Что делать со своим первым миллиардом (Евгений Поляков, Антон Кортунов)
О функциях теломер › biochemistry-content › ...лучение и...
Transcript of О функциях теломер › biochemistry-content › ...лучение и...
БИОХИМИЯ, 1997, том 62, вып. 11, с. 1453 - 1466
УДК 576.316.24
О ФУНКЦИЯХ ТЕЛОМЕРОбзор
© 1997 г. Е.В. Куренова, Д.М. Мейсон*Лаборатория молекулярной генетики Национального инстиута наук о здоровье и окружающей среде,
Рисерч Триангл Парк, Северная Каролина 27709-2233, США; факс; (919)541-7593, электронная почта: [email protected], [email protected]
Поступила в редакцию 03.08.97
Теломеры сложны структурно и функционально. Они состоят из набора простых повторов ДНК на самом конце хромосомы, с более сложным набором примыкающих повторов. Обнаружено значительное число белков, связывающихся с ДНК теломерных повторов или с их белковыми комплексами, фор- мирующимися на концах хромосом. Теломеры имеют тенденцию образовывать ассоциаты друг с другом. Эти ассоциаты вовлечены в формирование ядерных доменов, которые могут быть важны для регуляции транскрипции, спаривания сестринских хроматид при митозе и для гомологичного синапсиса при мейозе. Теломерные концы хромосом не влияют на ход клеточного цикла и не подвергаются репарации ДНК в отличие от разорванных концов хромосом. Теломеры также обеспечивают особый механизм введения дополнительных копий теломерной ДНК к концам хромосом. Это необходимо для компенсации потери последовательностей ДНК с концов хромосом вследствие неполной репликации их ДНК. Компоненты этого процесса и сам процесс охарактеризованы более детально, тогда как другие функции теломер менее понятны, но являются предметом активных исследований.КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: теломера, Drosophila melanogaster, дрожжи, хромосомы, транскрипция, репликация, архитектура ядра, сайленсинг, стабильность хромосом, митоз, мейоз, структура хромосом, теломераза, гетерохроматин, эффект положения, Tetrahymena.
Теломеры являются нуклеопротеиновыми структурами на концах линейных хромосом. Они важны для стабильности хромосом, для ядерной архитектуры и определенных хромосомных перемещений. Конец теломеры принципиально отличается от разорванных хромосом. Это важно потому, что разрывы хромосом вызывают задержку в клеточном цикле и подвергаются репарации, которая может привести к экзонуклеолитической атаке или лигированию с другими хромосомными фрагментами. Последнее приводит к образованию дицентриков или кольцевых хромосом, к транслокациям или делециям. Учитывая, что ДНК-полимераза не может реплицировать линейную хромосому полностью, требуется специальный механизм для поддержания концевых участков хромосом. Б большинстве организмов эту функцию выполняет теломераза - обратная транскриптаза с внутренней РНК-матрицей. Однако при некоторых условиях длина теломеры может поддерживаться за счет рекомбинации или транспозиции.
Во многих клетках плечи хромосом определенным образом организованы внутри ядра и могут быть ориентированы от теломеры к
^Адресат для корреспонденции и запросов оттисков.
центромере. Такое расположение может поддерживаться отчасти за счет ассоциации теломер друг с другом и с ядерной оболочкой. Есть основания предполагать, что возникающие при этом ядерные домены важны для создания и поддержания структуры хроматина и транскрипционной активности. Значительные изменения в положении хромосом внутри ядра могут происходить, к примеру, в начале мейоза. Теломеры могут играть незаменимую роль в этих движениях, критических для мейотической рекомбинации и сегрегации. В данном обзоре мы рассматриваем роль теломеры в биологии клетки, в особенности в архитектуре ядра и в транскрипционном сайленсинге, т.е. в подавлении транскрипции.
Элонгация теломеры
У большинства организмов последовательности ДНК на концах хромосом состоят из набора простых повторов, в которых длина единицы повтора обычно составляет 5-8 оснований. Эти участки GC-богаты неравномерно по цепям (таблица) и G-богатая цепь ориентирована своим З'-концом к концу хромосомы. Поскольку ДНК-полимераза синтезирует только в одном направлении и требует наличия
1453
.
©1997 Российская Академия Наук. Материал из электронного архива журнала ”Биохимия”. Статья оцифрована в Отделе Научной Информации НИИФХБ
им. А.Н. Белозерского МГУ. Использование материала автоматически предполагает выполнение условий Пользовательского соглашения.
Постоянная ссылка на материал: http://journals.belozersky.msu.ru/biochemistry/paper/1997/11/1453.
1
1454 КУРЕНОВА, М ЕЙ С О Н
Последовательности теломерной ДНК
Организмы ПоследовательностиПростейшие
Равноресничные инфузории Tetrahymena, Paramecium
t 2g 4
Гипоресничные инфузории O xytricha, Euploies
T 4G 4
СпоровикиPlasmodium
t t J a g 3
ЖгутиконосцыTrypanosoma
Дрожжи
T 2A G 3
Saccharomyces (T G )p -3TG2 3Schizosaccharomyc.es
ПлесениT l- 2A C A o-lC o-lG l_6
D ictyostelium A G 1-8
Didym iumРастения
T 2A G 3
A rabidopsis, Triticum Животные
T 3A G 3
Насекомые B om byx, Locusta
T 2A G 2
Позвоночные Ictalurus, Homo
T 2A G 3
праймера, отстающая цепь в ходе репликации ДНК не может быть реплицирована полностью. Даже если репликация отстающей цепи инициируется на конце хромосомы, то удаление РНК-праймера приводит к возникновению З'-овер- хенга, т.е. З'-выступающего конца. Кроме того, сейчас стало известно, что З'-оверхенг образуется и в лидирующей цепи [1].
Одноцепочечный оверхенг является матрицей для теломеразы - специализированной обратной транскриптазы с внутренней РНК-мат- рицей. Теломераза уже являлась предметом подробного обзора [2] и не рассматривается здесь детально. Теломеразная активность была обнаружена в большом числе организмов: от простейших и грибов до человека. РНК-Матри- ца содержит последовательности, комплементарные G-цепи теломерного повтора. В Tetrahymena, к примеру, матрица РНК-цепи содержит СААССССАА [3]. Мутации большинства из шести 5'-концевых оснований этой последовательности приводят к предсказуемым изменениям в последовательности ДНК теломеры [4, 5]. Аналогичные результаты были получены на дрожжах [6, 7] и в культуре клеток человека [8]. Теломераза из Tetrahymena состоит из двух белковых субъединиц [9]. Субъединица р95, по- видимому, участвует в узнавании ДНК [9, 10],
в то время как субъединица р80 ассоциирована с РНК-матриЦей и, возможно, является каталитически активной [9].
Предполагается, что механизм синтеза теломеры является прерывистым - это специфичное связывание на оверхенге теломеры, полимеризация и транслокация. На первой стадии З'-конец ДНК-праймера располагается вдоль РНК-Матрицы, в то время как лежащая выше последовательность праймера связывается с «якорным» сайтом фермента. После этого короткий участок ДНК копируется с матрицы. В момент достижения концевого участка матрицы происходит новое выравнивание праймера и матрицы. Связывание праймера с якорным сайтом фермента при транслокации предотвращает диссоциацию и позволяет провести следующий цикл полимеризации [2].
Теломераза может также отщеплять нуклеотиды праймера, если он превышает размеры матричного домена РНК-субъединицы [11-13]. Это может рассматриваться как функция коррекции и в качестве альтернативы может использоваться для выявления потенциальных теломерных последовательностей в процессе присоединения новых теломерных последовательностей de novo к концу разорванной хромосомы (см. ниже). Хотя последнее событие и происходит, оно случается редко.
Для большинства человеческих соматических клеток характерно отсутствие детектируемого уровня теломеразной активности и при размножении популяции клеток теломеры в них укорачиваются.-Предполагается, что как только теломеры укорачиваются ниже некоей критической длины, происходит остановка клеточного цикла. Это можно рассматривать как своеобразные митотические часы, которые предотвращают неограниченный рост соматических клеток [14]. Однако существуют отдельные клетки, которые преодолевают этот барьер и могут расти неограниченно, т.е. стать бессмертными. Одно из изменений, необходимых для бессмертия, состоит в приобретении способности добавлять теломерные повторы в концы хромосом. Это обычно достигается реактивацией теломеразы и большинство опухолей и бессмертных клеточных линий имеют стабильную длину теломер и теломеразную активность [4, 15]. Однако спонтанный переход к бессмертию может происходить и в отсутствие теломеразной активности [16-18]. Механизм элонгации теломер в отсутствие теломеразы неизвестен и рекомбинация предполагается как один из возможных вариантов [19].
