ANÁLISIS DEL EFECTO DE LA SEMILLA DEL MANGO EN LA ...
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ANÁLISIS DEL EFECTO DE LA SEMILLA DEL MANGO EN LA PRODUCCIÓN DE BIOGÁS A PARTIR DE LA FERMENTACIÓN DE RESIDUOS DE MANGO (MANGUIFERA INDICA) Y BANANO (MUSA PARADISIACA). Proyecto de grado Por SANTIAGO GIRALDO ZULETA JUAN MANUEL GARZÓN MORA Presentado a la Facultad de Ingeniería de la Universidad de los Andes En cumplimiento parcial de los requisitos para el grado de INGENIERO QUÍMICO Departamento de Ingeniería Química Mayo 2017
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ANÁLISIS DEL EFECTO DE LA SEMILLA DEL MANGO EN LA
PRODUCCIÓN DE BIOGÁS A PARTIR DE LA FERMENTACIÓN DE
RESIDUOS DE MANGO (MANGUIFERA INDICA) Y BANANO (MUSA
PARADISIACA).
Proyecto de grado
Por
SANTIAGO GIRALDO ZULETA
JUAN MANUEL GARZÓN MORA
Presentado a la Facultad de Ingeniería de la
Universidad de los Andes
En cumplimiento parcial de los requisitos para el grado de
INGENIERO QUÍMICO
Departamento de Ingeniería Química
Mayo 2017
Análisis de la capacidad de fermentación de los residuos de mango (manguifera indica)
para la obtención de biogás.
Copyright 2017 Santiago Giraldo Zuleta y Juan Manuel Garzón Mora
ANÁLISIS DEL EFECTO DE LA SEMILLA DEL MANGO EN LA
PRODUCCIÓN DE BIOGÁS A PARTIR DE LA FERMENTACIÓN DE
RESIDUOS DE MANGO (MANGUIFERA INDICA) Y BANANO (MUSA
PARADISIACA).
Proyecto de grado
Por
SANTIAGO GIRALDO ZULETA
JUAN MANUEL GARZÓN MORA
Presentado a la Facultad de Ingeniería de la
Universidad de los Andes
En cumplimiento parcial de los requisitos para el grado de
INGENIERO QUÍMICO
Aprobado por:
Asesora, Rocío Sierra Ramírez, Ph.D.
Jurado, Felipe Salcedo Galán, Ph.D.
Director del Departamento, Oscar Alvarez Solano, Ph.D.
Departamento de Ingeniería Química
Mayo 2017
iii
ABSTRACT
Analysis of mango (manguifera indica) residues fermentation capacity to biogas
obtention. (May 2017)
Santiago Giraldo Zuleta and Juan Manuel Garzón Mora. Universidad de los Andes,
Colombia.
Advisor: Rocío Sierra Ramírez, Ph.D.
In this project the fermentative capacity of banana and mango wastes are evaluated under
the influence of mango seed, using Zipaquira brine as inoculum por biogas production. A
factorial experimental design was made with the substratum composition and seed
presence as principal factors, in order to know the conditions of greater favorability of
biogas production. For this, a characterization of the substratums and a chemical analysis
of the seed kernel oil were performed. The obtained results showed a greater production
by the fermentations at 50/50 % w/w substratums at mixing conditions and with fine
mango seed (165,7 mL of biogas / g of volatile solids) demonstrating that the two factors
were positively significant for the biogas production.
iv
RESUMEN
Anáisis de la capacidad de fermentación de los residuos de mango (manguifera indica)
para la obtención de biogás. (mayo 2017)
Santiago Giraldo Zuleta y Juan Manuel Garzón Mora. Universidad de los Andes,
Colombia.
Asesor: Rocío Sierra Ramírez, Ph.D.
En el presente proyecto se evalúa la capacidad fermentativa de los residuos del banano y
el mango, bajo la influencia de la semilla del mango, utilizando salmuera de Zipaquirá
como inóculo para la producción de biogás. Se realizó un diseño experimental factorial
con dos factores que eran la presencia de la semilla y la composición del sustrato, con el
fin de conocer las condiciones de mayor favorabilidad de producción de biogás. Para esto,
a su vez se realizó una caracterización de los sustratos y un análisis químico del aceite de
la semilla. Los resultados obtenidos muestran una mayor producción de biogás por parte
de las fermentaciones a condiciones de mezcla 50/50 en porcentaje en masa de los
sustratos y con semilla fina de mango (165,7 mL de biogás / g de sólidos volátiles)
demostrando que los dos factores fueron positivamente significativos para la producción
de biogás.
v
DEDICACIÓN
Este trabajo va dedicado a las personas interesadas en la investigación y el desarrollo de
nuevas formas de generar energía, buscando el desarrollo de un mundo mejor.
vi
AGRADECIMIENTOS
Agradecemos principalmente a nuestros padres y hermanos los cuales fueron el soporte y
principal pilar durante nuestra ruta académica como profesionales. Asimismo,
agradecemos a la doctora Rocío Sierra, por todo su apoyo y enseñanzas durante este
proceso de formación y trabajo en la realización de este proyecto. Finalmente
agradecemos a nuestros compañeros y amigos de carrera con los cuales nos hemos
apoyado y crecido juntos para lograr ser profesionales de calidad.
vii
TABLA DE CONTENIDOS
Pág.
ABSTRACT/ RESUMEN ......................................................................................... iii
DEDICACIÓN .......................................................................................................... v
AGRADECIMIENTOS ............................................................................................ vi
TABLA DE CONTENIDOS ..................................................................................... vii
LISTA DE FIGURAS ............................................................................................... ix
LISTA DE TABLAS ................................................................................................. xi
INTRODUCCIÓN .................................................................................................... 1
1.1. Biogás ....................................................................................................... 5
1.1.1. Fermentación anaerobia ......................................................................... 5
1.1.2. Composición de Biogás ......................................................................... 10
1.2. Banano y Mango ....................................................................................... 11
1.3. Semilla de Mango ..................................................................................... 12
OBJETIVOS DEL PROYECTO……. ...................................................................... 14
METODOLOGÍA ..................................................................................................... 15
3.1. Análisis Composicional ............................................................................. 15
3.1.1. Determinación de sólidos totales. ........................................................... 15
3.1.2. Determinación de cenizas ....................................................................... 16
3.1.3. Determinación de extractivos ................................................................ 17
3.2. Fermentación del sustrato .......................................................................... 18
3.3. Preinoculación ........................................................................................... 20
3.4. Sólidos volátiles de la fermentación .......................................................... 21
3.5. Análisis del aceite de la semilla de mango ................................................ 22
3.5.1. Extracción del aceite .............................................................................. 22
3.5.2. Análisis químico de la semilla del mango .............................................. 22
3.5.3. Análisis termogravimétrico .................................................................... 23
3.6. Medición de biogas ................................................................................... 24
RESULTADOS Y ANÁLISIS .................................................................................. 26
4.1. Análisis Composicional de la cáscara ....................................................... 26
viii
4.1.2. Sólidos totales ....................................................................................... 26
4.1.3. Cenizas ................................................................................................... 28
4.1.4. Extractivos .............................................................................................. 29
4.1.5. Análisis termogravimétrico .................................................................... 31
4.2. Análisis composicional de la semilla ....................................................... 33
4.2.1. Extracción del aceite .............................................................................. 33
4.2.2. Análisis termogravimétrico. ................................................................... 33
4.2.3. Análisis químico de la semilla ............................................................... 34
4.3. Análisis de las fermentaciones .................................................................. 37
4.3.1. Sólidos volátiles y cenizas ..................................................................... 37
4.4. Producción de Biogás ............................................................................... 40
CONCLUSIONES Y TRABAJO FUTURO ............................................................. 45
REFERENCIAS ........................................................................................................ 48
ANEXO 1: Evidencia fotográfica de los extractivos de los sustratos ...................... 53
ANEXO 2: Procedimiento detallado de las fermentaciones .................................... 53
ANEXO 3: Evidencia fotográfica de la preinoculación ........................................... 55
ANEXO 4: Procedimiento detallado de sólidos volátiles ........................................ 55
ANEXO 5: Evidencia fotográfica de la semilla del mango ..................................... 57
ANEXO 6: Evidencia fotográfica del montaje de la extracción del aceite de mango ....... 58
ANEXO 7: Evidencia fotográfica del protocolo obtención de fames ...................... 59
ANEXO 8: Evidencia fotográfica del montaje de medición de biogás .................... 61
ANEXO 9: Evidencia fotográfica del montaje de dilución del biogás .................... 62
ANEXO 10: Gráficas corridas 2 y 3 de los fames ................................................... 62
ANEXO 11: Resultados obtenidos para el diseño factorial realizado para evaluar la
producción del biogás ............................................................................................... 63
ix
LISTA DE FIGURAS
Pág.
Figura 1. Proporciones de desechos producidos en Colombia ................................ 2
Figura 2. Obtención de energía eléctrica a nivel mundial ....................................... 3
Figura 3. Representación de los pasos de fermentación anaeróbica……………… 6
Figura 4. Principales frutas consumidas en Colombia……………………………. 12
Figura 5. Proceso de fermentación de los sustratos………………………………. 19
Figura 6. Montaje para la medición de biogás ........................................................ 24
Figura 7. Montaje para la dilución del biogás ......................................................... 25
Figura 8a. Porcentaje de pérdida de peso de residuo de mango vs la temperatura ... 32
Figura 8b. Primera derivada de la pérdida de peso de residuo de mango con respecto
al tiempo, contra temperatura .................................................................. 32
Figura 9a. Porcentaje de pérdida de peso de residuo de banano vs la temperatura ... 32
Figura 9b.Primera derivada de la pérdida de peso de residuo de mango con
respecto al tiempo, contra temperatura ......................................................... 32
Figura 10a. Porcentaje de pérdida de peso de semilla de mango contra la
temperatura ....................................................................................................... 34
Figura 10b. Primera derivada de la pérdida de peso de semilla de mango con
respecto al tiempo, contra temperatura ......................................................... 34
Figura 11. Tiempos de retención para el estándar FAME utilizado ......................... 35
Figura 12. Tiempos de retención para la primera muestra de aceite de semilla de
mango ..................................................................................................... 36
Figura 13. Resultados de las fermentaciones para cada factor con sus respectivos
niveles………………………………………………………………….. 41
x
Figura 14. Gráfica de contornos de los resultados para cada factor con sus niveles.. 42
Figura 15. Efectos principales de los factores de la fermentación con sus niveles…. 44
xi
LISTA DE TABLAS
Pág.
