las características que hacen del guepardo un animal especializado para la
velocidad. Adicionalmente, poseen un pasaje nasal alargado que facilita el paso del aire y
por tanto la compensación de oxigeno es rápida durante la cacería (Marker 2002; Marker y
Dickman 2003). Por otra parte, el cráneo es pequeño y las mandíbulas son débiles con
dientes caninos pequeños y solo puede correr por períodos cortos ya que se fatiga
rápidamente, así el guepardo se encuentra en desventaja cuando se le compara con otros
felinos que lo pueden atacar y robar sus presas (Marker 2002; Marker y Dickman 2003).
La población de guepardos salvajes conocida se encuentra alrededor de 7000 animales y se
cree que la población total no sobrepasa los 10000 individuos maduros (Durant et al.
2008). Namibia tiene el 35 por ciento de la población salvaje total de guepardos, así
importantes investigaciones se han realizado en los guepardos namibios que han servido
como piedra angular para la conservación del guepardo (Marker et al. 2007).
El Fondo para la Conservación del Guepardo o CCF (Cheetah Conservation Fund) por sus
siglas en inglés, fue fundado en 1990 por la Dra. Laurie Marker en la zona central- norte de
Namibia. Este fondo está enfocado en la supervivencia a largo plazo del guepardo y sus
ecosistemas. A través de investigaciones y varios programas de conservación, el CCF
trabaja para proteger el hábitat del guepardo y sus presas, también trabaja junto con las
comunidades locales para mejorar su calidad de vida mediante educación y uso apropiado
de la tierra, lo cual contribuye a la supervivencia del guepardo.
La cantidad de guepardos ha declinado debido a la fragmentación y destrucción de su
hábitat, invasión de arbustos, disminución de animales ungulados que constituyen
importantes presas, competencia con otros grandes depredadores y consecuente
desplazamiento hacia áreas no protegidas donde se ponen en conflicto con granjeros y
rancheros quienes perciben al guepardo como una amenaza para el ganado (Caro et al.
1987; Marker 2002; Marker et al. 2007).
Otra seria amenaza para el guepardo es la poca diversidad genética que inherentemente lo
hace particularmente vulnerable a enfermedades (Durant et al. 2013). Aun cuando el
parasitismo no es la causa de la disminución en la población de guepardos es un factor
potencial que puede contribuir a un desbalance en su salud que eventualmente podría
volverlos más susceptibles a otras enfermedades; por tanto los impactos del parasitismo
merecen mayor investigación en relación con la salud y sostenibilidad de las poblaciones de
guepardo.
1. Parásitos en poblaciones de guepardo libres y mantenidas en cautiverio
Los felinos en vida libre son más afectados por parásitos que los individuos en
cautiverio y los signos clínicos se manifiestan cuando hay una gran cantidad de
parásitos o cuando los animales están debilitados (Wack 2003). Una revisión
comprensiva de la parasitología interna y externa que ha sido reportada en guepardos
libres y mantenidos en cautiverio es necesaria; esta revisión debe incluir las infecciones
derivadas de los parásitos, su diagnóstico y los tratamientos efectivos aplicados hoy en
día.
1.1 Parásitos internos
Los parásitos internos más comunes identificados en los felinos silvestres son los
nematodos Toxocara cati, Toxascaris leonine, Toxocara canis, Ancylostoma ssp.,
Uncinaria stenocephala, Physaloptera ssp y los protozoos Babesia felis, Eimeria ssp,
Toxoplasma gondii, Sarcocystis, Hepatozoon, Trypanosoma, Cytauxzoon, Giardia,
Coccidia, Hammondia y Theileria. (Peirce 1995; Williams and Thorne 1996; Murray et
al. 1999; Cheadle et al. 1999; Wack 2003; A. M. Bosman, Venter, and Penzhorn 2007;
Okulewicz et al. 2012;).
De estos protozoos Hepatozoon, Sarcocystis, Theileria, Babesia ssp y Coccidia han
sido reportados en el guepardo (Briggs, Leathers, and Foreyt 1993; Peirce 1995;
Duszynski, Couch, and Upton 2000; Bosman, Venter, and Penzhorn 2007; Bosman et
al. 2010).