Небольшое число организмов не проявляет теломеразной активности и поддерживает дли
Б И О Х И М И Я вып. 62 вып. 11 1997
О Ф У Н КЦ И Я Х ТЕЛ О М ЕР 1455
ну теломер с помощью других механизмов [20]. Наиболее известный пример - это Drosophila melanogaster, которая для удлинения концов хромосом использует теломероспецифическую транспозицию двух семейств ретротранспозо- нов LINE-типа, а именно не содержащих длинных концевых повторов полиаденилированных элементов НеТ-А и TART [21]. Другие организмы, включая двукрылых насекомых и луковичные растения, не имеют теломеразной активности и механизмы, которые ими используются для поддержания теломер, в деталях неизвестны. В основном предполагается рекомбинация. Большинство этих организмов имеет относительно простые наборы повторов на концах хромосом и у этих наборов незначительное сходство с каноническими теломерными повторами [20]. Но и здесь D. melanogaster - исключение. У нее есть тандемный повтор усеченных элементов НеТ-А и TART на концах хромосом. Полные (неусеченные) представители элементов этих семейств найдены только в теломерных районах. Механизм направленного перемещения этих элементов к теломерам неизвестен. Элементы НеТ-А не кодируют гены обратной транскрипции. Таким образом, эта функция должна быть обеспечена извне и, возможно, осуществляется клеткой с целью контроля за скоростью и/или временем транспозиции [21]. Элементы LINE-типа транскрибируются с использованием внутреннего или внешнего 5'-промо- тора в сайте интеграции. Элементы НеТ-А на конце хромосом часто теряют 5'-конец элемента из-за неполной репликации ДНК и не имеют экзогенного промотора на 5'-конце. Их промотор находится вблизи З'-конца. Поскольку эти элементы формируют тандемные повторы, промотор одного элемента используется для транскрипции соседа [22]. Таким образом, хотя положение элементов НеТ-А на концах хромосом порождает определенные проблемы, механизм транскрипции и транспозиции, возможно, является общим для элементов LINE-типа.
Кэпирование концов разорванных хромосом
Ранние эксперименты по облучению D. melanogaster позволили выделить многочисленные хромосомные перестройки на основе двух или более разрывов хромосом, а концы перестроенных хромосом содержали материал, поступающий с концов исходных хромосом. Простые, одноразрывные делеции и инверсии тогда выявлены не были, что послужило основанием для постулирования специальных структур - теломер - для стабилизации или копирования концов хромосом [23]. Подобные результаты были
получены на разных организмах в экспериментах с использованием разнообразных разрушающих агентов, таких как ионизирующее излучение и химические агенты. Первым исключением явились кольцевые хромосомы, не содержащие концов.
Хотя спонтанные и индуцированные Мутагенами делеции концов - события редкие, они были зарегистрированы. Мак-Клинток [24, 25] получила разрывы хромосом кукурузы в анафазе мейоза и обнаружила, что концы разорванных хромосом, попадающих в эндосперм, подвергаются репарации, приводящей к лигированию сестринских разорванных концов после репликации и затем, в анафазе - к образованию мостов. Однако разорванные концы хромосом при попадании в эмбрион стабилизировались. Разрывы, индуцированные в этом эксперименте, были распределены случайно по длине хромосомных плеч и не были проанализированы на молекулярном уровне. Недавно концевые нехватки были выявлены у некоторых организмов, включая D. melanogaster, дрожжи и человека. Хромосомы с предполагаемыми концевыми нехватками встречаются довольно часто у некоторых трав. Гибридизация in situ с использованием растительных теломерных последовательностей в качестве зондов выявила, что концы разорванных хромосом в этих растениях имеют теломерную ДНК [26, 27]. В большинстве организмов хромосомы и хромосомные фрагменты могут выжить только при наличии теломерной ДНК на концах. Двухцепочечные разрывы ДНК должны быть репарированы, иначе клетка гибнет.
Для характеристики образования новых теломер используются различные методы [28, 29]. Это трансформация дрожжевых клеток линейными плазмидами [30], анализ запрограммированной хромосомной фрагментации [13, 31], интеграция теломерных последовательностей в интерстициальные сайты [32, 33] и анализ концов разорванных хромосом [34, 35]. Эти подходы дают достаточно согласованную картину образования теломер de novo, о чем говорится ниже.
Разрывы хромосом вызывают задержку клеточного цикла, предоставляя время для репарации. Клетки с нерепарированными хромосомами могут возвращаться к митотическому росту после этой задержки, но разорванные хромосомы часто утрачиваются за несколько клеточных циклов [36]. Новые теломерные последовательности могут добавляться по месту разрыва с помощью теломеразы [35, 37], но только при наличии короткого З'-оверхенга из 2-4 оснований на конце, напоминающем теломерную ДНК [38]. Теломераза имеет высокое
БИ О Х И М И Я вып. 62 вып. 11 1997
1456 КУРЕНОВА, М ЕЙ С О Н
сродство к одиоцепочечным ДНК-праймерам, соответствующим G -богатой теломерной последовательности. Праймеры с многочисленными кластерами G-остатков являются оптимальными субстратами для элонгации теломеразой, потому что они с большой вероятностью содержат сайт инициации теломеры среди нескольких сотен пар оснований на конце хромосомы [39], узнаваемый якорным сайтом те- ломеразы. Теломераза также будет удлинять З'-оверхснг, некомплементарный РНК-матрице, если в праймере присутствует последовательность из G-оснований для связывания фермента [38, 40]. Образование теломеры de novo - очень точный процесс. Макроядерные теломеры Euplotes crassus, образуемые при развитийно запрограммированной фрагментации хромосом, всегда начинаются с последовательности GGGGTTTT - одной из восьми возможных пермутаций тело- мерной последовательности в этом организме [41]. Подобным же образом новые теломеры Saccharomyces cerevisiae начинаются с точной последовательности [39], хотя даже последовательности, найденные на концах нативных хромосом, вариабельны (таблица).
Хотя теломерные последовательности ДНК могут быть найдены в интерстициальных хромосомных сайтах [28], интеграция теломерной ДНК в геном может индуцировать хромосомные разрывы [32, 42]. Образование теломер, индуцированных этим методом, зависит от интеграции теломерного «зерна», хотя оно может находиться более чем за 100 нуклеотидов от нового конца хромосомы [33, 39, 43]. В дрожжах последовательность для инициации теломеры не должна быть совершенной копией теломерной последовательности, но в клетках человека такая идентичность необходима [33]. Это строгое требование соответствия последовательностей скорее обусловлено не самой теломеразой, а фактором, связывающимся с последовательностью TRF-фрагмента теломеры [33, 44].
Исключением из правила, по которому все хромосомы должны иметь теломерную ДНК на своих концах, как уже сказано, являетсяD. melanogasler. Этот организм не имеет канонической теломерной ДНК, которая бы соответствовала последовательностям, представленным в таблице, и разорванные хромосомы могут быть стабилизированы без добавления теломерной ДНК. У D. melanogaster был найден специфический ген-мутатор, который делает возможными концевые нехватки [45]. Концы оборванных хромосом не связываются ни с какой специфической последовательностью ДНК. Напротив, хромосома может оканчиваться любой последовательностью, даже открытой рамкой
считывания [34, 46]. Теломерный компонент, отвечающий за стабилизацию концов разорванных хромосом, неизвестен, хотя было предположено участие белка, связывающего двухцепочечной конец [46]. В результате путем стохастической транспозиции разорванные концы хромосом приобретают ретротранспозоны, обнаруживаемые на нативных концах [47].
Архитектура ядра
Кроме своей роли в репликации и копировании теломеры, как предполагается, участвуют в мейотическом спаривании хромосомом, мейо- тической и митотической сегрегации хромосом и в организации ядра. Наблюдения за соматическими и мейотическими клетками свидетельствуют о том, что положение теломер внутри ядра высокоспецифично и зависит от взаимодействия теломер с ядерной оболочкой [48, 49]. Неслучайное расположение хромосом с концами, соседствующими друг с другом и с ядерной оболочкой, было впервые описано Раблом у амфибий [50]. Ориентация хромосом по Раблу с тех пор была обнаружена на стадии профазы в соматических клетках у многих организмов. Остается неясным, является ли взаимоотношение между теломерой и ядерной оболочкой пассивным следствием ориентации хромосом в анафазе или это результат активного процесса, который поддерживает упорядоченную архитектуру ядра на стадии интерфазы. Прямое доказательство того, что хромосомы включены в субдомены в интерфазном ядре D. melanogaster, было получено при изучении организации по- литенных хромосом. Плечи отдельных хромосом никогда не переплетаются и теломеры имеют тенденцию образовывать кластер на стороне ядра, противоположной хромоцентру [51, 52]. С помощью зондов, красящих хромосомы целиком, было показано, что отдельные хромосомы занимают неслучайные позиции [53, 54]. При изучении организации теломер в диплоидных ядрах эмбрионов D. melanogaster также была четко выявлена их поляризованноеть [53, 55, 56]. Периферическая локализация теломер отмечена для Trypanosoma [57], клеток растений [58], почкующихся [59, 60-62] и делящихся дрожжей [63].