Tabla 1. Composición del biogás producido mediante fermentación anaeróbica .. 10
Tabla 2. Diferentes concentraciones de metano y rendimiento del biogás que se
pueden obtener de acuerdo con el tipo de sustrato ................................... 11
Tabla 3. Formulación de los fermentadores con su composición líquida y sólida . 20
Tabla 4. Resultados de sólidos totales para mango y banano ................................ 27
Tabla 5. Resultados de cenizas para los dos sustratos ............................................ 29
Tabla 6. Resultados obtenidos de extractivos para ambos sustratos ...................... 31
Tabla 7. Resultados obtenidos de la extracción del aceite de la semilla de mango 33
Tabla 8. Sólidos totales y cenizas antes de la fermentación ................................... 38
Tabla 9. Sólidos totales y cenizas después de la fermentación .............................. 39
Tabla 10. Sólidos volátiles fermentados ................................................................... 40
1
INTRODUCCIÓN
Actualmente, la búsqueda de nuevas alternativas para la generación de energía ha
sido objeto de estudio en gran proporción a nivel mundial, debido al agotamiento de los
recursos no renovables que servían como fuente de energía en el planeta. Por otra parte,
el crecimiento de la población mundial ha traído consecuencias negativas ambientales por
la forma en la que se disponen los residuos, teniendo en cuenta que la mayoría de estos
tienen como disposición final los rellenos sanitarios, los cuales tienen diversos problemas,
dado que el volumen de los residuos rebasa la capacidad máxima de estos. Por ejemplo,
en Colombia se estima que aproximadamente 1/3 de los rellenos sanitarios municipales
que se encuentran en el país se verán excedidos en 5 años (Departamento Nacional de
Planeación, 2015). A su vez, la necesidad de producir combustibles para motores de
explosión que no sean fósiles es evidente, y es una gran alternativa para contribuir a la
disminución de la contaminación ambiental (Mejía, Martínez, Betancourt, & Castrillón,
2011).
De dichas zonas de desechos en Colombia, se estima que el 81% de los residuos
generados son materia orgánica putrescible como se aprecia en la figura 1. De acuerdo a
este porcentaje mayoritario, se ha planteado en dicho país una política para la gestión de
residuos orgánicos, con el fin de generar un aprovechamiento de estas basuras (Política
nacional para gestión integral de residuos sólidos) (Jaramillo Henao & Zapata Márquez,
2008).
2
Figura 1. Proporciones de desechos producidos en Colombia (Jaramillo Henao &
Zapata Márquez, 2008).
Los desechos sólidos que se producen en Colombia contienen alrededor de 70-
80% de materia orgánica. Por tal motivo, se han encontrado nuevas alternativas para
generar productos con valor agregado a partir de los desechos orgánicos mencionados
anteriormente. Para cumplir con el objetivo planteado anteriormente, se han desarrollado
técnicas como la fermentación, la pirólisis, y la gasificación que consisten en la conversión
de la materia orgánica en gas, que pueda ser posteriormente utilizado para la generación
de calor (Diaz, Briceño, Baquero, Giraldo, & Moreno, 2002).
A su vez, a continuación, se muestra en la figura 2 las diferentes fuentes de
obtención de energía eléctrica a nivel mundial:
81%
1%3% 13%
2%
Materia Organica Vidrio y Ceramica Papel y Carton Plastico Metal
3
Figura 2. Obtención de energía eléctrica a nivel mundial (Unidad de Planeación Minero
Energética, 2015).
Como se observa en la figura 2, la gran mayoría de fuentes de energía eléctrica provienen
de recursos no renovables, razón por la cual se tiene el enfoque de este trabajo.
Por otro lado, se dice que una materia prima es aprovechable cuando los residuos
pueden ser reutilizados o transformados en otro producto el cual tiene un valor comercial;
por esto, el aprovechamiento debe realizarse siempre y cuando sea viable
económicamente, técnicamente factible y ambientalmente conveniente. Las principales
rutas de aprovechamiento que se tienen actualmente para la materia orgánica son la
producción de biogás, producción de compostaje, bioabono e incineración con producción
de energía (Jaramillo Henao & Zapata Márquez, 2008).
Consecuentemente, el uso de diferentes materiales lignocelulósicos es investigado
recientemente, ya que constituyen una fuente abundante y segura de recursos renovables
y energía. No obstante, actualmente en Colombia estos residuos están causando problemas
4
de contaminación ambiental por la forma en que se dispone de estos, a pesar de que pueden
ser de gran aprovechamiento como materias primas para la producción de azúcares,
alimento para animales, biomasa microbiana, producción de ácidos orgánicos y alcoholes,
entre otros. De este modo, a modo de ilustración se registró que tan solo en el
departamento del Valle del Cauca se procesan aproximadamente 351.5 toneladas por
semana de mango por la agroindustria de pulpas y jugos, generando entre 50 y 55% de
residuos, y con el paso del tiempo sigue aumentando, generando un problema de
contaminación con dichos residuos. Estos, como se dijo anteriormente, están constituidos
principalmente de tejidos lignocelulósicos, que, para poder ser aprovechados en un
proceso de fermentación de glucosa, fructosa, xilosa, entre otros, deben ser previamente
tratados de manera hidrolítica para producir distintos compuestos de valor agregado
(Mejía et al., 2011).
Una de las materias de aprovechamiento con mayor valor agregado es la
producción de biogás por medio de fermentación anaeróbica. Esto se debe a la creciente
demanda energética presente actualmente en el planeta. Hoy en día, los principales
recursos usados para la generación de energía son no renovables. Según los datos
obtenidos por la agencia nacional de hidrocarburos, para el año 2015 hay 2002 millones
de barriles (MBIs) de reservas probadas de crudo, lo que según los estimados de consumo
alcanzan solamente para 5.5 años. Por otro lado, las reservas probadas de gas son 4361
gigapies cúbicos (Gpc) lo que tiene un estimado de consumo de 13 años. Estas cifras
muestran la necesidad de buscar fuentes de energía alternativas en un periodo de tiempo
corto (Agencia Nacional de Hidrocarburos, 2015).
5
1.1 Biogás
El biogás es un gas combustible producido por la descomposición microbiológica
natural a partir de residuos orgánicos, provenientes de diferentes fuentes como residuos
de agricultura, municipales, aguas residuales, entre otros; por medio de dicho proceso de
fermentación anaerobia es posible la producción de gases de alto poder calorífico como el
metano (50-70%), dióxido de carbono (30-40%), además se tienen otros subproductos
gaseosos en pequeñas cantidades de hidrógeno, sulfuro de hidrógeno, amoniaco entre
otros (E.V., 2010) (Mejía et al., 2011).
1.1.1 Fermentación anaerobia
El proceso por el cual este biogás es obtenido partiendo de residuos orgánicos se
conoce como digestión anaerobia y se puede llevar a cabo tanto de manera natural como
en un sistema de biodigestión, que son sistemas herméticamente cerrados que permiten
que la degradación se dé en un ambiente controlado. (Real & Dinamarca, n.d.)
La fermentación anaerobia es uno de los principales métodos de obtención de
biogás. Este consta de cuatro pasos principales que son: hidrólisis, acidogénesis,
acetogénesis y metanogénesis; los cuales se dan en un proceso de etapa única. La variante
de cada uno de los procesos son las necesidades en condiciones ambientales de las
bacterias (pH, Temperatura, entre otras). Los pasos de la fermentación anaeróbica se
pueden observar en la figura 3 (Ministerio de Energía, 2011).
6
Figura 3. Representación de los pasos de fermentación anaeróbica (Ministerio de
Energía, 2011).
De acuerdo con esto, en la hidrólisis, el sustrato que está compuesto principalmente
por polímeros de proteínas, carbohidratos y lípidos, es transformado en diferentes
monómeros de aminoácidos, azúcares, ácidos grasos y alcoholes. Luego, estos monómeros
son convertidos en ácidos grasos de menor peso molecular como ácido acético, butírico y
valérico en la fase de acidogénesis por acción de las bacterias fermentativas, obteniendo
también amoniaco en este proceso. Posteriormente se da el proceso intermedio de
acetogénsis, en el cual los ácidos intermedios de la acidogéneis son convertidos en ácido
acético, hidrógeno y dióxido de carbono con ayuda de microorganismos acetógenos. Por
último, en la etapa de metanogénesis las bacterias metanógenas se encargan de la
7
producción de metano a partir del ácido acético, dióxido de carbono e hidrógeno de la
etapa anterior. (Chaudhari, Suryawanshi, & Kothari, 2012)
De manera general, la totalidad de este proceso está representada por la siguiente
ecuación:
𝐶𝑐𝐻ℎ𝑂𝑜𝑁𝑛𝑆𝑠 + 𝑦 𝐻2𝑂 → 𝑥 𝐶𝐻4 + (𝑐 − 𝑥) 𝐶𝑂2 + 𝑛 𝑁𝐻3 + 𝑠 𝐻2𝑆
donde
𝑥 =1
8(4𝑐 + ℎ − 2𝑜 − 3𝑛 − 2𝑠)
𝑦 =1
4(4𝑐 − ℎ − 2𝑜 + 3𝑛 + 2𝑠)
1.1.1.2 Factores que afectan la fermentación
Existen diversos factores que afectan la digestión anaerobia como lo son el tipo de
sustrato, la temperatura, el pH, la adición de un inóculo, el tamaño de partícula, la
realización de pretratamientos, entre otros.