Un estudio realizado en la población cautiva de guepardos en el CCF durante el 2009
demostró la presencia de los nematodos Ancylostoma ssp. y Toxascaris leonine y de los
protozoos Isospora felis e Isospora rivolta. Dos guepardos salvajes también fueron
incluidos en este estudio pero solo se identificó a Ancylostoma ssp. en una de sus
muestras (Mény, Schmidt-Küntzel, and Marker 2012).
En un zoológico de Irlanda se observó una infección por Aelurostrongylus abstrusus en
tres guepardos allí alojados. Dado que este parásito no había sido reportado
anteriormente en esta especie se presume que los animales adquirieron el parásito
después de su arribo al zoológico (West, Wilson, and Hatch 1977; Robert 2009).
Nemátodos
e) Ascaridida
T. canis, T. cati y Toxascaris leonine están incluidos en este orden. Estos
parasitos son gusanos alargados, opacos y robustos que se localizan en el
intestino delgado. La infección ocurre después de la ingestión de huevos que
tienen una capa gruesa y de larvas en segundo estadio a través de un huésped
intermediario (Urquhart et al. 1996; Bowman et al. 2002).
Los gusanos adultos de T. cati tienen un color cremoso y pueden llegar a medir
hasta 10 centímetros de largo en el intestino delgado. Las hembras producen
huevos que tienen una capa gruesa que pasan al medio ambiente junto con las
heces, donde pueden sobrevivir por períodos de tiempo prolongados. Las larvas
en segundo estadio se forman dentro del huevo y la larva en tercer estadio o
larva infectante se forma cuando los huevos son ingeridos por el hospedador
intermediario (Urquhart et al. 1996; Bowman et al. 2002; Ramos Conde 2012;
Okulewicz et al. 2012). La larva migra desde el tracto digestivo hacia el hígado
y los pulmones para retornar después hacia el estómago a través de la tráquea,
algunos parásitos pueden pasar al torrente sanguíneo y alcanzar tejidos
musculares.
Los animales pueden adquirir el parásito a través de la ingestión de huevos
infectivos, transmisión mamaria a los cachorros debida a la capacidad que tienen
las larvas para permanecer en la leche hasta por 30 días después del parto, o por
ingestión de presas infectadas con el parásito (Urquhart et al. 1996; Bowman et
al. 2002; Ramos Conde 2012; Okulewicz et al. 2012).
Los signos clínicos que presentan los felinos infectados son anorexia, vómito,
diarrea intermitente y abdomen agrandado. Las lesiones histopatológicas
observadas incluyen alargamiento de la túnica media de las arterias que puede
ser consecuencia de la hipertensión pulmonar (Urquhart et al. 1996; Bowman et
al. 2002; Ramos Conde 2012; Okulewicz et al. 2012).
T. canis se desarrolla de manera similar a T. cati. Los signos clínicos observados
incluyen pirexia y en la necropsia se han reportado granulomas eosinofílicos de
color blanco a gris alrededor de larvas identificadas en el riñón, corazón, hígado,
pulmones, diafragma, bazo y la serosa intestinal. La hipertrofia medial de los
vasos pulmonares también puede estar presente (Bowman et al. 2002).
La infección prenatal puede ocurrir cuando la larva migra desde la madre hacia
los pulmones del feto tres semanas antes del parto, donde muda a larva
infectiva. T. canis puede transmitirse a través de la leche y por ingestión de
presas infectadas (Urquhart et al. 1996).
El parásito Toxascaris leonine tiene un color rosado y puede alcanzar hasta 15
cm; el ciclo de vida no se completa de la misma forma que Toxocara, la larva
permanece en las paredes intestinales antes de pasar al lumen donde alcanzan su
madurez. Cuando se comparan con los huevos de Toxocara, los huevos de T.
leonina varían ya que son más translucidos y tienen una superficie suave. Estos
huevos pueden embrionar en la obscuridad al contrario de los huevos de
Toxocara, lo que significa que pueden embrionar rápidamente en el ambiente
(Okulewicz et al. 2012; Bowman et al. 2002). La transmisión ocurre a través de
la ingestión de presas infectadas o por vía mamaria (Bowman et al. 2002).