Теломеры взаимодействуют не только с ядерной оболочкой, но и друг с другом. Например, дрожжевые клетки, окрашенные антителами против Raplp, дают гораздо меньше пятен, чем ожидаемое число теломер, что предполагает образование теломерных кластеров [60]. R aplp локализован на периферии ядра [60] совместно с белками Sir3p, Sir4p и У'-теломер-ассоцииро- ванной ДНК [62, 64]. Генетические и биохими
Б И О Х И М И Я вып. 62 вып. 11 1997
О Ф У Н КЦ И Я Х ТЕЛ О М ЕР 1457
ческие данные свидетельствуют в пользу образования полибелкового комплекса R ap lp - Sir3p-Sir4p. В мутантах sir3 и sir4 Raplp дает рассеянное окрашивание ядра; нормальное зернистое окрашивание Sir3p заменяется в мутанте sir4 на диффузное. Аналогичным образом окрашивание на Sir4p не дает отдельных пятен в мутанте sir3. Однако теломеры все еще образуют кластеры в этих мутантах, что следует из результатов гибридизации с ДНК теломероассоциированной последовательности Y'. Одно из объяснений состоит в том, что в локализацию теломер могут быть вовлечены белки, отличные от Sir3p и Sir4p [65]. По модели Мейлетта с соавт. [64] компартментализация дает возможность бифункциональным белкам типа Raplp и Abflp, способным активировать и подавлять транскрипцию, выполнять обе эти функции в одном ядре. Кроме того, периферическая локализация теломер помогает заякори- вать хромосомы, исключая их крупные перестройки в интерфазе [48].
Несмотря на то, что теломеры сами по себе не вызывают сегрегацию хромосом, разделение теломер при делении клетки создает особые проблемы для системы сегрегации [66]. Указание на роль цмс-функции в разделении теломер недавно получено для Tetrahymena. Изменение РНК-матрицы теломеразы в Tetrahymena с GGGGTT на GGGGTTTT может вызвать задержку разделения хромосом в анафазе в микронуклеусе [67]. Цитологический анализ выявил неудавшееся разделение теломер сестринских хроматид. Вытянутые хромосомы очень часто видны как одна непрерывная нить, проходящая по срединной зоне веретена. Авторы пришли к выводу, что теломеры сестринских хроматид в норме ассоциированы до метафазы и что дефектные теломеры предотвращают разделение теломер. Таким образом, специфический элемент теломерного повтора может требоваться в цис-положении для расхождения хроматид.
Для разделения хроматид у D. melanogaster требуются специальные белки [68]. Мутации в гене UbcDl, кодирующем убикитин-конъюги- рующий фермент I класса, вызывают слипание всех теломер в митозе и в мейозе у клеток полового пути самцов. У этих мутантов теломеры соединяются неправильным образом с теломерами сестринских хроматид и с тело- мерами гомологичной и негомологичных хромосом. Дрожжевой теломерный белок Sir4p связывает деубикитин-конъюгирующий фермент иЬрЗр, что позволяет считать убикитинизацию теломерных белков общим явлением [69].
Как сестринские хроматиды удерживаются вместе до анафазы - неизвестно, но, возможно,
в этот процесс вовлечены теломеры. Нормальные теломеротеломерные ассоциации, цитологически видимые у многих организмов, могут возникать путем взаимодействия одноцепочечных хвостов ДНК [70] или теломерных белков. К числу последних относятся белки ТВР у простейших, белки Rapl или Sir у дрожжей и hTRF у человека [71, 72]. Возможны три варианта теломер-теломерных белковых ассоциаций [49]. Во-первых, димеры или полимеры теломеросвязывающих белков могут одновременно ассоциироваться с двумя или более теломерами. Во-вторых, белки могут связывать теломеры косвенно, через третий элемент, например компонент ядермой оболочки. Найдено несколько потенциальных рецепторов, связывающих хроматин и специфически локализованных на внутренней ядерной мембране во время интерфазы [73]. Связывающиеся с ламинами белки LAP2 и LBR быстро ассоциируются с хромосомами и с перестраивающейся ядерной оболочкой в ходе анафазы и телофазы. LBR связывается с двумя человеческими гомологами гетерохроматинового белка НР1 D. melanogaster, обнаруженного и в теломерах. В-третьих, белки теломеры могут способствовать ДНК-ДНК-взаи- модействиям между теломерами. Олигонуклеотиды одноцепочечной G-богатой теломерной ДНК ресничатых инфузорий, позвоночных и дрожжей формируют альтернативные структуры ДНК in vitro в зависимости от неканонического спаривания гуанинов [74]. (3-Субъединица теломерного белка Oxytricha и белок R aplp дрожжей способны сворачивать или стабилизировать теломерную ДНК в G-квартетных структурах, опосредующих теломеротеломерную ассоциацию in vitro [70]. Линейные плазмиды проявляют способность к теломер-теломерным взаимодействиям in vitro подобно молекулам, выделенным из дрожжей, но только при наличии TGi_3-XBOCTa на их концах. Велинджер с соавт. [1] считает, что теломер-теломерные взаимодействия ведут к образованию дуплексов ДНК, поддерживаемых парами G:G, а не тройной спиралью или G-квартетом. Хвосты T G r-з и теломеротеломерные взаимодействия обнаружены in vivo в штаммах в отсутствие теломеразы, что предполагает независимое от теломеразы генерирование хвостов TGi-з в поздней S-фазе путем деградации С 1_зА-цепи, регулируемое клеточным циклом. Образовавшиеся одноцепочеч^ ные хвосты являются потенциальными субстратами теломеразы и других теломеросвязывающих белков.
Многочисленные цитологические данные говорят в пользу различной локализации теломер при мейозе и в соматических ядрах. В мейоти-
6 БИ О Х И М И Я вып. 62 вып. И 1997
1458 КУРЕНОВА, М ЕЙ С О Н
ческих клетках теломеры объединяются в кластеры в зиготене, образуя так называемый букет. Расположение хромосом «букетом» описано для многих организмов [48]. Эта перестройка ядра, по-видимому, функционально связана с процессом гомологичного спаривания и синапсиса. В ходе образования кластера теломеры тесно связаны с ядерной оболочкой и, возможно, взаимодействуют с цитоскелетом. Наиболее ярко важная роль этих ассоциатов проявляется при спаривании хромосом в делящихся дрожжах [75], где движения хромосом в профазе, по-видимому, управляются теломерами.
Ген NDJ1 кодирует белок, ассоциированный с теломерами и необходимый для мейотической сегрегации хромосом у S. cerevisiae [76]. Этот белок накапливается на теломерах в течение профазы мейоза, а его отсутствие ведет к высокой частоте нерасхождения мейотических хромосом. Фенотип мутанта ndjl характеризуется задержками в формировании осевых элементов синаптонемального комплекса в ходе синапсиса и в первом мейотическом делении, а также потерей теломерной локализации Raplp, пониженными уровнями споруляции и жизнеспособности спор и утратой правильного расхождения линейных гетерологичных хромосом. Однако отсутствие N djlp не оказывает никакого влияния на сегрегацию кольцевых хромосом, не имеющих тело мер. Это означает, что указанный белок не требуется для разделения мейотических хромосом per se и что, по-ви- димому, присутствие Ndjlp необходимо для разделения хромосом, имеющих теломеры.
Как указано ниже, ассоциации тело мер с такими ядерными структурами, как ядерная оболочка или ядерный матрикс, могут иметь отношение к репрессии генов.
Теломерный эффект положения
Гены, расположенные рядом или на теломерном конце, подвергаются нестабильной транскрипционной репрессии. Теломерный эффект положения (ТЭП) у D. melanogaster наблюдается, когда Р-транспозоны, несущие ген-репортер, встраиваются в теломерные области [77-82]. ТЭП был описан как для почкующихся, так и для делящихся дрожжей [83-85]. Эта репрессия напоминает центромерный эффект положения мозаичного типа (ЭП) у D. melanogas- ter [86-89]. ТЭП у дрожжей был детально проанализирован благодаря его сцепленности с процессом сайленсинга (отключения) генов, определяющих тип спаривания.