De acuerdo al tipo de sustrato se tienen varios de estos, como lo son los residuos
de origen animal (estiércol y orina), residuos de origen vegetal (malejas y rastrojos de
cosechas), residuos de origen humano (heces y orina), residuos agroindustriales (salvado
de arroz y melazas) residuos forestales (ramas y cortezas) y de cultivos acuáticos (algas y
malezas acuáticas). De esta manera, las características de estos permiten la actividad
microbiana del sistema anaeróbico. Dicho proceso no solo requiere de fuentes de carbono
y nitrógeno, sino que a su vez deben presentar cierta cantidad de sales y minerales (azufre,
fósforo, potasio, calcio entre otros).
8
Estos residuos generalmente presentan todos estos elementos en proporciones adecuadas.
Sin embargo, en ciertos casos se hace necesaria la adición de estas sales y minerales.
Las sustancias con alto contenido de lignina no son directamente aprovechables y
por lo tanto deben someterse a tratamientos previos a fin de liberar las sustancias
transformables de las incrustaciones de lignina.
Adicionalmente, el contenido de agua de estos tipos de sustrato varía entre 10 al
90% del peso fresco del residuo dependiendo de la edad y órgano de este. Los
componentes orgánicos de dichos residuos corresponden aproximadamente a un 50% del
peso fresco, en función del contenido de humedad y de las cenizas (Ministerio de Energía,
2011).
Por otro lado, otro factor determinante para el proceso de fermentación es la
temperatura; principalmente en el crecimiento de las bacterias encargadas de producir el
biogás. Dicha producción se puede dar en cualquier lugar que se encuentre entre 4ºC y
68ºC. A medida que la temperatura aumenta, la tasa de producción de gas también se
incrementa y consecuentemente disminuye el tiempo de retención de la materia orgánica
dentro del digestor. De este modo, existen tres rangos de temperatura para una digestión
anaeróbica: psicrófilos, que son por debajo de 25ºC, mesófilos entre 25 y 45ºC y termófilos
entre 45 y 65ºC (Unidad de Planeación Minero Energética, 2003).
Además de estos, las fermentaciones anaerobias también son sensibles al pH. El
pH del sustrato indica si el proceso de digestión se lleva a cabo en condiciones adecuadas.
Las bacterias actuadoras en este proceso permiten un rango de variación entre 6 y 8
9
unidades de pH, teniendo un óptimo de 7 a 7,2 (Unidad de Planeación Minero Energética,
2003).
Otro factor relevante a la hora de evaluar un proceso de digestión anaerobia es la
selección del inóculo. La cantidad y la calidad de este componente determinan la longitud
de la puesta en marcha y el funcionamiento de un reactor en estado estacionario. De esta
manera, existen diferentes fuentes de inóculo como lo son principalmente distintos tipos
de aguas residuales, que han demostrado buena calidad dado su gran contenido de
bacterias metanogénicas. Adicionalmente, cabe resaltar que estos inóculos provienen
generalmente de sectores de producción alimenticia que tienen un impacto negativo sobre
el medio ambiente (Córdoba, Fernández, & Santalla, 2016).
Por último, la agitación también es un factor crucial en el proceso de fermentación
anaeróbica. Para obtener altos niveles de producción de biogás tiene que haber un contacto
intenso entre las bacterias y el sustrato, lo cual se logra teniendo una agitación constante
en el reactor de fermentación. Al no tener esta condición, debido a la diferencia de
densidad entre los distintos componentes y al empuje ascendente de gas, se tiene una
separación de diferentes capas. La masa bacteriana se sedimenta en la capa inferior debido
a su alta densidad, mientras que el sustrato a ser descompuesto asciende a la capa superior,
generando un área de contacto limitada al área limítrofe entre las dos capas formadas y
ocurre poca degradación. Es por este motivo que se debe tener una agitación constante de
sustrato y bacterias, para asegurar mayor producción de biogás (E.V., 2010).
10
1.1.2 Composicion del Biogás
En el biogás producido por fermentación anaeróbica se genera una mezcla de gases;
el más abundante en este es el metano el cual puede llegar a ser el 70% del biogás como
se aprecia en la tabla 1. Este a su vez es el más importante de la mezcla ya que es el
combustible, teniendo la influencia directa sobre el aporte calorífico de la combustión.
Tabla 1. Composición del biogás producido mediante fermentación anaeróbica (Savran,
Piñón, & Palacios, 2012).
De la misma manera, la composición del biogás es determinada esencialmente a
partir del sustrato usado en la fermentación. A su vez, para determinar el potencial que
tiene un sustrato al momento de producir biogás se realizan pruebas de digestión, las cuales
se encuentran tabuladas para diferentes tipos de sustratos. Por otro lado, otra forma de
medir el rendimiento del gas y la concentración de metano presente se desarrolla
derivando las concentraciones relativas de carbono como se observa en la tabla 2.
11
Tabla 2. Diferentes concentraciones de metano y rendimiento del biogás que se pueden
obtener de acuerdo al tipo de sustrato (E.V., 2010).
1.2 Banano y Mango
En primer lugar, cabe resaltar que el banano es la fruta más popular del mundo. Es
una fruta que se cultiva en más de 150 países, los cuales producen 105 millones de
toneladas al año (Banana Link, n.d.). Nutricionalmente, es considerado un alimento
altamente energético, con carbohidratos fácilmente asimilables, pero pobre en lípidos y
proteínas (Casallas, n.d.).
Por otro lado, el mango es una fruta tropical originaria de Asia. Entre sus
componentes, es rico en azúcares, fibra, vitamina C y es una de las frutas más ricas en
betacarotenos. Los principales países productores son Brasil, Perú, Sudáfrica, Israel y
otros países centroamericanos (Botanical online, n.d.).
Ahora bien, en cuanto al consumo de estas frutas en Colombia, se tiene que estas se
encuentran entre las tres más consumidas por los habitantes de dicho país. Por ejemplo,
con respecto al banano, a nivel general esta fruta es de las de mayor consumo dentro del
grupo de las más preferidas por los habitantes colombianos, y dado que el país posee una
producción importante. El mango por su lado presenta uno de los consumos más altos
12
entre las 10 frutas más consumidas, por lo que esta fruta se convierte en una de las frutas
más importantes de la canasta familiar colombiana tanto por preferencia de consumo,
como por cantidad ingerida al día (Ministerio de salud y protección social, 2012). Esta
información se puede evidenciar en la figura 4.
Figura 4. Principales frutas consumidas en Colombia (Ministerio de salud y protección
social, 2012).
1.3 Semilla del mango
La semilla del mango constituye aproximadamente entre el 13 y 29% del peso total
de la fruta, dependiendo de la variedad de esta (Sumaya-martínez, Mónica, & Herrera,
2012). Consecuentemente, la composición lipídica de una gran variedad de especies
de mango tiene exhaustivos intereses investigativos debido a su aplicación potencial
13
en la industria alimentaria de las golosinas como una fuente sustituta a la manteca de
cacao. Por otro lado, estas semillas presentan considerables composiciones de ácidos
grasos aprovechables. La gran utilidad de la totalidad de dicha semilla en forma de
aceite y de harina aún no goza de la atracción industrial debida, siendo en este
momento más importante el uso de la pulpa. Esta subutilización puede deberse
principalmente al conocimiento toxicológico limitado de la pepa, las propiedades
funcionales de su harina, y su tecnología apropiada de procesamiento (Nzikou, K, M,
Loum, & Pambou, 2010).
14
OBJETIVOS DEL PROYECTO
Determinar la capacidad de producción de biogás de los residuos de mango
(manguifera indica) y banano (musa paradisiaca), bajo la influencia de la semilla del
mango (manguifera indica).
Para cumplir con el objetivo planteado se definieron los siguientes objetivos
específicos:
1. Realizar el análisis composicional de los residuos de mango (manguifera indica)
y banano (musa paradisiaca).
2. Obtener el aceite de la semilla de mango junto con su caracterización.
3. Valorar el efecto de la semilla de mango (manguifera indica) en la producción del
biogás.
4. Desarrollar la fermentación del sustrato y cuantificar el biogás obtenido a
determinadas condiciones.
5. Establecer a partir de los resultados obtenidos las mejores condiciones para la
obtención de biogás.
15
METODOLOGÍA
Para cumplir de manera satisfactoria los objetivos planteados anteriormente, se
dividió el proyecto en tres fases diferentes. La primera fase fue dedicada a la
caracterización de los residuos de mango y banano. La segunda constó de realizar el
proceso de fermentación del sustrato y la cuantificación del biogás obtenido. En la tercera
fase se realizó la obtención del aceite de la semilla de mango junto con su caracterización.
3.1 Análisis Composicional
3.1.1 Determinación de sólidos totales
La determinación de sólidos totales de los residuos del mango y el banano se
realizó haciendo uso del protocolo de National Renewable Energy Laboratory (NREL) del
artículo “Determination of total solids in biomass” de Sluiter y otros (A. H. Sluiter,
Scarlata, & Templeton, 2004).
De acuerdo a dicho protocolo, primero se secaron crisoles, que son los recipientes
que contienen la muestra de residuo de sustrato a secar. Estos fueron secados vacíos en un
horno de convección a una temperatura de 105 ºC por un tiempo mínimo de 4 horas. Una
vez pasado el tiempo, se registró el peso de dichos crisoles. Luego de esto, se tomó una
muestra de residuo de mango y banano cuyo peso se encontrara entre 0.5 y 2 g, se agregó
al crisol previamente secado y se registró el peso de este junto con la muestra. Después,
esta muestra fue secada en el horno por un mínimo de 4 horas a una temperatura de 105
ºC. Una vez secada, la muestra fue enfriada a temperatura ambiente en un desecador y se
16
registró de nuevo el peso. Por último, se introdujo de nuevo la muestra al horno y se secó
hasta llegar a peso constante (Amie, y otros, 2004). Se realizó una réplica de este
procedimiento.
3.1.2 Determinación de cenizas
La determinación de cenizas en los residuos del mango y banano fue realizada a
partir de otro protocolo NREL, haciendo uso del artículo “Determination of Ash in
Biomass” de Sluiter y otros. A su vez, se utilizó previamente el artículo “Preparation of
Samples for Compositional Analysis” de Hames y otros (A. Sluiter et al., 2008)(Hames et
al., 2008).