La identificación de los huevos de Toxocara y Toxascaris se hace mediante un
método cualitativo como el de flotación fecal o por un método cuantitativo
como el de McMasters. La diferenciación entre los huevos de ambos parásitos
se puede hacer considerando las diferencias en la capa de los huevos pero la
diferenciación entre T. cati y T. canis puede resultar compleja. El microscopio
electrónico de barrido ha sido usada para diferenciar entre los miembros de la
especie Toxocara junto con la técnica de Reacción de Cadena de la Polimerasa
(PCR) (Okulewicz et al. 2012).
Los antihelmínticos más usados en gatos domésticos pueden aplicarse en felinos
exóticos (Wack 2003). La administración de pirantel embonato y praziquantel a
dosis de 5 mg/kg y 57.5 mg/kg respectivamente, está recomendado en gatos para
tratar T. cati, T. canis y Toxascaris leonine. Otra droga efectiva es el
Fenbendazol a dosis de 50 mg/kg vía oral SID por 3 días (Peregrine 2012;
Bowman et al. 2002). La Ivermectina ha sido usada para tratar T. cati a dosis de
200 ug/kg con éxito en gatos (Bowman et al. 2002) y también ha sido usada en
guepardos a la misma dosis vía subcutánea con una reaplicación a los 20 y 52
días después.
Con este tratamiento se ha reportado la eliminación completa del parásito,
probando así que es exitoso en guepardos (Beasey 1991).
f) Strongylida
Ancylostoma
Estos parásitos se conocen como gusanos gancho, la infección clínica se
caracteriza por la presencia de anemia como consecuencia de la pérdida de
sangre en el intestino y pérdida de peso. Los gusanos adultos se encuentran en el
intestino delgado y se caracterizan por la presencia de una bursa copulatoria y
de una cavidad bucal con dientes (Urquhart et al. 1996; Bowman et al. 2002).
A. tubaeforme y A. braziliense están presentes en la región africana y las
Américas; A. pleuridentatum ha sido reportado en algunos miembros de la
familia Felidae. Los huevos de las especies de Ancylostoma no se distinguen
unos de otros (Urquhart et al. 1996; Bowman et al. 2002).
Las formas comunes de infección son la penetración de la piel por las larvas
infectantes que usan pequeños vertebrados como huéspedes intermediarios y por
la ingestión del parásito. Después de atravesar la piel la larva migra desde los
pulmones a la tráquea y esófago hasta que alcanza el tracto intestinal (Urquhart
et al. 1996; Bowman et al. 2002).
Los huevos se caracterizan por su forma ovalada y una capa delgada. El método
de flotación fecal utilizando heces frescas permite la identificación del parásito.
El tratamiento con diclorvos a dosis de 11.1 mg/kg de peso vivo, febantel solo o
en combinación con praziquantel a dosis de 10 mg/kg ha sido efectivo en gatos,
otras drogas como la ivermectina y selamectina también han sido recomendados
(Bowman et al. 2002; Peregrine 2012).
g) Metastrongyloidea
Aelurostrongylus abstrusus
El parásito adulto se encuentra en los bronquiolos respiratorios y ductos
alveolares. La hembra pone los huevos embrionados en el ducto alveolar y
alveolo, después la larva escala el tracto respiratorio, es deglutida y pasa en la
heces al ambiente (Bowman et al. 2002). La infección ocurre a través de la
ingestión de presas afectadas por el parásito y los signos clínicos son tos,
descarga mucopurulenta, disnea, anorexia, emaciación, infección y enfermedad
pulmonar (Bowman et al. 2002). El diagnóstico consiste en la identificación de
los huevos por el método de flotación fecal o por el método McMasters. El
tratamiento puede lograrse mediante el uso de fenbendazole a dosis de 5 mg/kg,
diario por 21 días (Bowman et al. 2002).
h) Adenophorea
Trichinella
Durante una investigación realizada en carnívoros de la región del Serengeti en
Tanzania, Trichinella nelsoni fue identificado en un guepardo y varios
carnívoros. Se determinó que la prevalencia de este parásito fue de 20% en la
población de guepardos de esa región y se ha señalado a la hiena manchada
como el huésped clave para este parásito (Pozio et al. 1997).