Z/нс-действугощие компоненты сайленсеров. Тип спаривания у дрожжей определяется ге
нами, присутствующими в экспрессируемом локусе МАТ. Гены типа спаривания есть и в двух других сайтах - HML и HMR - на той же хромосоме вблизи левой и правой теломер. В этих сайтах гены типа спаривания, однако, не экспрессируются даже при наличии всех сигналов экспрессии [90]. Эта позиционнозависимая, но ген-независимая репрессия известна как сайленсинг. Она распространяется и на другие дрожжевые гены, если их поместить в HML и HMR, и обусловлена образованием специфической хроматиновой структуры, которая, по-ви- димому, у дрожжей эквивалентна гетерохро- матииу многоклеточных. Сайленсинг зависит от согласованного действия содействующих последовательностей и нескольких транс-действующих факторов, в том числе продуктов генов SIR.
Zfwr-действующие последовательности, фланкирующие HML и HMR, известны как Е- и I-сайленсеры и состоят из консенсусных последовательностей для ДНК-связывающих белков Raplp, Abflp и белков ORC (Origin Recognition Complex) [91-94]. Все четыре сайленсера содержат сайт, который соответствует 11-нуклеотидному консенсусу, найденному у всех известных автономно реплицирующихся последовательностей (ARS). Этот центральный элемент или ARS-консенсусная последовательность (ACS) требуется для функционирования орид- жина репликации и является сайтом связывания комплекса из шести полипептидов ORC [95, 96]. Синтетический сайленсер, содержащий по одному сайту связывания для белков ORC, Raplp и Abflp, полностью активен в сайленсинге.
Организация элементов связывания, характерная для сайленсеров, не характерна для теломер. Теломеры из S. cerevisiae состоят из концевых повторов С|_зА различной длины (~ 150-450 оснований), присоединенных к более длинному и более сложному набору X- и Y'- элементов. Важная черта поли(С)_зА)-последо- вательностей состоит в регулярном повторении центров связывания Raplp [97]. Хотя короткие участки поли(С1_зА)-последовательности при локализации во внутренних сайтах хромосомы недостаточны для репрессии [84], более длинные последовательности функционируют как сай- ленсеры [98]. Дополнительные структурные элементы теломер также играют роль в ТЭП. Репрессия репортерного гена URA3 распространяется с теломеры нативной хромосомы, содержащей Y '-элемент дальше, чем в хромосоме без такой последовательности [99]. Функция Х-эле- ментов в ТЭП неясна.
Присутствие молчащих локусов типа спаривания вблизи теломер хромосомы III привело
БИ О Х И М И Я вып. 62 вып. 11 1997
О Ф У Н К Ц И Я Х Т Е Л О М Е Р 1459
к мнению, что это положение может играть роль в сайленсинге НМ [49]. Действительно, удаление молчащих локусов от теломеры ослабляет их свойства как сайленсеров [100, 101]. Используя геи-репортер, фланкированный полноразмерными сайленсерами типа спаривания HML-E и HML-I, встроенный в разные сайты хромосом, Мейлетт с соавт. [65] показал, что близость к последовательностям теломерных повторов необходима для репрессии этого гена. Репортерный ген не репрессируется при интеграции на расстояние более 200 т.п.н. от теломеры. Репрессия восстанавливается либо созданием новой теломеры на расстоянии 13 т.п.н. от репортера, либо вставкой теломерной последовательности длиной 350 п.н., которая сама по себе недостаточна для репрессии транскрипции [98].
Сайленсеры служат как сайты, обеспечивающие сборку гетерохроматина [100]. Гиперпродукция PPR1, активатора транскрипции URA3, ведет к ослаблению сайленсинга последовательности URA3, включенной в теломеру [102]. Это объясняется конкуренцией сайленсера, способствующего конденсации хроматина, и энхансера или белка-активатора, способствующего открытой конфигурации хроматина.
Еще одной функцией сайленсеров является помощь в размещении определенных локусов в специфических для них субъядерных компарт- ментах. Белок Rapl локализуется на периферии ядра [60], тогда как ARS-последовательности дрожжей преимущественно связаны с ядерным матриксом [103]. Генетические данные позволяют предположить, что для создания и поддержания репрессированного состояния хроматина даже при его внутрихромосомной локализации необходима критическая локальная концентрация белков Sir [65, 98, 104, 105].
Важные белковые компоненты транскрипционного сайленсинга. Белок Raplp играет важную роль в транскрипционном сайленсинге в локусе НМ и в теломерах. В то же время сайты связывания R aplp найдены внутри промоторов большого числа дрожжевых генов, где белок работает как активатор транскрипции. То же самое обнаружено и для Abflp, который стимулирует запуск начала репликации с ARS1. Генетические доказательства участия белков Raplp, Abflp и ORC в сайленсинге получены с помощью мутаций, прекращающих сайлен- синг [91, 93-95, 106, 107]. Мутации указали на SIR-2, -3, -4 и RIF1, продукты которых взаимодействуют с R aplp, образуя мультимерный комплекс [108, 109]. Тот факт, что мутации в гистонах ИЗ и Н4 подавляют сайленсинг, пред
полагает участие механизма упаковки хроматина [110-115].
Молекулярный механизм установления сайленсинга детально исследуется у дрожжей. Raplp играет центральную роль в этом процессе. Мутагенез продемонстрировал, что 28 С-концевых аминокислот Raplp критичны для ТЭП, регуляции длины теломеры и сайленсинга HML [116]. Поскольку Raplp способен как активировать, так и репрессировать транскрипцию в зависимости от контекста его сайта связывания, этот белок должен действовать вместе с другими факторами. Для объяснения его действия на НМ-сайленсерах и теломерах было предположено, что Raplp посредством белок-бел- кового взаимодействия привлекает в комплекс с ДНК белки Sir [61, 117, 118]. В двухгибридной системе было продемонстрировано, что Sir3p и Sir4p взаимодействуют с Raplp. Взаимодействие Raplp-Sir3p, по-видимому, прямое и похоже, что Sir3p и Sir4p сами образуют белковый комплекс [118]. Одна из возможных функций такого взаимодействия - это образование расширяющейся структуры, вовлеченной в распространение репрессированного состояния хроматина от сайта его инициации [119].
Для установления сайленсинга необходимо пройти через S-фазу клеточного цикла [120], что указывает на возможную роль ORC [94, 107]. Однако сама по себе инициация репликации на сайленсерах несущественна для механизма сайленсинга. Связывание слитого белка Gal4-Sirl непосредственно с сайленсером, содержащим ОАЕ4-ДНК-связывающий домен, позволяет обойтись без сайтов связывания ORC и без самой функции ORC [121]. Это подтверждает предположение, что ORC требуется для взаимодействия Sirlp с сайленсером [122].
В то же время некоторые мутации генов, участвующих в репликации, влияют на сайленсинг. Так, мутация в CDC7, кодирующем про- теинкиназу, необходимую для инициации репликации, восстанавливает сайленсинг [123]. Мутации в гене, кодирующем у D. melanogaster ядерный антиген пролиферирующих клеток, процессивный фактор для репликации (PCNA), подавляют гетерохроматическую инактивацию генов [124]. Сайленсинг заключается в формировании специальной репрессирующей структуры хроматина. Возможно, для перехода хроматина из одного состояния в другое необходимо прохождение репликативной вилки. Возможно, также, что и другие события S-фазы, к примеру фосфорилирование, валены для сайленсинга.
Теломерный сайленсинг требует участия тех же белков, что и сайленсинг в локусах HMR и HML, за исключением Sirlp [125]. Поскольку
Б И О Х И М И Я вып. 62 вып. 11 1997 6*
1460 КУРЕНОВА, М ЕЙ С О Н
мутации в генах ORC ослабляют теломерный сайленсинг, ORC является Sirlp-независимым при проявлении этой функции. Природа этого неясна, хотя несколько возможных предположений было сделано. Во-первых, теломеры в клетках собираются в большую структуру, часто на периферии ядра [59]. Так, ORC, связываясь на ACS одной теломеры, возможно, способствует теломерному сайленсингу по механизму, родственному трансвекции у D, melanogaster. Как вариант, влияние orc-мутаций на теломерный сайленсинг могло бы быть связано с изменением времени репликации.