En primer lugar, se secaron las bandejas que contenían las muestras de residuo de
fruta a una temperatura de 45 ºC por un tiempo mínimo de 3 horas. Una vez secadas, se
procedió a secar la muestra de residuo de fruta previamente pesada en un horno, por un
tiempo de entre 24 y 48 horas dependiendo del contenido de humedad. Después de secada,
se registró de nuevo el peso de la muestra hasta llegar a peso constante (Hames et al.,
2008).
Posteriormente, la muestra seca fue tratada por un proceso de molienda utilizando
un molino de cuchilla, y por un proceso de tamizado pasando por las mallas -20/80 para
tener un tamaño homogéneo de partícula. La muestra que quedó en los fondos del proceso
de tamizado fue aquella utilizada para el proceso de determinación de cenizas (Hames et
al., 2008).
Para la determinación de cenizas, primero se secaron los crisoles con tapa en una
mufla a una temperatura de 575 ºC por 4 horas. Luego, se enfriaron en un desecador por
17
un periodo de una hora y se registraron los pesos de estos. Seguido a esto, se agregó a
dichos crisoles de 0.5 a 2 g de muestra previamente molida y tamizada como se mencionó
anteriormente y se puso en la mufla realizando rampas de calentamiento de la siguiente
manera: Primero se llevo de temperatura ambiente a 105 ºC. En segunda medida, se
mantuvo la temperatura a 105ºC por 12 minutos. Luego, se realizó una rampa hasta 250ºC
a 10ºC/min; y se mantuvo a esta temperatura por media hora. Después, se realizó otra
rampa hasta 575ºC a 20ºC/min y se mantuvo a dicha temperatura por tres horas. Pasado
este tiempo se bajó la temperatura a 105ºC hasta sacar las muestras de la mufla. Realizado
este procedimiento, se sacaron las muestras de la mufla y se dejaron enfriar en el
desecador. Por último, se volvieron a meter dichas muestras a la mufla a 575ºC hasta llegar
a peso constante(A. Sluiter et al., 2008). Este proceso también se realizó por duplicado.
3.1.3 Determinación de extractivos
Para realizar la determinación de extractivos se tuvieron en cuenta los protocolos
del NREL “Determination of Extractives in Biomass” (A. Sluiter, Ruiz, et al., 2008). Este
protocolo requiere la preparación de la cáscara la cual fue explicada previamente en la
sección de Determinación de cenizas, para este caso la muestra usada es la recuperada en
los tamices -20/+80.
Antes de iniciar la experimentación fue necesario realizar un secado del material
de vidrio que fue usado. Estos fueron puestos en un horno convectivo a 105°C por 12
horas. Adicionalmente fue necesario pesar los dedales sin muestra, para luego agregar
entre 2 a 10g de muestra de cáscara tamizada. Es importante tener en cuenta el nivel de
los dedales y procurar que máximo llegaran a la mitad de estos. Una vez seco el material,
18
se realizó el montaje del Soxhlet el cual en primera instancia fue llenado con 190 mL de
agua grado HPLC (High Performace Liquid Chromatography).
De este modo, fue necesario verificar que el Soxhlet realizara 4-5 ciclos sifón por
hora para poder continuar con el experimento. Para esto se modificó la temperatura hasta
cumplir con este parámetro. Una vez verificada esta condición, se dejó que el montaje
realizara reflujo por 24 horas. Una vez terminado este tiempo se apagaron las mantas y se
recogió la muestra de extractivos del agua alojados en el balón, también se aseguró de
sacar la mayor cantidad de agua que se encontrara retenida en los Soxhlet.
Una vez terminado el procedimiento con el agua se procedió a realizar nuevamente el
montaje Soxhlet ahora con etanol al 95% de pureza. Esta vez, se verificó que el montaje
realizará de 6 a 10 ciclos sifón por hora. Una vez se alcanzó esta condición se dejó el
montaje funcionando por 24 horas más, terminado este tiempo se retiraron los balones con
el etanol y sus extractivos al rotaevaporador a 40°C y en condición de vacío (ver Anexo
1). para la eliminación de este solvente y la cuantificación de los extractivos en esta fase.
3.2 Fermentación del sustrato
Los fermentadores que se utilizaron para llevar a cabo el proceso de producción de
biogás fueron frascos para centrífuga de 750 mL, asegurados y tapados con tapones de
caucho que se adaptaron a dichos frascos.
En primer lugar, los fermentadores fueron cargados con los residuos de fruta y la
pepa y núcleo del mango, como se muestra en la tabla (3). Después de esto, se agregó el
medio inoculado teniendo en cuenta que su proporción en peso fuera igual a los sólidos a
19
fermentar alimentados (Pavi, Kramer, Gomes, Alcides, & Miranda, 2017).
Posteriormente, se le agregaron 250 mL de buffer con el fin de mantener el pH de la
reacción entre 6 y 7. Dicho buffer se preparó con 31.6 g de NaHCO3 y 63.3 g de K2HPO4
en un litro de agua (Valdez-vazquez, Ríos-leal, Esparza-garcía, Cecchi, & Poggi-varaldo,
2005). El volumen restante del frasco fue purgado con nitrógeno para de esa manera
garantizar condiciones anaerobias. Una vez hecho esto, se llevaron los fermentadores
tapados a un horno a 37ºC para llevar a cabo el proceso de fermentación. El tiempo para
cada uno de los fermentadores fue de 28 días, midiendo el volumen de biogás generado,
junto con el pH al comienzo del proceso todos los días, y finalizando el proceso cada dos
días. El procedimiento detallado se puede encontrar en el Anexo 2.
Figura 5. Proceso de fermentación de los sustratos
20
Tabla 3. Formulación de los fermentadores con su composición líquida y sólida.
Compuesto Formulación de la fermentación
(g)
Composición
de la
fermentación
Cáscara 10 51,2%
Pepa 1,67
Soporte 5
Levadura 0,07
Peptona 0,14
Cloruro de sodio 0,07
Inóculo 0,14 48,8%
Agua 16
3.3. Preinoculación
Para realizar el proceso de fermentación fue necesario hacer una preinoculación
del medio. De esta manera, se utilizaó una salmuera extraida de la mina de sal de
Zipaquirá. Este procedimiento se dio de la siguiente manera:
En primer lugar, se preparó el medio líquido nutritivo que contiene 5 g/L de extracto de
levadura, 5 g/L de cloruro de sodio (NaCl) y 10 g/L de peptona bacteriológica. Dichas
sustancias fueron agregadas a un Erlenmeyer con la cantidad de agua requerida,
previamente calentada sin llevar a ebullición para facilitar la disolución de las sustancias.
Este proceso se realizó en duplicado.
Una vez obtenida esta solución, se cerró el Erlenmeyer con un tapón de gasa.
Posteriormente, se autoclavó el medio previamente preparado junto con el material
necesario para hacer la inoculación y las puntas de micropipeta para asegurar su
esterilización. Este procedimiento se llevó a cabo a 121 ºC por 15 minutos y luego se dejó
enfriar a temperatura ambiente.
21
Después de autoclavado el medio nutritivo, se le agregó a este 1g de muestra
inóculo por cada 100 mL de medio previamente autoclavado.
Luego de esto, se llevó a cabo la experimentación por 5 días como sigue:
para la inoculación, se utilizó una cámara de flujo laminar UV de la siguiente manera:
En primer lugar se limpió la misma con desinfectante esterilizante. Luego, se colocaron
dentro de dicha cabina los elementos necesarios para la inoculación (guantes, tubos falcon,
puntas, micropipeta), se cerró la cabina y se encendió la luz UV por 15 minutos. Pasado
este tiempo, se apagó la luz UV y se prendió el mechero mientras se trabajó en la cabina.
Luego, se procedió a agregar 0.5 g de residuo de mango y banano a un tubo falcon junto
con 5 mL del medio. Por último, se sellaron los tubos con parafina, se taparon, se registró
el nivel de estos y fueron llevados a la incubadora a 37ºC por una semana. Pasado este
tiempo se miró el volumen desplazado para observar la cantidad de biogás producido y
saber qué cantidad de días fueron los más favorables para la fermentación.
3.4 Sólidos volátiles de las fermentaciones
Para obtener la cantidad de sólidos volátiles, en primer lugar, se debió realizar el
procedimiento de sólidos totales que consiste en secar la muestra que se desea analizar por
4 horas y a 105ºC en un horno de convección; siguiendo el protocolo NREL ( a Sluiter et
al., 2008). Luego de este proceso, se registró el peso de la muestra.
Una vez seca dicha muestra, esta se introdujo a una mufla por 2 horas a 550ºC hasta
alcanzar peso constante. La diferencia entre la muestra inicial y la remanente luego de este
22
procedimiento corresponde a la cantidad de sólidos volátiles (Epa & Office, 2001). El
procedimiento detallado se encuentra en el Anexo 4.
3.5 Análisis del aceite de la semilla del mango
3.5.1 Extracción del aceite
Para extraer los aceites presentes en la semilla del mango según la literatura de
Extraction and Characteristics of Seed Kernel Oil from Mango (Mangifera indica)
(Nzikou et al., 2010).
Primero, fue necesario romper la cáscara de la semilla del mango para tener acceso
a la nuez la cual es la que contiene los aceites (ver Anexo 5). Una vez recuperada la nuez
se secó en un horno convectivo por 48 horas a una temperatura de 45°C para eliminar el
contenido de humedad. Posterior a este secado se molió esta nuez y se tamizó a un tamiz
-20/+200 homogeneizando la muestra.
Para iniciar la extracción de aceite se tomaron 10 g de nuez tamizada y se colocaron
en un dedal. Esto fue llevado a un montaje Soxhlet el cual usó como solvente 200 ml de
éter etílico a 4-5 sifones hora, este procedimiento se realizó por 8 horas a una temperatura
de 30°C (ver Anexo 6). Por último, se rotaevaporó el solvente presente y se cuantificó la
cantidad presente de aceite en la semilla de mango
3.5.2 Análisis químico del aceite de semilla de mango
Para realizar el análisis de los aceites obtenidos de la semilla, fue necesario realizar
una trans-esterificación de los ácidos grasos (FAME - fatty acid methyl esters). Para este
23
caso se siguió el procedimiento descrito en el artículo “Analysis of Fatty Content and
Composition in Microalgae” (Breuer et al., 2013).