Trichinella nelsoni se encuentra en el África ecuatorial y se cree que la fuente de
la infección es la ingestión de presas infectadas por el parásito. El parásito
adulto se encuentra en el intestino delgado pero la maduración de la larva ocurre
en las fibras musculares donde se puede formar una fase quística. Una vez que
el felino ingiere carne contaminada la larva deja el musculo y se desarrolla en el
intestino (Bowman et al. 2002). Los signos clínicos de infección son letargia,
hipersalivación, debilidad, pérdida de peso y heces con sangre. En el estudio
realizado en Tanzania muestras de los músculos maseteros fueron tomadas de
las carcasas para el diagnostico mediante PCR (Pozio et al. 1997).
Para el tratamiento se utiliza Albendazol a dosis de 50 mg/kg, dos veces al día
por 7 días (Bowman et al. 2002).
Cestodes
a ) Taeniidae
Taenia acynonyxi fue reportada en un guepardo asiático (Acinonyx jubatus
venaticus) una subespecie del guepardo (Acinonyx jubatus) el cual ahora se
encuentra únicamente en Irán. Gusanos blancos de cuerpo grueso de 23 a 27
centímetros de longitud fueron recuperados del intestino delgado de una hembra
muerta. El gusano posee un róstelo bien desarrollado con doble fila de ganchos
también se pudo analizar algunos huevos recuperados y se identificaron como
huevos de taenia debido al color café de su cápsula. Estas características junto
con otros rasgos morfológicos permitieron la identificación de T. acynonyxi
(Hosseini et al. 2011).
La infección ocurre después de la ingestión de presas infectadas como el impala,
antílope sable y jabalí salvaje entre otros (Hosseini et al. 2011). La infección
puede ser mantenida hasta por 34 meses sin manifestación de signos clínicos. El
diagnóstico se realiza mediante la observación de huevos mediante el método de
flotación fecal; el tratamiento para T. taeniformis consiste en la administración
de praziquantel a dosis de 5 mg/kg (Bowman et al. 2002), el cual podría resultar
útil para tratar T. acynonyxi.
Protozoa
Apicomplexa
a) Eimeriidae
Isospora felis e Isospora rivolta han sido identificados en poblaciones de
guepardos (Mény, Schmidt-Küntzel, and Marker 2012). El guepardo sirve
como hospedador definitivo y la multiplicación asexual y sexual ocurre en
los enterocitos en el intestino delgado.
Sus presas pueden considerarse hospedadores intermediarios y los
esporozoitos pueden permanecer en el sistema linfático del peritoneo
(Bowman et al. 2002).
Los oocistos the I. felis son más largos que los de I. rivolta. El ciclo de este
parásito empieza cuando el esporozoito es liberado en el intestino delgado,
ahí el desarrollo ocurre en las vellocidades del ileo hasta que se forman los
merontes; finalmente oocistos sin esporular son excretados al ambiente. Los
signos clínicos que se observan son heces blandas mucoides, anorexia y
deshidratación dehydration (Bowman et al. 2002; Mény, Schmidt-Küntzel,
and Marker 2012).
El diagnóstico puede realizarse mediante la observación e identificación de
los huevos en muestras de heces usando el método de flotación fecal (Mény,
Schmidt-Küntzel, and Marker 2012). Las drogas utilizadas para el
tratamiento de coccidiosis pueden ser sulfadimetoxina a dosis de 50 mg/kg
por 10 días, sulfadiazina y trimetoprim a dosis de 25 a 50 mg/kg más 5 a 10
mg/kg respectivamente por 6 días o amprolium a dosis de 300 a 400 mg/kg
por 5 días (Bowman et al. 2002).
b) Hepatozoon
Estos parásitos han sido reportados en guepardos de la región del Serengueti
(Averbeck et al. 1990; Peirce 1995), El Hepatozoon puede encontrarse en
los linfocitos polimorfonucleares y los esquizontes pueden verse en tejidos
como pulmón, miocardio, músculo esquelético, bazo, hígado y nódulos
linfáticos (Bowman et al. 2002; Peirce 1995).