Теломеры сами вызывают задержку активации ориджина репликации вплоть до поздней S-фазы [126]. С помощью сайт-специфической рекомбинации in vivo были отделены сайты начала репликации от смежной теломеры и было показано, что сигнал для поздней активации репликации устанавливается между митозом и STA RT-стадией в последующей G l-фазе. Будучи однажды установлен, сигнал продолжает существовать в S-фазе и в отсутствие тел о мер. Возможно, это поддержание осуществляется благодаря структуре хроматина. С другой стороны, субъядерная локализация теломер на периферии ядра также может быть причиной поздней репликации. Одно из различий во влиянии теломер на судьбу транскрипции и на время репликации зависит от величины геномных дистанций. Сайт начала репликации ori может подвергаться воздействию на дистанциях свыше 27 т.п.н. от теломеры, в то время как транскрипционный сайленсинг обычно распространяется только на одну десятую этого расстояния [99].
Ни один из белков Sir не содержит ДНК- связывающие мотивы и никакие мутации в этих генах не влияют на связывание других белков с ДНК сайленсера. Сейчас кажется ясным, что белки Sir3p и Sir4p направляются к НМ-сайлен- серам и теломерам за счет взаимодействия с белком Rap 1р [118]. Все четыре белка Sir необходимы для сайленсинга на НМ, по только зри (Sir2, 3, 4) - для теломерного сайленсинга [125]. Как белки Sir репрессируют транскрипцию, будучи единожды связанными с сайленсе- ром, и что именно определяет размер репрессируемого домена - неизвестно. Делеция С-кон- цевого участка Sir4p, который имеет слабое сходство с белками ламины млекопитающих [127], отменяет сайленсинг в НМ-локусах и те- ломерах и способствует увеличению продолжительности жизни [128]. Существенно больше известно о двух других белках - Sir3p и Sirlp.
Суперпродукция белка Sir3p увеличивает эффективность и распространенность района сай- ленсиига вдаль от дрожжевой теломеры [99].
Вероятность репрессии репортерного гена URA3 уменьшается с расстоянием между промотором гена и теломерой, падая примерно на порядок с каждой тысячей пар нуклеотидов. Таким образом, можно говорить, что теломерный сайленсинг является кооперативным процессом, включающим сборку полибелкового комплекса, аналогичного предполагаемому для мозачного эффекта положения (МЭП) у D. melanogaster [129, 130]. Увеличение дозы Sir3p расширяет «молчащий» домен теломеры. Следовательно, Sir3p - решающий компонент молчащего домена хроматина, начинающегося на те- ломере и собирающегося вдоль дрожжевой хромосомы. Так как ген SIR3 расположен вблизи теломеры, репрессия, связанная с эффектом положения локуса SIR, может обеспечивать механизм обратной связи для контроля эффекта положения у дрожжей. Таким образом, распространение ТЭП в S. cerevisiae модулируется многочисленными факторами, включающими дистанцию промотора от теломеры, силу промотора, транскрипционный статус ближайших к теломере, т.е. теломеропроксимальных генов, присутствие Y'-элементов и внутриклеточную концентрацию Sir3p.
Сайленсинг в НМ-локусах исключительно стабилен, а на теломерах - нет [84]. Эта нестабильность показана как секторный рост дрожжевых колоний или как мозаичность у D. melanogaster. Одно из очевидных различий - участие Sirlp в транскрипционной репрессии НМ-локу- сов. Действительно, потеря функции SIR1 приводит к нестабильной репрессии в HML [125, 131]. В поддержку идеи о роли Sirlp в установлении репрессии можно привести данные о том, что мутации сайленсера или RAP1 могут давать фенотипы, аналогичные мутациям sir 1 [132-134]. Кроме того, направленный транспорт гибридного белка Gal4-Sirlp к HMR приводит к отмене необходимости сайленсера HM R-Е для репрессии [135]. Это позволяет допустить, что белок Sirlp достаточен для привлечения прочих белков Sir к локусу HMR. Этот гибридный белок влияет и на теломерный сайленсинг. Когда искусственная теломера с сайтом связывания GAL4, смежным с Q ...зА-повтором, получает возможность образовать комплекс с гибридным белком Gal4-Sirlp, стабильность репрессии URA3 существенно возрастает.
Прямое взаимодействие Sir4p и Sir2p, Sir4p и Sir3p, Sir2p и Sir3p, Sir2p и Sir2p, Sir4p и Sir4p наблюдается in vitro и in vivo [136]. Кроме того, два других белка тесно связаны с комплексом Sir2p-Sir3p-Sir4p [69]. Один из этих дополнительных белков - Ubp3 - один из нескольких дрожжевых ферментов, деубикитинизирующих
БИ О Х И М И Я вып. 62 вып. И 1997
О Ф У Н К Ц И Я Х ТЕЛ О М ЕР 1461
белки-мишени. Делеция гена UBP3 приводит к значительному усилению сайленсинга генов, встроенных либо рядом с теломерой, либо в одном из молчащих локусов спаривания. Это указывает на то, что Ubp3p является ингибитором сайленсинга. Ubp3p может регулировать сайленсинг, контролируя активность либо сборку комплекса белков Sir во время S-фазы [69]. Регуляция сайленсинга за счет убикитинизации является эволюционно консервативным процессом; мутации гена убикитин-С-концевой гидро- лазы усиливают мозаичный эффект положения у D. melanogaster [137].
Нуклеосомы, поддерживающие молчащие кассеты типа спаривания и другие молчащие области у дрожжей, гипоацетилированы, как и в неактивном хроматине многоклеточных [138], что предполагает участие в сайленсинге у дрожжей хроматиновых структур высшего порядка, напоминающих гетерохроматин [139]. 'ГЭП у дрожжей сопровождается недоступностью ДИК для DAM-метилазы [140, 141]. Мутации в гистонах ИЗ и Н4 [102, 113, 114], удаляющие потенциальные сайты ацетилирования в N -k o h - цевом домене, вызывают дефекты сайленсинга в HML, HMR и теломерах. Sir2p играет роль ускорителя деацетилирования гистонов в дрожжах [138]. Давно известно, что доза генов гистонов и ингибиторы гистонных деацетилаз влияют на ЭП у D. melanogaster [142-145]. Кроме того, делеции NAT1- и A R D l-генов, кодирующих субъединицы N -концевой ацетилтрансфе- разы, вызывают дефект сайленсинга у дрожжей [146]. Хотя N -концевое ацетилирование является модификацией, отличной от ацетилирования остатков лизина, оно говорит о важности ацетилирования в сайленсинге.
Регулятор транскрипции RPD3 у дрожжей, гомологичный в некоторой степени деацетилазе гистонов человека, влияет на уровень ацетилирования гистонов. Штамм с делецией rpd3 проявляет пониженную транскрипционную активность вблизи теломер [147, 148]. Кроме того, усиление МЭП у D. melanogaster наблюдается в мутантных штаммах dRPD3 [147]. Это свидетельствует в пользу того, что ацетилирование компонентов хроматина может регулировать экспрессию генов.
Наследуемость транскрипционного состояния отнюдь не определяется природой самого молчащего локуса или его хроматина [149]. Это скорее свойство сайленсера. При отсутствии сайленсера репрессия исчезает за один клеточный цикл. Следовательно, сайленсеры требуются для наследования репрессированного состояния. Возможно, эпигенетическая наследственность репрессированного состояния, наблюдае
мая во многих случаях ЭП, обусловлена специфическими последовательностями, нужными именно для репрессии. И как дополнение к собственно сайленсеру, связанные с ним белки - Raplp, Abflp и ORC, - как и Sirlp, по-видимому, принадлежат к категории компонентов, необходимых для существования сайленсинга. Мутации некоторых из них дают общий фенотип: частичный сайленсинг, эпигенетически наследуемый и приводящий к смешанным популяциям репрессированных и дерепрессированных клеток, каждая из которых с высокой частотой дает потомство с тем же транскрипционным статусом, что и у родителей. Таким образом, сайленсеры, ассоциированные с ними белки и Sirlp, по-видимому, представляют собой структуру, чья роль состоит в управлении образованием гетерохроматина и в поддержании его структуры. Так, сайленсеры обеспечивают геномную память на уровне экспрессии. Будучи собранным, такой комплекс проходит через все стадии клеточного цикла и может быть унаследован дочерними клетками. Если же гетерохро- матии исчезает на определенной стадии клеточного цикла, то сайлеисер гарантирует его эффективную сборку. Два наблюдения поддерживают эту модель сборки-разборки. Во-первых, молчащие промоторы, по-видимому, более доступны для специфических факторов транскрипции перед митозом или в его процессе [101]. Во-вторых, молчащие домены, активированные исчезновением гетерохроматина в этой области, должны пройти через определенную стадию клеточного цикла, S-фазу или более позднюю фазу, чтобы вернуться в молчащее состояние [ 120].