Primero, se añadió 3 mL de una solución de 5%(v/v) de metanol y ácido sulfúrico, la cual
se mezcló en un Vortex por 5 segundos y se incubaron las muestras por 3 horas a 70°C en
un baño termostatado. Las muestras se mezclaban cada 30 minutos y se revisó que no
estuvieran ebullendo. Terminadas las tres horas se enfriaron las muestras y se añadieron 3
ml de agua grado HPLC y 3 ml de n-hexano. Una vez más se agitaron las muestras en el
Vortex por 5 segundos y se mezclaron por 15 minutos rotando el tubo.
Las muestras por último fueron llevadas a una centrífuga por 5 minutos a 1200
revoluciones por minuto. Se recuperaron 2 mL de la parte superior separada por la
centrifuga y se mezclaron una con 2 ml de agua grado HPLC en un Vortex por 5 segundos
y se llevaron a la centrífuga por 5 min a 1200 revoluciones por minuto. La muestra
recuperada de la parte superior son los FAMEs del aceite.
Estas muestras fueron llevadas a un cromatógrafo de gases el cual se manejó a las
condiciones que se presentan en el anexo 7. Como estándar para la prueba se usó una
muestra de “Supelco 37 Component FAME Mix”
3.5.3 Análisis termogravimétrico
El análisis termogravimétrico (TGA) se basa en la medida de la variación de la masa
en el tiempo de una muestra cuando es sometida a un programa de temperatura en una
atmósfera controlada.
24
Para este análisis, se preparó una muestra de 5 a 15 mg, que fue ingresada en el equipo
TA Instruments SDT-Q600 Simultaneous TGA / DSC, el cual se usó con una atmosfera
inerte de nitrógeno. Dichas muestras fueron sometidas a una rampa 10°C/min con
temperaturas entre 20°C a 600°C.
3.6 Medición de biogás
Para realizar la medición de biogás se siguió el montaje descrito en la literatura
“Actividad metanogénica específica: una herramienta de control y optimización de
sistemas de tratamiento anaerobio de aguas residuales” (Torres & Pérez, 2010). El método
volumétrico se basa en la cuantificación del volumen de biogás producido mediante el uso
de una sustancia desplazada, la cual era medida posteriormente en una probeta graduada
tal como se muestra en la figura 5. para este caso la sustancia desplazada que se utilizó fue
una solución salina de cloruro de calcio al 30%. Se hizo uso de esta solución, ya que
evitaba la solubilización del dióxido de carbono en el agua (Agbogbo, 2005).
Figura 6. Montaje para la medición de biogás (ver Anexo 8) (Torres & Pérez, 2010).
25
Para realizar una cuantificación del metano presente en el biogás producido en la
fermentación se usó un sensor de metano (Schutz Messtechnik). Este sensor tiene la
limitación que solo reporta lecturas hasta 2,4% v/v por lo que fue necesario realizar una
dilución del gas presente en el fermentador. Para esto se realizó el montaje descrito en la
figura 6.
En primer lugar, se tomó un galón de 23,5 L vacío, al cual se le aplicó un flujo de nitrógeno
por 10 minutos a una tasa de 3 L/min, esto con el fin de asegurar una atmósfera compuesta
principalmente de nitrógeno que no interfiriese con las mediciones del sensor. Pasado este
tiempo, se conectó el fermentador con el recipiente y se encendió el sensor. A
continuación, se esperó 5 minutos con la válvula del fermentador abierta para que el
metano presente se difundiera en el galón y se registró la medida dada por el sensor.
Figura 7. Montaje para la dilución del biogás (ver Anexo 9).
26
RESULTADOS Y ANÁLISIS
4.1. Análisis Composicional de la cáscara
4.1.1. Sólidos Totales
Este procedimiento fue realizado dada la importancia de saber que las muestras
orgánicas pueden contener grandes contenidos de humedad, como se da con la cáscara del
mango y del banano. Este contenido puede cambiar continuamente al estar la muestra
expuesta al aire. Es por esta razón, que para tener resultados de análisis químico de materia
orgánica consistentes, estos se deben reportar en base seca. El porcentaje de humedad es
una medida de la cantidad de agua y otros componentes que se volatilizan a 105ºC,
presentes en la cáscara de estas dos frutas.
De esta manera, se obtuvo el porcentaje de humedad para muestras de dichos
residuos realizando una réplica para cada uno. Para las muestras de mango se obtuvo una
humedad aproximada del 76,58% con una desviación de 0,06. Por otro lado, para las
muestras de banano se obtuvo un porcentaje de humedad mayor. Para este caso, el valor
obtenido fue de 88,7% con una desviación de 0,66. Dichos resultados se pueden observar
en la tabla 4.
Al comparar los valores obtenidos con los reportados en la literatura,
efectivamente se encontró que el banano presenta un porcentaje de humedad mayor al
mango. Según Sánchez y otros, se obtuvo para el banano un contenido de humedad del
86,3%, mientras que para el mango el valor reportado es de 68,5%. Consecuentemente, es
27
importante tener en cuenta que al tener estos altos contenidos de humedad, es necesario
realizar un secado de las muestras para tener un control adecuado de las variables del
proceso al momento de la fermentación (Orozco et al., 2014). Por otro lado, es importante
mencionar que la movilidad de las bacterias metanogénicas dentro del sustrato se ve
considerablemente limitada a medida que se aumenta el contenido de sólidos y por lo tanto
puede verse afectada la eficiencia y producción de biogás, ya que se impide el transporte
masivo, en la medida en que los microorganismos solo son capaces de descomponer el
sustrato en alrededores cercanos y al no tener suficiente humedad, se impide de la misma
manera el crecimiento adecuado de los microorganismos (Ministerio de Energía,
2011)(E.V., 2010). Adicionalmente, y teniendo en cuenta el valor de la desviación,
también se encontró un error relativo porcentual de baja magnitud, teniendo consistencia
en los resultados.
Tabla 4. Resultados de sólidos totales para mango y banano.
Banano
Muestra %
Sólidos
Totales
%
Humedad
RMS
Sólidos
Totales
RMS
Humedad
RMS
Desviación
% RPD
1 10,64 89,36 11,3 88,7 0,66 1,49
2 11,96 88,04
Mango
Muestra %
Sólidos
Totales
%
Humedad
RMS
Sólidos
Totales
RMS
Humedad
RMS
Desviación
% RPD
1 23,48 76,52 23,4 76,6 0,06 0,157
2 23,36 76,64
28
4.1.2. Cenizas
La cantidad de material inorgánico, tanto estructural como extraíble, de las
diferentes materias orgánicas es medido como parte de la composición total. Las cenizas
estructurales son aquellas que están atadas a la estructura física del residuo de mango,
mientras que las extraíbles son las que se pueden remover mediante lavado o extracción
de dicho material. Por otra parte, en la determinación de cenizas, también se mide el
contenido de minerales presentes en la muestra(A. Sluiter et al., 2008).
De este modo, se obtuvo el porcentaje de cenizas presentes en la cáscara del mango
y el banano, cada una con su correspondiente réplica. Así, se determinó el porcentaje de
residuos presentes luego de una oxidación en seco de 550 a 600 ºC, teniendo en
consideración que los resultados obtenidos se manejaron en base seca. Para el residuo de
mango se obtuvo un porcentaje de cenizas del 2,705% con una desviación de 0,0196; para
el residuo del banano se obtuvo un valor promedio de cenizas de 9,73% con una desviación
de 0,113.
Comparando estos resultados con los reportados en la literatura, según Dibanda y otros, el
mango posee un porcentaje de cenizas de 3,24% y el banano 12,45% (Dibanda R, Rani P,
& Sai M, 2016). De estos resultados, se puede observar que el mango posee más materia
fermentable que el banano, dado su bajo porcentaje de cenizas.
29
Los resultados detallados para cada muestra se pueden observar en la tabla 5.
Tabla 5. Resultados de cenizas para los dos sustratos.
Banano
Muestra ODW % Cenizas RMS Cenizas RMS
Deviación
% RPD
1 1,26 9,84 9,73 0,113 2,33
2 0,978 9,62
Mango
Muestra ODW % Cenizas RMS Cenizas RMS
Deviación
% RPD
1 0,491 2,68 2,705 0,0196 1,47
2 0,844 2,72
4.1.3. Extractivos
Para llevar a cabo una caracterización adecuada del residuo de los dos sustratos, es
necesaria la remoción de componentes no estructurales. Esta extracción se realizó en dos
pasos con la idea de remover componentes solubles tanto en agua como en etanol. Entre
los que son solubles en agua y están presentes en el residuo de mango y banano, se pueden
encontrar materias inorgánicas, azúcares no estructurales, compuestos nitrogenados, entre
otros. Por otro lado, entre los compuestos solubles en etanol presentes, están
principalmente la clorofila y ceras. (A. Sluiter, R. Ruiz, C. Scarlata, J. Sluiter &
Templeton, 2008).
De este modo, se realizaron extractivos con réplica para ambas muestras, teniendo
en cuenta que los resultados están dados también en base seca del material orgánico. Los
30
resultados detallados se muestran en la tabla 6. Como se puede observar, para el banano
se obtuvo un porcentaje de extractivos en agua (carbohidratos) de 43,02% y para el mango
56,83%, con unas desviaciones de 0,167 y 1,91 respectivamente. Con el error relativo
porcentual, se observó además que para el mango, se tuvieron unos resultados más
dispersos entre sí que con el banano. Por otro lado, en cuanto a los extractivos con etanol
(ceras y clorofilas), para el banano se obtuvo 5,07% con una desviación de 0,0255; para
el mango se obtuvo 5,41% con una desviación de 0,0940. Comparando con la literatura,
según Dibanda y otros, los datos reportados de carbohidratos para el mango son del 63,8%
y para el caso de los lìpidos son 4,72%. Ahora bien, para el banano se reportaron
carbohidratos de 43,4% y lípidos de 8,4% (Dibanda R et al., 2016), siendo esto consistente
con los valores obtenidos.