Se cree que la transmisión del parásito ocurre a través de garrapatas cuando
el animal ingiere estas más no por mordedura de garrapata (Bowman et al.
2002). Peirce (1995) indica que Rhipicephalus simus y las garrapatas del
género Ixodes pueden estar involucradas en la transmisión del parásito al
guepardo. Adicionalmente Peirce (1995) comenta que los parásitos de la
especie Hepatozoon pueden tener huéspedes específicos.
El diagnóstico puede hacerse mediante tinción Giemsa; los gamontes son
cuerpos elongados con bordes redondeados que pueden ser observados en
los neutrófilos circulantes. En Sudáfrica el gato doméstico fue tratado
efectivamente con oxitetraciclina a dosis de 50 mg/kg, BID por 7 días, junto
con un solo tratamiento de primaquine a dosis de 2 mg per os 2 días después
de la aplicación del tratamiento con oxitetraciclina (Bowman et al. 2002).
c) Sarcocystis
Sarcocystis felis se ha observado en una colonia de guepardos cautivos en
Oregon (Briggs, Leathers, and Foreyt 1993). El ciclo de vida del parásito
requiere de un hospedador intermediario y definitivo, en el hospedador
intermediario el esquizonte resulta de la fase asexual y la fase sexual tiene
lugar en las células intestinales con la excreta subsiguiente de oocistos y
esporozoitos en las heces (Briggs, Leathers, and Foreyt 1993).
Briggs, Leathers y Foreyt (1993) encontraron sarcocistes en los músculos lo
cual es raro y no está reportado en carnívoros ya que estos son el hospedador
definitivo. Los animales murieron a causa de falla renal y hepática con
pérdida muscular en todos los casos. De acuerdo a Bowman et al. (2002) no
hay tratamientos reportados en gatos ya que la enfermedad no causa signos
clínicos.
d) Babesia and Theileria
Babesia felis y Babesia leo han sido identificados junto con Theileria y
organismos similares a la Theileria en guepardos cautivos y en vida libre en
Sudáfrica y Kenia pero no como una infección mixta. Pese a que el modo de
transmisión de estos parásitos se desconoce, se cree que la garrapata ixodid
juega un rol importante en la transmisión. La prevalencia de Babesia se
considera baja (Bosman, Venter, and Penzhorn 2007; Averbeck et al. 1990;
Githaka et al. 2012).
Algunos animales parte del estudio de Bosman et al (2012) resultaron
positivos a Babesia, pero parece ser que existe una especie no identificada
de este parásito que no pudo ser atribuida a B. felis o B. leo (Bosman,
Venter, and Penzhorn 2007; Bosman et al. 2010; Githaka et al. 2012).
Mayores investigaciones a través de análisis filogenético han determinado
que una especie no descrita de Babesia ha sido encontrada en guepardos
denominada Babesia lengau sp.nov (Bosman et al. 2010). Esta especie no
difiere en morfología con B. felis y no se asocian signos particulares
asociados con este. Puede ocurrir una infección crónica y se cree que los
animales adquieren el parásito cuando son cachorros y persiste durante
períodos de tiempo prolongados en los cuales factores estresantes y un
sistema inmune suprimido pueden activar algún tipo de manifestación
clínica (Bosman et al. 2010).
Los signos típicos de infección por babesiosis y Theileria incluyen anorexia,
anemia, letargia y pérdida de peso y frecuentemente incluye una enfermedad
concomitante. El diagnóstico se basa en la identificación de parásitos intra
eritrocíticos en frotis sanguíneos; la visualización del frotis con una tinción
con 10% de Giemsa es útil (Jacobson, Schoeman, and Lobetti 2012), de la
misma forma para Theileria (Bowman et al. 2002). Los tratamientos
reportados para Babesia y Theileria en gatos domésticos son mediante
diminizine aceturato a dosis de 2 mg/kg IM semanalmente por dos
tratamientos consecutivos e imidocarb a dosis de 5 mg/kg IM dos veces,
con 2 semanas de espacio. Adicionalmente se ha usado primaquine fosfato
para tratar B. felis con 0.5 mg/kg IM a dosis única. Las transfusiones
sanguíneas y la terapia de soporte son parte del tratamiento en gatos
domésticos (Jacobson, Schoeman, and Lobetti 2012; Bowman et al. 2002).