Riflp и Rif2p взаимодействуют с Raplp. Мутации в RIF1 или RIF2 приводят к умеренной элонгации теломер и увеличенному теломерному сайленсингу [92, 150]. Одновременная делеция обоих генов вызывает резкое увеличение длины теломер, тогда как гиперпродукция каждого гена уменьшает длину теломер. Выполнение этими белками функции по регуляции длины теломер требует участия С-конца белка Raplp и, возможно, что R iflp и Rif2p взаимодействуют друг с другом in vivo [150]. Riflp на одной теломере может взаимодействовать с Rif2p на другой и играть важную роль в образовании теломерных кластеров [59, 60, 62, 151]. RIF1, возможно, играет ключевую роль в поддержании баланса между сайленсингом в локусах НМ и теломерах, обусловленную конкуренцией за белки Sir [152].
Длина теломеры, возможно, регулируется по механизму отрицательной обратной связи, которая может чувствовать точное число С-кон-
Б И О Х И М И Я вып. 62 вып. 11 1997
1462 КУРЕНОВА, М ЕЙ СО Н
цов R aplp на конце хромосомы. Марканд и соавт. [153] предложили модель, в которой комплексы Raplp-Sir и Raplp-Rif расположены на противоположных концах С 1_зА-теломерных повторов. Взаимодействия Raplp-Sir благоприятны на проксимальном конце телосомы благодаря кооперативным взаимодействиям между самими белками Sir и между белками Sir и гистонами НЗ и Н4. Количество Rif-комплексов представляется основным параметром, регулирующим длину теломеры. Укорочение тело- мер в связи с супер продукцией белков Rif, возможно, связано с распространением Rif-комплексов вдоль теломеры. Комплекс Rif 1 р—Rif2p, похоже, действует на дистальном конце теломеры и взаимодействие с белками, связывающимися с концами теломер, способствует сборке. К группе таких белков относятся Estl [154], Cdcl3 [155-157] и Stnlp [158]. Другой кандидат для воздействия Rif - это Piflp - геликаза, ингибирующая элонгацию теломер [159].
Теломерный эффект положения у D. melanogaster
Теломерный сайленсинг изучен у D. melanogaster не так хорошо, как у дрожжей. ТЭП у D. melanogaster наблюдается, когда Р-элементы, несущие репортерный ген, встраиваются в теломерные области и подвергаются мозаичной экспресии [77-82]. Мало известно о цис- и транс-действующих факторах, влияющих на эффективность сайленсинга этих трансгенов. Все мозаичные Р[ю]-вставки, изученные к настоящему времени, оказались встроенными в субтеломерные минисателлиты (X. Бийссманн, частное сообщение; П.К. Гейер, частное сообщение; М. Павлова и Р.В. Левис, частное сообщение). Следовательно, эти минисателлиты являются возможными кандидатами, обеспечивающими транскрипционный сайленсинг и образование гетерохроматина в субтеломерной области. С целью исследования субконцевых минисателлитов хромосомы 2L [160] как потенциальных цнс-действующих последовательностей в ТЭП они были помещены в P-элементную конструкцию перед mini-vr/z/te-reHOM. Получено несколько трансгенных линий, в которых способность субтеломерных минисателлитов вызывать сайленсинг могла тестироваться в нетеломерных районах. Показано, что минисателлит репрессирует активность репортерного гена в эктопических позициях хромосом и эта репрессия зависит от ориентации и длины минисателлита (Куренова с соавт., не опубликовано). Эта репрессия нечувствительна к изменениям температуры, к добавочной Y-хромосоме или трансдействующим модификаторам центромерного
ЭП, что указывает на ее отличие от классического МЭП. Однако репрессия ослабляется при мутации Su(z)2 в структурном белке хроматина [161], необходимом для ТЭП (Л. Волрат, частное сообщение).
Наблюдаемая зависимость репрессии гена- репортера от ориентации последовательности, предшествующей ему, имеет прецеденты; она была показана и для сайленсеров дрожжевых локусов, контролирующих тип спаривания [100]. Оба эти локуса (HMR Е и HML Е) проявляют ориентационнозависимый сайленсинг и определенная организация элементов связывания в сайленсере является критичной для его функционирования. Различные типы и организация сайленсеров имеют разные возможности в установлении репрессии в близлежащем локусе. ТЭП у D. melanogaster и дрожжей, возможно, имеют больше общего, чем ТЭП и МЭП у D. melanogaster, т.е. чем теломерный и цетромер- ный эффекты положения у мух. Однако длительное, контролируемое в развитии поддержание транскрипционного сайленсинга у D. melanogaster может иметь общие черты с ТЭП. Зинк и Паро [162] изучали функциональную роль PRE (PcG Response Element) комплекса биторакс и обнаружили, что элемент ведет себя как ориентационнозависимый сайленсер, способный индуцировать мозаичную экспрессию соседних генов. Белки PcG считаются индукторами гете- рохроматиноподобных структур на сайтах PRE, стабильно инактивирующих транскрипцию [163], Возможно, что они или другие дополнительные белки, кодируемые еще не идентифицированными генами, необходимы для ТЭП. Эти белки, возможно, формируют полимерные агрегаты, аналогичные мультимерным комплексам дрожжей, которые способны взаимодействовать с другими структурами ядра, создавая локальные теломероспецифичные гетерохроматиновые домены.
Хотя 2Ь-субконцевой минисателлит D, melanogaster может репрессировать экспрессию оо-гена в нетеломерных районах, он не вызывает мозаицизма (Куренова с соавт., не опубликовано). Есть множество причин, по которым эти трансгены не проявляют мозаицизма. Одна из них та, что минисателлиты могут быть ответственны за инициацию сборки или нуклеацию гетерохроматина либо за связывание теломеры в определенном ядерном компартменте. Ассоциации между теломерами и структурами ядра, такими как ядерная оболочка или ядерный матрикс, коррелируют с репрессией у дрожжей [98]. Считают, что и у D. melanogaster теломеры присоединены к ядерной оболочке и взаимодействуют друг с другом [48, 49]. Вставки
БИ О Х И М И Я вып. 62 вып. 11 1997
О Ф У Н К Ц И Я Х ТЕЛОМ ЕР 1463
P-элемента в субтеломерный минисателлит могут нарушать функционирование теломеры, дестабилизируя эти структуры или их ассоциации. Минисателлит в траисгене остается интактным и потому не вызывает мозаицизма. Однако против этого объяснения говорит тот факт, что уменьшение числа минисателлитных повторов вызывает лишь ослабление репрессии, а вовсе не мозаичность.
Второе возможное объяснение состоит в том, что минисателлит содержит все структуры, необходимые для транскрипционной репрессии во всех клетках, и, таким образом, предотвращает нестабильную репрессию. Подобное объяснение находится в соответствии с данными о том [100], что разные типы и структуры сайленсеров, обладают разной способностью к установлению репрессии в соседнем локусе. Таким образом, другие компоненты в цис могут вызывать мо- заицизм путем конкуренции с сайленсером. Например, суперпродукция транскрипционного активатора для гена URA3 ослабляет его сайлен- синг, если URA3 вставлен в теломеру дрожжей [102]. То же верно и для случая сайленсера PRE у D. melanogaster [162]. Кандидатами в конкуренты репрессии, вызванной субтеломерными минисателлитами у D. melanogaster, являются теломерные НеТ-А- и TART-элементы. З'-Не- кодирующая область элемента НеТ-А находится рядом с минисателлитом на конце хромосомы 2L [160]. Эта часть НеТ-А сама по себе не способна индуцировать мозаичную экспрессию близлежащего гена yellow [46, 47]. Однако З'-некодиругощая область элемента НеТ-А содержит промотор [22] и может дерепрессировать сайленсинг путем конкуренции с сайленсером. Этим можно объяснить мозаичную экспрессию генов, встроенных в теломерной области, и отсутствие мозаицизма в транс-генах с субтеломерными минисателлитами в эктопических позициях.
Теломерный транскрипционный сайленсинг в природном контексте
Теломерный сайленсинг влияет на дрожжевой ретротранспозон Ту5-1, локализованный на расстоянии 1,8 т.п.н. от левой теломеры хромосомы III S. cerevisiae. Это неактивный член семейства дрожжевых ретротранспозонов Ту5, несущий делецию, которая затрагивает кодирующую область интегразы. Экспрессия Ту5-1 практически не дектируется в штаммах дикого типа с суперпродукцией Sir3, но усиливается в мутанте sir3 и N -концевом делеционном мутанте гистона Н4 [164]. Эти данные указывают на то, что экспрессия Ту5-1 подвержена тело
мерному сайленсингу. Элементы Ту5 траиспо- зируются преимущественно вблизи молчащих областей типа теломер и локусов НМ и это наблюдение позволяет предположить, что такая локализация избирается элементами Ту5 для выключения собственной экспрессии. Мозаичный и полустабильный сайленсинг может быть полезным для некоторых ретротранспозонов в качестве механизма регуляции транскрипции и транспозиции. Прыжки ретротранспозонов могут вызвать мутагенное повреждение. В популяции клеток с мозаицизмом, т.е. при полуста- бильной экспрессии ретротранспозонов, мутагенное повреждение будет возникать лишь у небольшой части популяции. Теломерный сайленсинг может функционировать как сеть безопасности для мобильного элемента.