Cabe aclarar que los lípidos son compuestos complejos los cuales deben ser
divididos en compuestos más simples durante la hidrólisis y tienen cierta complejidad para
ser fermentados. Para el caso de los azúcares como los que se encuentran en los extractivos
de agua, se tienen ya compuestos simples que pasan directamente a la fase de la
acidogénesis, lo que los hace más facilmente fermentables (E.V., 2010). Estos dos
compuestos forman parte de los sólidos volátiles que son los que generan la producción
de biogás.
31
Tabla 6. Resultados obtenidos de extractivos para ambos sustratos.
Banano
Muestra ODW % extractivos en
agua
RMS
extraíbles
RMS
Deviación
% RPD
1 10,2 43,2 43,02 0,167 0,779
2 10,3 42,8
Muestra ODW % extractivos en
etanol
RMS Cenizas RMS
Deviación
% RPD
1 10,2 5,10 5,07 0,0255 1,005
2 10,3 5,05
Mango
Muestra ODW % extractivos en
agua
RMS
extraíbles
RMS
Deviación
% RPD
1 10,05 54,8 56,8 1,91 6,72
2 10,01 58,7
Muestra ODW % extractivos en
etanol
RMS Cenizas RMS
Deviación
% RPD
1 10,05 5,31 5,41 0,0940 3,48
2 10,01 5,50
4.1.4. Análisis termo gravimétrico (TGA)
Como se puede apreciar en las figuras 7 y 8, tanto en el cambio del peso como en
su derivada con respecto al tiempo, se tienen cuatro picos los cuales corresponden a la
degradación de cuatro compuestos distintos. El primer pico se encuentra a una temperatura
aproximada de 100ºC; para el banano se ve una pérdida de peso porcentual aproximada
de un 80% y para el mango del 70%. Este pico corresponde a la humedad del sustrato, lo
cual es consistente con lo hallado anteriormente para sólidos totales. El segundo pico,
corresponde a la hemicelulosa que se degrada a una temperatura de 221ºC según Orozco
y otros (Orozco et al., 2014). Este pico se puede observar para ambos sustratos y es
considerablemente mayor que para el banano, lo que concuerda con los extractivos
obtenidos anteriormente. El tercer pico, que corresponde a la degradación de la celulosa a
32
312ºC aproximadamente (Orozco et al., 2014), también está relacionado con los
extractivos obtenidos para el etanol y a su vez concuerdan con lo obtenido.
Según Orozco y otros, la lignina se degrada a 381ºC. Sin embargo, este no fue apreciable
debido al bajo contenido de ligninas en los residuos de estas dos frutas.
(a) (b)
Figura 8. a) Porcentaje de pérdida de peso de residuo de mango contra la temperatura b)
Primera derivada de la pérdida de peso de residuo de mango con respecto al tiempo,
contra temperatura.
(a) (b)
Figura 9. a) Porcentaje de pérdida de peso de residuo de banano contra la temperatura b)
Primera derivada de la pérdida de peso de residuo de banano con respecto al tiempo,
contra temperatura.
33
4.2. Análisis composicional de la semilla
4.2.1. Extracción del aceite
Para la extracción del aceite es importante tener en cuenta que la selección del
solvente es un factor fundamental a la hora de cuantificarlo. Según Nzikou y otros, la
mejor selección de solvente para la obtención del aceite entre el éter y metanol/cloroformo
estaba dada por el éter, obteniendo 14% de aceite con una desviación de 2,14 (Nzikou et
al., 2010). Es por esta razón que se utilizó este solvente para la extracción. En cuanto a los
resultados obtenidos se observó que fueron similares a los reportados por la literatura
(Thammarat, 2013), teniendo 13,06% de aceite con una desviación de 0,88 y un error
cuadrático medio de 13,5%. Ahora bien, en la actualidad se están planteando nuevos
métodos de extracción de este aceite que permitan mayor obtención de aceite, como el
método de dióxido de carbono supercrítico.
Tabla 7. Resultados obtenidos de la extracción del aceite de la semilla de mango.
Semilla
Muestra ODW % Aceite RMS
extraíbles
RMS
Deviación
% RPD
1 9,14 13,9 13,06 0,88 13,5
2 9,71 12,1
4.1.1. Análisis termogravimétrico (TGA)
El TGA para el caso de la semilla muestra dos picos claramente reconocibles. El
primero corresponde a la pérdida de humedad de la semilla, la cual representa
aproximadamente el 40% de la totalidad de la pepa. El segundo, que se degrada a 300ºC ,
la cual según Henrique y otros, corresponde a la pirólisis de la celulosa. Además de estos,
34
en el primer pico se observan dos picos más pero de menor tamaño. Estos están dados por
el inicio de la degradación de la hemicelulosa y la lignina. Por último, se evidencia que el
TGA no llegó a 0% peso, lo que significa que no se dio la parte final del proceso en la que
se obtienen las cenizas de la semilla.
(a) (b)
Figura 10. a) Porcentaje de pérdida de peso de semilla de mango contra la temperatura
b) Primera derivada de la pérdida de peso de semilla de mango con respecto al tiempo,
contra temperatura.
4.2.3. Análisis químico de la semilla
Para realizar este análisis, se planteó obtener la determinación de qué acidos grasos
se encontraban presentes en la semilla. Para esto, se miraron los tiempos de retención
obtenidos por el cromatógrafo de gases, comparándolos con los presentes en el estándar
de FAMEs descrito en la metodología. En la figura 10, se pueden observar los tiempos de
retención del estándar; y en la figura 11, los de la primera muestra de aceite
transesterificado. Para las diferentes corridas (ver Anexo 10), los picos más
representativos correspondieron a: ácido palmítico, ácido esteário y ácido oleíco; con
35
tiempos de retención de para el estándar de 35,2; 39,3 y 39,8 respectivamente. Del mismo
modo, para la corrida se obtuvieron tiempos de retención de 35,3; 39,3 y 39,8
respectivamente. Adicionalmente, aunque no fueron representativos de la misma manera,
en estos aceites transesterificados también se encontraron ácido cis-10-pentadecanoico y
ácido pentadecanoico. Sin embargo, al comparar con el estándar no se encontró presencia
de estos ácidos.
Figura 11. Tiempos de retención para el estándar FAME utilizado.
36
Figura 12. Tiempos de retención para la primera muestra de aceite de semilla de mango.
Consecuentemente, uno de los principales factores a tener en cuenta en la adición
de grasas y aceites es la adición de cadenas largas de ácidos grasos. En la literatura se
tienen reportes sobre los efectos inhibitorios sobre la digestión anaeróbica. Sin embargo,
según Novak y otros, adiciones de ácido linoleico resultaron en un aumento en el
desempeño del digestor, teniendo un aumento en la producción de biogás y una reducción
de compuestos orgánicos. En consecuencia, aproximadamente 30% de adición de ácido
linoleico puro, ácido oleico y mezcla de ácidos son capaces de incrementar el desempeño
de los digestores anaeróbicos. Adicionalmente, es recomendable una alimentación menor
al 30% de ácido oleico para inhibir las cadenas largas de ácidos grasos, para incrementar
de esa manera la estabilidad del reactor (Novak, Boardman, & Little, 2013).
37
De acuerdo a las composiciones encontradas del ácido proveniente de la semilla,
se tiene que: aproximadamente el 43,4% corresponde a ácidos oleicos, 8,5% ácido
palmítico y 6,48% de ácido linoleico (Thammarat, 2013).
4.3 Análisis de las fermentaciones
Para obtener un análisis adecuado de los efectos de las composiciones de los
fermentadores, se planteó un diseño de experimentos con dos factores y tres niveles. El
primer factor a tener en cuenta para análisar los resultados de las fermentaciones fue el
efecto de la semilla. Los niveles de dicho factor fueron: pepa fina, pepa grande y sin pepa.
De esta manera se podría determinar si la pepa tenía un efecto significativo sobre la
fermentación. Por otro lado, el otro factor que se tuvo en cuenta fue el sustrato, cuyos
niveles eran tener fermentadores de solo mango, solo banano, y una mezcla 50/50 en peso
de ambos sustratos. Además de esto, se realizó una réplica para cada fermentador.
4.3.1 Sólidos volátiles y cenizas
Teniendo en cuenta, las composiciones de los fermentadores tal como se describió
en la metodología, se obtuvieron los sólidos volátiles presentes en cada uno de los
fermentadores antes y después de cada fermentación, como se muestra en la tabla 8 y 9.
Los sólidos volátiles representan una adecuada aproximación de la cantidad de
materia orgánica fermentable presente dentro de los fermentadores. De esta manera, con
respecto a los resultados obtenidos antes de la fermentación, se evidenció que todos los
38
biodigestores presentaban un valor superior al 90% de material digestible, lo cual es un
valor conveniente al momento de iniciar una fermentación.
Tabla 8. Sólidos totales y cenizas antes de la fermentación.
Muestra ODW % cenizas % Sólidos
volátiles
Sin Pepa Banano 1,18 4,79 95,2
Pepa Grande Banano 1,36 5,79 94,2
Pepa Fina Banano 1,35 6,09 93,9
Sin Pepa Mango 1,12 4,39 95,6
Pepa Grande Mango 1,89 5,89 94,1
Pepa Fina Mango 1,13 5,59 94,4
Sin Pepa Mezcla 1,17 4,99 95,0
Pepa Grande Mezcla 1,37 5,99 94,0
Pepa Fina Mezcla 1,17 6,49 93,5
Sin Pepa Banano 1,18 4,79 95,2
Pepa Grande Banano 1,36 5,79 94,2
Pepa Fina Banano 1,35 6,09 93,9
Sin Pepa Mango 1,12 4,39 95,6
Pepa Grande Mango 1,89 5,89 94,1
Pepa Fina Mango 1,13 5,59 94,4
Sin Pepa Mezcla 1,17 4,99 95,0
Pepa Grande Mezcla 1,37 5,99 94,0
Pepa Fina Mezcla 1,17 6,49 93,5
Ahora bien, una vez realizada la fermentación, se volvió a realizar la medición de
los sólidos volátiles fermentados. De acuerdo a esto, se obtuvo en la mayoría de los casos
valores de sólidos volátiles mayores al 60%, lo que quiere decir que hubo gran parte del
sustrato que quedó sin ser fermentado. Esto se pudo deber en primer lugar, a la capacidad
de producción de las bacterias en el tiempo de la fermentación, ya que hay un punto en
que se estabiliza el aumento de estas y empieza a descender drásticamente, afectando de
esa manera la producción de biogás y por ende la degradación del material fermentable.