1.2 Parásitos externos (Artrópodos)
Astigmata
a) Sarcoptes scabiei (Sarna)
La presencia de S. scabiei en guepardos ha sido asociada con
condiciones climáticas y la prevalencia de gacelas con sarna en esa
región. Este estudio fue desarrollado en Kenia, donde el parásito
sarcoptes fue identificado como la causa de mortalidad en las
poblaciones de guepardo que allí se encuentran. El estudio reveló que la
prevalencia es alta en hembras guepardo y cachorros lo que les hace un
grupo vulnerable y el contacto cercano favorece la dispersión y
persistencia de la infección (Gakuya et al. 2012).
S. scabei es contagioso y se disemina a través del contacto directo o
indirecto con animales fallecidos o con objetos contaminados; produce
lesiones en la piel, prurito, alopecia, costras, engrosamiento de la piel y
por consiguiente presentan una condición corporal pobre. El diagnóstico
puede hacerse mediante un raspado de piel con un poco de pelo y costras
(Gakuya et al. 2012). El tratamiento de elección es la Ivermectina a dosis
de 200 ug/kg (Bowman et al. 2002).
b) Siphonaptera
Las pulgas del género Ctenocephalides spp., Echidnophaga spp. y Moeopsylla
fueron tomadas de guepardos en el Parque Nacional Kruger como parte de un
estudio (Horak, Beaucournu, and Braack 2004).
C. demacrensis es comunmente vista en la liebre (Lepus saxatilis), la cual es
presa favorita para muchos carnívoros, pero es la primera vez que esta pulga se
reporta en guepardos. E. larina normalmente no infesta a carnívoros y su
presencia sugiere que la infección puede ser adquirida a través de jabalíes
salvajes, de la misma manera ocurre con M. sjoestedti se encuentra
específicamente en jabalíes salvajes así el guepardo se infecta cuando entra en
contacto con este animal (Horak, Beaucournu, and Braack 2004).
Generalmente las pulgas son parásitos molestos que succionan sangre de su
huésped y pueden causar anemia severa. El tratamiento con lufenuron,
selamectina, imidacloprid y fipronil es usualmente efectivo (Bowman et al.
2002).
c) Ixodidae
Las garrapatas se encuentran en climas cálidos y la infestación puede ocurrir por
larvas, ninfas y garrapatas adultas. Las especies conocidas en el gato son Ixodes,
Dermacentor, Rhipicephalus y Amblyomma (Bowman et al. 2002).
Las garrapatas de la especies Ixodes y Rhipicephalus se presumen transmisores
de erlichiosis, babesiosis y hepatozoonosis así como la infección por Theileria
en guepardos. R. sanguinus está ampliamente distribuida en África y el Medio
Oriente y R. simus ha sido identificado como un transmisor de hepatozoonosis
(Averbeck et al. 1990; Peirce 1995; Tarello and Riccieri 2005).
2. Control y Prevención del parasitismo
Las desparasitaciones regulares basadas en métodos de diagnóstico cualitativo y
cuantitativo como el método de flotación fecal y McMasters son necesarios para
administrar tratamientos específicos a los individuos dentro de una población
determinada según se requiera. Este enfoque busca evitar la resistencia de los
parásitos a las drogas antihelmínticas y evitar el manejo innecesario de los animales
en cautiverio (Mény, Schmidt-Küntzel, and Marker 2012).
Factores como el clima (estaciones, temperatura y lluvia) pueden influenciar la
incidencia de parasitismo en una región determinada pero el estrés y la
inmunosupresión son también factores determinantes para que se presenten signos
clínicos y se desarrollen patologías (Mény, Schmidt-Küntzel, and Marker 2012).
En guepardos libres, el control y la prevención puede resultar difícil pero el
monitoreo constante y la vigilancia de las poblaciones de guepardos es esencial
dentro de un plan de conservación para estas especie. El comprender y manejar el
parasitismo en guepardos debe tomarse como estrategia de conservación. El
parasitismo puede causar un desbalance severo en la salud de los animales que
puede conllevar a la muerte de los ya vulnerables guepardos.
Bibliografía
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