Итак, теломеры выполняют ряд клеточных функций. Некоторые из них, такие как элонгация и кэпирование хромосом, необходимы для поддержания линейных хромосом. Назначение других особенностей теломер, таких как локализация и сайленсинг, менее понятно. В то время как большинство организмов имеет простые повторы на концах своих хромосом и использует их для элонгации и кэпинга, некоторые организмы вроде D. melanogaster умудряются выживать без таких теломерных последовательностей. Очевидно, что существуют иные структуры и механизмы, выполняющие те же функции.
Мы только начинаем понимать особенности поведения теломер. Хотя простой концевой повтор может быть важен для теломерного эффекта положения в дрожжах, аналогичный эффект положения наблюдается у D. melanogaster без этих повторов. Еще предстоит выяснить, не является ли Drosophila и здесь исключением. Но даже если и так, это расширит наше понимание того, что же такое теломера.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Wellinger, R.J., Ethier, К., Labrecque, Р., andZakian, V.A. (1996) Cell, 85, 423-433.
2. Greider, C.W., and Blackburn, E.H. (l996).S'a. Amer., 274, 92-97.
3. Greider, C.W., and Blackburn, E.H. (1989) Nature, 337, 331-337.
4. Autexier, C., and Greider, C.W. (1996) Trends Biochem. Sci., 21, 387-391.
5. Yu, G.L., Bradley, J.D., Attardi, L.D., and Blackburn, E.H. (1990) Nature, 344, 126-132.
6. McEachern, M.J., and Blackburn, E.H. (1995) Nature, 376,403- 409.
7. Singer, M.S., and Gottschling, D.E. (1994) Science, 266,404- 409.
8. Feng, J., Funk, W.D., Wang, S.S., Weinrich, S.L., Avilion, A.A., Chiu, C.P., Adams, R.R., Chang, E., Allsopp, R.C., and Yu, J. (1995) Science, 269, 1236-1241.
Б И О Х И М И Я вып. 62 вып. 11 1997
1464 КУРЕНОВА, М ЕЙ СО Н
9. Collins, К., Kobayashi, R., and Greider, C.W. (1995) Cell, 81, 677--686.
10. Harrington, L., Hull, C., Crittenden, J., and Greider, C.(1 9 9 5 )/ Biol, Cherrt., 270, 8893 -8901.
11. Colin, M„ and Blackburn, Е.И. (1995) Science, 269,396-400.12. Collins, K., and Greider, C.W. (1993) Gene Develop., 7,
1364-1376.13. Melelc, M., Greene, E.C., and Skippen, D.E. (1996) Mol.
Cell Biol,, 16, 3437-3445.14. Harley, C.B. (1991) Mulat. Res., 256, 271-282.15. Shay, J.W., and Wright, W.E. (1996) Trends Genet., 12,
129-131.16. Bryan, T.M., Englezou, A., Gupta, J., Bacchetti, S., and
Reddel, R.R. (1995) EMBOJ., 14, 4240-4248.17. Kim, N.W., Piatyszek, M.A., Prowse, K.R., Harley, C;B.,
West, M.D., Ho, P.L.C., Coviello, G.M., Wright, W.E., Weinrich, S.L., and Shay, J.W. (1994) Science, 266, 2011- 2015.
18. Rogan, E.M., Bryan, T.M., Hukku, B., Maclean, K., Chang, A.C., Moy, E.L., Englezou, A., Warneford, S.G., Dalla, P.L., and Reddel, R.R. (1995) Mol. Cell Biol, 15, 4745-4753.
19. Mtirnane, J.P., Sabatier, L., Marder, B.A., and Morgan, W.F. (1994) EMBOJ., 13, 4953-4962.
20. Biessmann, H., and Mason, J.M. (1997) Chromosoma, in press.
21. Mason, J.M., and Biessmann, H. (1995) Trends Genet., 11, 58-62.
22. Danilevskaya, O.N., Arkhipova, I.R., Traverse, K.L., and Pardue, M.L. (1997) Cell, 88, 647-655.
23. Muller, H.J. (1938) Coll, Net, 8, 182-195.24. McClinlock, B. (1939) Proc. Natl. Acad, Sci, USA, 25,
405-416.25. McClintock, B. (1941) Genetics, 26, 234-282.26. Wang, S., Lapitan, N.L.V., and Tsuchiya, T. (1992) Ge
nome, 35, 975-980.27. Werner, J.E., Kota, R.S., Gill, B.S., and Endo, T.R. (1992)
Genome, 35, 844-848.28. Biessmann, H., and Mason, J.M. (1994) Chromosoma, 103,
154-161.29. Melelc, M„ and Shippen, D.E. (1996) Bioessays, 18, 301-308.30. Wang, S.S., and Zakian, V.A. (1990) Nature, 345,456-458.31. Yao, М.-C., Yao, C.-И., and Monks, B. (1990) Cell, 63,
763-772.32. Farr, C., Fantes, J., Goodfellow, P.N., and Cooke, H.
(1991) Proc. Natl, A cad. Sci. USA, 88, 7006-7010.33. Hanish, J.P., Yanowitz, J.L., and De Lange, T. (1994) Proc.
Natl. Acad. Sci, USA, 91, 8861-8865.34. Biessmann, H., and Mason, J.M. (1988) EMBO J., 7,
1081-1086.35. Flint, J., Craddock, C.F., Villegas, A., Bentley, D.P., Wil
liams, H.J., Galanello, R., Cao, A., Wood, W.G., Ayyub, H., and Higgs, D.R. (1994) Amer. J. Hum. Genet., 55, 505-512.
36. Sandell, L.L., and Zakian, V.A. (1993) Cell, 75, 729-739.37. Morin, G.B. (1991) Nature, 353, 454-456.38. Lee, M.S., and Blackburn, E.H. (1993) Mol. Cell Biol., 13,
6586-6599.39. Kramer, K.M., and Haber, J.E. (1993) Genes Develop., 7,
2345-2356.40. Harrington, L.A., and Greider, C.W. (1991) Nature, 353,
451-454.41. Klobutcher, L.A., Swanton, M.T., Donini, P., and Prescott,
D:M. (1981) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 78, 3015-3019.42. Surosky, R.T., andTye, B.K. (1985) Proc. Natl. Acad. Sci.
USA, 82, 2106-2110.43. Murray, A.W., Claus, T.E., and Szostak, J.W. (1988) Mol.
Cell Biol, 8, 4642-4650.44. Zhong, Z., Shiue, L., Kaplan, S., and De Lange, T. (1992)
Mol. Cell Biol., 12, 4834-4843.45. Mason, J.M., Strobel, E., and Green, M.M. (1984) Proc,
Natl. Acad, Sci. USA, 81, 6090-6094.
46. Biessmann, H., Mason, J.M., Ferry, K., d'Hulst, M., Val- geirsdottir, K., Traverse, K. L., and Pardue, M.L. (1990) Cell, 61, 663-673.
47. Biessmann, H,, Carter, S.B., and Mason, J.M. (1990) Proc. Nall. Acad. Sci, USA, 87, 1758-1761.
48. Demburg, A. F., Sedat, J.W., ZacheusCande, W., and Bass, I I.W.(1995) in Telomeres (Blackburn, E.H., and Greider, C.W., eds), Cold Spring 1-Iarbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, New York, pp. 295-338.
49. Gilson, E., Laroche, T., and Gasser, S.M. (1993) Trends Cell Biol., 3, 128-134.
50. Rabl, C. (1885) Morphol. Jahrb., 10, 214-330.51. IJochstrasser, M., Mathog, D., Gruenbaum, Y., Saumw.e-
ber, PI., and Sedat, J.W. (1 9 8 6 )/ Cell Biol., 102, 112-123.52. Mathog, D., Hochstrasser, M., Gruenbaum, Y., Saumwe-
ber, H., and Sedat, J. (1984) Nature, 308, 414-421.53. Marshall, W.F., Demburg, A.F., Harmon, B., Agard, D.A.,
and Sedat, J.W. (1996) Mol. Biol. Cell, 1, 825-842.54. Demburg, A.F., Broman, K.W., Fung, J.C., Marshall, W.F.,
Philips, J., Agard, D.A., and Sedat, J.W. (1996) Cell, 85, 745-759.