39
También vale la pena destacar que una vez finalizada la fermentación, aumenta el
porcentaje de cenizas dentro del biodigestor, inhibiendo así la producción del biogás.
Tabla 9. Sólidos totales y cenizas después de la fermentación.
Muestra ODW % Cenizas % Sólidos
volátiles
Sin Pepa Banano 1,4428 33,1 66,9
Pepa Grande Banano 0,9687 38,9 61,0
Pepa Fina Banano 1,1185 41,0 58,9
Sin Pepa Mango 2,9899 36,9 63,002
Pepa Grande Mango 1,7423 34,0 65,9
Pepa Fina Mango 1,4068 29,9 70,002
Sin Pepa Mezcla 0,7896 34,2 65,7
Pepa Grande Mezcla 1,4055 39,9 60,01
Pepa Fina Mezcla 1,1605 41,9 58,001
Sin Pepa Banano 1,4428 33,1 66,9
Pepa Grande Banano 0,9687 38,9 61,009
Pepa Fina Banano 1,1185 41,0 58,9
Sin Pepa Mango 2,9899 36,9 63,002
Pepa Grande Mango 1,7423 34,0 65,9
Pepa Fina Mango 1,4068 29,9 70,002
Sin Pepa Mezcla 0,789 34,2 65,7 Pepa Grande Mezcla 1,40 39,9 60,01
Pepa Fina Mezcla 1,16 41,9 58,0
De la misma manera, en la tabla 10 se calculó el porcentaje de sólidos volátiles
fermentados como la diferencia entre la cantidad de sólidos volátiles alimentados al
biodigestor y los remanentes una vez finalizada la fermentación, siendo estos resultados
consecuentes con lo mencionado anteriormente.
40
Tabla 10. Sólidos volátiles fermentados. Sólidos volátiles (%)
Sin fermentar Después de
fermentar
Diferencia
(fermentado)
Sin Pepa
Banano
95,2 66,9 28,3
Pepa Grande
Banano
94,2 61,0 33,2
Pepa Fina
Banano
93,9 59,0 34,9
Sin Pepa Mango 95,6 63,0 32,6
Pepa Grande
Mango
94,1 66,0 28,1
Pepa Fina
Mango
94,4 70,0 24,4
Sin Pepa Mezcla 95,0 65,7 29,3
Pepa Grande
Mezcla
94,0 60,0 34,0
Pepa Fina
Mezcla
93,5 58,0 35,5
4.4. Producción de biogás
A continuacion se presentan los resultados obtenidos a través del tiempo de la
acumulación de biogás medido. Estos se presentan con su respectiva desviación estándar
obtenida díaa a día en la digestión anaerobia.
Con respecto a los resultados obtenidos, se observó que el experimento que más
biogás produjo en el tiempo fue la mezcla 50/50 de banano-mango con pepa fina. Este
obtuvo un valor de 165,9 mL de biogas/g de sólidos volátiles (ver figura 12). Comparando
los resultados con los reportados por Prabhudessai y Otros, se tienen valores en el mismo
orden de magnitud, sin embargo los resultados obtenidos experimentalmente se
encuentran en un valor entre su rango más alto y más bajo. En cuanto a la composición
41
del metano en el biogás, se realizó esta medida para dos fermentadores: pepa fina mezcla
y sin pepa mezcla, para evaluar la influencia de la pepa en la composición de metano en
dicho biogás. Para el primero, se obtuvo una concentración de 54,2%V/V 26,3. Para el
segundo se obtuvo una concentración de 46,3 %V/V 24,3. De estos datos, se observó
que no contaron con la precisión necesaria para poder evaluar la calidad del biogás
obtenido en cuanto a composición de metano.
Resultados obtenidos según el tipo de pepa
Resultados obtenidos según el sustrato
Figura 13. Resultados obtenidos de las fermentaciones para cada factor con sus
respectivos niveles.
Pepa fina
Mezcla
Pepa grande Sin pepa
Banano Mango
42
Para determinar la influencia de cada uno de los factores, se inició graficando los
datos en un diagrama de contornos como se muestra en la figura 13 , en la cual se pudo
ver los puntos más altos y bajos obtenidos durante la fermentación. Los puntos más altos
en las experimentaciones obtenidas están dados por la fermentación de la mezcla con pepa
fina. A su vez, los valores más bajos obtenidos en el diseño factorial se encontraron sobre
sustrato mango sin pepa.
Figura 14. Gráfica de contornos de los resultados obtenidos de cada factor con sus
niveles.
Continuando con el análisis del diseño factorial se tomó un nivel de significancia
de 0,05 para el análisis de varianza. Los resultados obtenidos por el programa Minitab
calcularon el p-value de cada uno de los factores y la interaccion entre ellos obteniendo
Sustrato
Pep
a
BananoBanano-Mango(50%)Mango
BananoBanano-Mango(50%)Mango
Fina
Grande
Sin
Fina
Grande
Sin
>
–
– –
–
– –
< 100
100 110110 120
120 130
130 140140 150
150 160
160
de SVbiogás/g
mL de
43
valores de 0, 0 y 0,011 respectivamente concluyendo así que los factores y la interacción
son significativamente diferentes. Dichos valores obtenidos se pueden observar en el
Anexo 11.
Por otro lado, para ver qué valores obtuvieron los mejores resultados se halló la
gráfica de factores principales (figura 14) en la cual se ve que los factores con los que se
obtiene mayor producción de biogás son la mezcla y la pepa fina. Los resultados obtenidos
en cuanto al factor sustrato se pueden explicar por los contenidos de sólidos volátiles y
humedad de cada una de las cáscaras. El mango posee un contenido alto en sólidos
volatiles como hemicelulosa y celulosa, a diferencia del banano. Sin embargo, el banano
tiene un contenido alto de humedad por lo que al ser el medio acuoso un factor
determinante al momento de la fermentación y en el incremento de la capacidad
fermentativa del inóculo, este hace las veces de un soporte en la fermentación de los
sólidos volátiles del mango mejorando su producción de biogás.
En cuanto al factor del tamaño de la pepa, se encontró que la pepa fina fue la que
obtuvo los mejores resultados seguido de la pepa gruesa. Esto pudo deberse a que al estar
la pepa tamizada y molida facilitó la liberación de sus ácidos grasos principales. Estos al
estar en concetraciones bajas dentro del fermentador según como sugeria Novak y otros
incrementó la producción del biogás dando los mejores resultados. Por último, en las
interacciones se obtuvo que la mezcla de los dos mejores factores arrojó los resultados
más satisfactorios, aunque no tiene una diferencia muy grande con la interacción de la
pepa gruesa y los sustratos fermentados.
44
Figura 15. Gráfica de efectos principales de los factores de la fermentación con sus
respectivos niveles.
45
CONCLUSIONES Y TRABAJO FUTURO
Se realizó el análisis composicional de la cáscara del mango y el banano
obteniendo valores de sólidos totales, cenizas, compuestos extraíbles en agua (materiales
inorgánicos, azucares no estructurales y materiales nitrogenados) y compuestos extraíbles
en etanol (clorofilas y ceras). Para el caso del banano los valores hallados fueron de solidos
totales (88,7%), cenizas (9,73% en base seca), compuestos extraíbles en agua (43,2 % en
base seca) y compuestos extraíbles en etanol (5,07% en base seca) estos valores fueron
similares a los encontrados en la literatura. Para el caso del mango los valores obtenidos
fueron: solidos totales (76,6%), cenizas (2,705% en base seca), compuestos extraíbles en
agua (56,8 % en base seca) y compuestos extraíbles en etanol (5,41% en base seca) con
respecto a la literatura encontrada estos valores tenían una aproximación adecuada.
También se realizó una medición de sólidos totales a la semilla del mango la cual contenía
una humedad aproximada del 40% lo que tiene coherencia con los valores reportados en
la literatura.
Se obtuvo el aceite de la semilla del mango mediante una extracción Soxhlet
usando como solvente éter etílico. La cantidad de aceite que se extrajo mediante este
método fue 13,06% según Thammarat (Thammarat, 2013) se tuvo una similitud
considerable. A su vez, se realizó el análisis químico de este aceite mediante una trans-
esterificación. Mediante cromatografía de gases se halló que los compuestos que presentan
mayor presencia en este aceite son ácido palmítico, ácido oleico y esteárico. Esta
46
composición de aceites se ajusta aproximadamente con las concentraciones necesarias
para mejorar la producción de biogás como lo corrobora Novak y otros (Novak et al.,
2013).
Se valoró el efecto de la semilla del mango realizando un diseño factorial de 3
niveles 2 factores evaluando como respuesta la cantidad final de biogás producido en mL/
g de sólidos volátiles ingresados al fermentador. Para esto re realizó una gráfica de factores
principales donde se evaluaron los puntos de mayor obtención de biogás. En este caso se
evidenció que la pepa tuvo un efecto significativo sobre la fermentación de forma positiva
obteniendo el mayor valor de producción en el experimento pepa fina mezcla con un valor
final de 165,7mL de biogás/g de SV.
Se desarrolló la fermentación de las cascaras de mango, banano y la mezcla 50/50
de ambos sustratos; para esto se formuló una composición acorde con el diseño factorial
y datos encontrados en la literatura. Posteriormente se realizó la cuantificación de este
mediante la medición del biogás por medio del desplazamiento de una solución de cloruro
de calcio. Los resultados analizados mediante una gráfica de efectos principales dieron
significativos al momento de escoger el sustrato en la fermentación. En la
experimentación, la fermentación que más biogás obtuvo fue la mezcla de cáscaras de
banano y mango las cuales por sus características composicionales trabajan en conjunto
para conseguir una mayor digestión anaerobia.
47
Mediante los resultados obtenidos en la medición del biogás se realizó una gráfica
de contorno donde se ingresaron los datos obtenidos en las experimentaciones del diseño
factorial. Con esta gráfica se establecieron las mejores condiciones de la fermentación, las
cuales se encuentran situadas en una mezcla del sustrato banano-mango, con adición de
pepa con un tamaño de partícula fino. Este punto se determinó después de que los dos
factores principales del diseño experimental dieran los mejores resultados al final de la
experimentación.
Como trabajo futuro se plantea la posibilidad de realizar una medición más precisa
del metano presente en el biogás producido durante la digestión anaerobia. Para esto
también es necesario realizar un montaje más adecuado de dilución del biogás producido
durante la fermentación diaria, que permita determinar mediante el sensor de metano
calcular la composición de este en dicha mezcla de gases, y que a su vez admita cuantificar
la cantidad de biogás producido durante la fermentación.
Es importante trabajar en las condiciones a las cuales el fermentador va producir
su biogás. un punto importante a tener en cuenta para futuras experimentaciones es la
agitación al momento de estar realizando la fermentación ya que como se dijo
anteriormente, al no tener en cuenta una agitación dentro del biodigestor, se generarán dos
capas que no permitirán una producción consistente de biogás. Todo esto teniendo en
cuenta que solo habrá producción de este en la zona limítrofe de las dos capas.
48
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53
ANEXO 1: EVIDENCIA FOTOGRÁFICA DE LOS EXTRACTIVOS DE LOS
SUSTRATOS
Figura A1.1. Extractivos de los sustratos
ANEXO 2: PROCEDIMIENTO DETALLADO DE LAS FERMENTACIONES
1. Lavar los fermentadores previamente a ser utilizados y acondicionarles a estos su
respectivo tapón de caucho.
2. Cortar residuos de las frutas con un tamaño uniforme aproximado de 0.5 cm.
Tomar las cantidades de este residuo de acuerdo con la tabla (x) y agregarlos al
frasco fermentador.
54
3. Tomar 1.67 g de pepa del mango (fina o grande) y 5 g de la corteza de esta pepa
como se muestra en la tabla (3) y agregarlos al fermentador.
4. Agregar 14,7 mL del medio previamente inoculado al fermentador. Dicho medio
contiene 5 g de extracto de levadura, 5 g de cloruro de sodio y 10 g de peptona
bacteriológica por litro de agua desionizada.
5. Preparar un buffer con 31.6 g de NaHCO3 y 63.3 g de K2HPO4 en un litro de agua.
Agregar aproximadamente 250 mL de este buffer, hasta alcanzar un pH entre 6 y
7 en el fermentador.
6. Una vez agregados todos los componentes, en la cabina de extracción se debe
purgar el volumen restante del frasco con nitrógeno para asegurar condiciones
anaerobias dentro del reactor.
7. Sellar y asegurar los fermentadores con un tapón de caucho de tal manera que el
gas generado no escape del reactor para su posterior medición.
8. Una vez tapados y asegurados, meter los frascos a un horno a 37ºC para llevar a
cabo el proceso de fermentación.
9. Preparar una solución salina de cloruro de calcio al 30% para la posterior medición
del biogás.
55
ANEXO 3: EVIDENCIA FOTOGRÁFICA DE LA PREOINOCULACIÓN
Figura A1.2. Evidencia fotográfica de la preinoculación.
ANEXO 4: PROCEDIMIENTO DETALLADO DE SÓLIDOS VOLÁTILES
1. Secar bandejas de papel aluminio a 105ºC en un horno de convección por 4 horas
hasta alcanzar peso constante, teniendo en cuenta que se llega a este cuando el
cambio en el peso es menor a 0.1 mg. Pasado este tiempo llevarlas a temperatura
ambiente en un desecador y registrar el peso.
2. Tomar de 0.5 a 2 gramos de la muestra que se desea secar y ponerla en las bandejas
secadas previamente.
3. Meter dicha muestra a un horno de convección a 105ºC por un mínimo de 4 horas
hasta llegar a peso constante. Llevar las muestras a temperatura ambiente en un
desecador y registrar su peso.
56
4. Secar crisoles a 105ºC en un horno de convección por un tiempo mínimo de 4
horas hasta alcanzar peso constante. Pasado este tiempo llevarlos a temperatura
ambiente en un desecador y registrar su peso.
5. Tomar la muestra secada previamente y ponerla en los crisoles secados
anteriormente y registrar el peso.
6. Meter esta muestra en una mufla a 575ºC por mínimo 2 horas hasta llegar a peso
constante. Una vez transcurrido este tiempo, llevar las muestras a temperatura
ambiente en un desecador y registrar su peso.
7. La diferencia entre el peso seco introducida inicialmente y el peso correspondiente
al paso anterior, es la cantidad de sólidos volátiles.
57
ANEXO 5: EVIDENCIA FOTOGRÁFICA DE LA SEMILLA DEL
MANGO
Figura A1.3. Semilla del mango.
58
ANEXO 6: EVIDENCIA FOTOGRÁFICA DEL MONTAJE DE LA
EXTRACCIÓN DEL ACEITE DE SEMILLA DE MANGO
Figura A1.4. Montaje de extracción de semilla de mango.
59
ANEXO 7: EVIDENCIA FOTOGRÁFICA DEL PROTOCOLO DE OBTENCIÓN
DE FAMES Y MÉTODO
Figura A.1.5. Obtención de los FAMEs.
60
61
ANEXO 8: EVIDENCIA FOTOGRÁFICA DEL MONTAJE DE MEDICIÓN DE
BIOGÁS
Figura A.1.6. Montaje de medición de biogás.
62
ANEXO 9: EVIDENCIA FOTOGRÁFICA DEL MONTAJE DE DILUCIÓN DEL
BIOGÁS
Figura A.1.7. Montaje de dilución del biogás.
ANEXO 10: GRÁFICAS CORRIDAS 2 Y 3 DE LOS FAMES
Figura A.1.8. Corridas 2 y 3 de los FAMEs.
63
ANEXO 11: RESULTADOS OBTENIDOS PARA EL DISEÑO FACTORIAL
REALIZADO PARA EVALUAR LA PRODUCCIÓN DEL BIOGÁS
Figura A.1.9. Gráficas residuales del diseño experimental.
Regresión factorial general: mL de biogás/g de SV versus Sustrato; Pepa
Factor Information
Factor Levels Values
Sustrato 3 banano; mango; mezcla
Pepa 3 fina; grande; sin
Analysis of Variance
64
Source DF Adj SS Adj MS F-Value P-
Value
Model 8 7464,55 933,07 107,43
0,000
Linear 4 7248,61 1812,15 208,65
0,000
Sustrato 2 4281,27 2140,64 246,47
0,000
Pepa 2 2967,34 1483,67 170,83
0,000
2-Way Interactions 4 215,94 53,99 6,22
0,011
Sustrato*Pepa 4 215,94 53,99 6,22
0,011
Error 9 78,17 8,69
Total 17 7542,71
Model Summary
S R-sq R-sq(adj) R-sq(pred)
2,94704 98,96% 98,04% 95,85%
Coefficients
Term Coef SE Coef T-Value P-Value VIF
Constant 128,116 0,695 184,44 0,000
Sustrato
banano 1,248 0,982 1,27 0,236 1,33
mango -19,481 0,982 -19,83 0,000 1,33
mezcla 18,233 0,982 18,56 0,000 *
Pepa
fina 15,187 0,982 15,46 0,000 1,33
grande 1,025 0,982 1,04 0,324 1,33
sin -16,213 0,982 -16,50 0,000 *
Sustrato*Pepa
banano fina -2,85 1,39 -2,05 0,071 1,78
banano grande 5,91 1,39 4,26 0,002 1,78
banano sin -3,07 1,39 -2,21 0,055 *
mango fina -1,55 1,39 -1,12 0,294 1,78
mango grande -2,29 1,39 -1,65 0,133 1,78
mango sin 3,84 1,39 2,77 0,022 *
mezcla fina 4,40 1,39 3,17 0,011 *
65
mezcla grande -3,62 1,39 -2,61 0,028 *
mezcla sin -0,78 1,39 -0,56 0,589 *
Regression Equation
mL de biogás/g de SV = 128,116 + 1,248 Sustrato_banano
- 19,481 Sustrato_mango
+ 18,233 Sustrato_mezcla
+ 15,187 Pepa_fina + 1,025 Pepa_grande
- 16,213 Pepa_sin
- 2,85 Sustrato*Pepa_banano fina
+ 5,91 Sustrato*Pepa_banano grande
- 3,07 Sustrato*Pepa_banano sin
- 1,55 Sustrato*Pepa_mango fina
- 2,29 Sustrato*Pepa_mango grande
+ 3,84 Sustrato*Pepa_mango sin
+ 4,40 Sustrato*Pepa_mezcla fina
- 3,62 Sustrato*Pepa_mezcla grande
- 0,78 Sustrato*Pepa_mezcla sin
Fits and Diagnostics for All Observations
mL de
biogás/g
Obs de SV Fit Resid Std Resid
1 141,17 141,70 -0,53 -0,26
2 136,46 136,30 0,16 0,08
3 109,81 110,09 -0,28 -0,13
4 121,18 122,27 -1,09 -0,52
5 108,21 107,37 0,85 0,41
6 93,36 96,26 -2,90 -1,39
7 168,90 165,93 2,97 1,42
8 139,33 143,75 -4,42 -2,12 R
9 129,37 129,36 0,01 0,00
10 142,24 141,70 0,53 0,26
11 136,15 136,30 -0,16 -0,08
12 110,36 110,09 0,28 0,13
13 123,37 122,27 1,09 0,52
14 106,52 107,37 -0,85 -0,41
15 99,17 96,26 2,90 1,39
16 162,97 165,93 -2,97 -1,42
17 148,18 143,75 4,42 2,12 R
18 129,35 129,36 -0,01 -0,00
66
R Large residual
Figura A.1.10. Gráfica de efectos de la interacción entre los factores.