55. Johansen, K.M., Johansen, J., Back, K.H., and Jin, Y.(1996) / Cell. Biochem., 63, 268-279.
56. Hiraoka, Y„ Agard, D.A., and Sedat, J.W. (1990) / Cell. Biol., I l l , 2815-2828.
57. Chung, PPM., Shea, C., Fields, S., Taub, R.N., van der Ploeg, L .H , andTse, D.B. (1990) EMBOJ., 9, 2611-2619.
58. Shaw, P., Highett, M., and Rawlins, D. (1992) / Microscopy, 166, 87-97.
59. Palladino, F., Laroche, Y , Gilson, E., Axelrod, A., Pillus, L., and Gasser, S.M. (1993) Cell, 75, 543-555.
60. Klein, F., Laroche, T , Cardenas, M.E., Hofmann, J.F.-X., Schweizer, D., and Gasser, S.M. (1992) / Cell Biol, 117, 935-948.
61. Cockell, M., Palladino, F., Laroche, T., Kyrion, G., Liu, C., Lustig, A J., and Gasser, S.M. (1995) / Cell. Biol., 129, 909-924.
62. Gotta, M., and Gasser, S.M. (1996) Experientia, 52, 1136- 1147.
63; Funabiki, PI., Hagan, I., Uzawa, S., and Yanagida, M. (1993 )/ Cell Biol,, 121, 961-976.
64. Maillet, L., Boscheron,C.,Gotta, M., Marcand, S.,Gilson, E,, and Gasser, S.M. (1996) Gene Develop., 10, 1796-1811.
65. Konkel, L.M.C., Enomoto, S., Chamberlain, E.M., McCunezierath, P., Iyadurai, S.J.P., and Berman, J. (1995) Proc. Natl, Acad, Sci. USA, 92, 5558-5562.
66. Hawley, R.S. (1997) Science, 275, 1441-1443.67. Kirk, K.E., Hannon, B.P., Reichardt, I.K., Sedat, J.W.,
and Blackburn, E.H. (1997) Science, 275, 1478-1481.68. Cenci, G., Rawson, R.B., Belloni, G., Castrillon, D.PI.,
Tudor, M., Petrucci, R., Goldberg, M.L., Wasserman, S.A., and Gatti, M. (1997) Gene Develop., 11, 863-875.
69. Moazed, D., and Johnson, D. (1996) Cell, 86, 667-677.70. Henderson, E. (1995) in Telomeres (Blackburn, E.PI., and
Greider, C.W., eds), Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, New York, pp. 11-34.
71. Fang, G., andCech, T.R. (1995) in Telomeres (Blackburn, E.PP, and Greider, C.W., eds), Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, New York, pp. 69-106.
72. Chong, L., van Steensel, B., Broccoli, D., Erdjument, B.H., Hanish, J.,Tempst,P., and de Lange, T. (1995) Science, 270, 1663-1667.
73. Marshall, I.C.B., and Wilson, K.L. (1997) Trends. Cell Biol., 7, 69-74.
74. Sundquist, W.I. (1993) Curr. Biol., 3, 893-895.75. Chikashige, Y., Ding, D.Q., Funabiki, H., Haraguchi, T ,
Mashiko, S., Yanagida, M., and Hiraoka, Y. (1994) Science, 264, 270-273.
76. Conrad, M.N., Dominguez, A.M., and Dresser, M.E. (1997) Science, 276, 1252-1255.
77. Gehring, W.J., Klemenz, R., Weber, U., and Kloter, U. (1984) EMBO J., 3, 2077-2085.
БИ О Х И М И Я вып. 62 вьш. 11 1997
О Ф У Н КЦ И Я Х ТЕЛ О М ЕР 1465
78. Hazelrigg, Т , Levis, R.W., and Rubin, G.M. (1984) Cell, 36,469-481.
79. ICarpen, G.H., and Spradling, A.C. (1992) Genetics, 132, 737-753.
80. Levis, R.W., Ganesan, R., Houtchens, K., Tolar, L.A., and Sheen, F.M. (1993) Cell, 75, 1083-1093.
81. Tower, J., Karpen, G.IT, Craig, N., and Spradling, A.C. (1993) Genetics, 133, 347-359.
82. Wallrath, L.L., and Elgin, S.C.R. (1995) Gene Develop., 9, 1263-1277.
83. Allshire, R.C., Javerzat, J.-P., Redhead, N.J., and Cranston, G. (1994) Cell, 76, 157-169.
84. Gottschling, D.E., Aparicio, O.M., Billington, B.L., and Zakian, V.A. (1990) Cell, 63, 751-762.
85. Nimmo, E.R., Cranston, G., and Allshire, R.C. (1994) EMBOJ., 13, 3801-3811.
86. Henikoff, S. (1992) Cun. Opin. Genet. Dev., 2, 907-912.87. Moehrle, A., and Paro, R. (1994) Dev. Genet., 15, 478-484.88. Muller, H.J. (1941) Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol.,
9,151-165.89. Spofford, J.B. (1976) in The Genetics and Biology o f Droso
phila (Ashburner, M., and Novitski, E., eds), Academic Press, London, pp. 469-481.
90. Laurenson, P., and Rine, J. (1992) Microbiol Rev., 56, 543-560.
91. Kurtz, S., and Shore, D. (1991) Gene Develop., 5, 616-628.92. Kyrion, CL, Liu, K„ Liu, C., and Lustig, A.J. (1993) Gene
Develop., 7, 1146-1159.93. Loo, S., Laurenson, P., Foss, M,, Dillin, A., and Rine, J.
(1995) Genetics, 141,889-902.94. Loo, S., Fox, C.A., Rine, J., Kobayashi, R., Stillman, B.,
and Bell, S. (1995) Mol. Biol. Cell, 6, 741-756.95. Bell, S.P., Kobayashi, R., and Stillman, B. (1993) Science,
262, 1844-1849.96. Newlon, C.S., and Theis, J.F. (1993) Curr. Opin. Genet.
Dev., 3, 752-758.97. Conrad, M.N., Wright, J.IT, Wolf, A.J., and Zakian, V.A.
(1990) Cell, 63, 739-750.98. Stavenhagen, J.B., and Zakian, V.A. (1994) Gene Develop.,
8, 1411-1422.99. Renauld, IT, Aparicio, O.M., Zierath, P.D., Billington,
B.L., Chhablani, S.K., and Gottschling, D.E. (1993) Gene Develop., 7, 1133-1145.
100. Shei, G.J., and Broach, J.R. (1995) Mol. Cell. Biol., 15, 3496-3506.
101. Thompson, J.S., Johnson, L.M., and Grunstein, M. (1994) Mol. Cell Biol., 14, 446-455.
102. Aparicio, O.M., and Gottschling, D.E. (1994) Gene Develop., 8, 1133-1146.
103. Amati, B.B., and Gasser, S.M. (1988) Cell, 54, 967-978.104. Lustig, A.J., Liu, C., Zhang, C., and Hanish, J.P. (1996)
Mol. Celt Biol, 16, 2483-2495.105. Marcand, S., Buck, S.W., Moretti, P., Gilson, E., and
Shore, D. (1996) Gene Develop., 10, 1297-1309.106. Foss, M., McNally, F.J., Laurenson, P., and Rine, J. (1993)
Science, 262, 1838-1844.107. Fox, C.A., Loo, S., Dillin, A., and Rine, J. (1995) Gene
Develop., 9,911-924.108. Sandell, L.L., and Zakian, V.A. (1992) Trends. Cell Biol.,
2, 10-14.109. Tartof, K.D. (1994) Bioessays, 16, 713-714.110. Hecht, A., Laroche, T , Strahlbolsinger, S., Gasser, S.M.,
and Grunstein, M. (1995) Cell, 80, 583-592.111. Johnson, L.M., Kayne, P.S., Kahn, E.S., and Grunstein, M.
(1990) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 87, 6286-6290.112. Kayne, P.S., Kim, U.J.,Han, M., Mullen, J.R., Yoshizaki, F.,
and Grunstein, M. (1988) Cell, 55, 27-39.113. Megee, P.C., Morgan, B.A., Mittman, B.A., and Smith, M.M.
(1990) Science, 247, 841-815.114. Megee, P.C., Morgan, B.A., and Smith, M.M. (1995) Gene
Develop., 9, 1716-1727.115. Park, E.C., and Szostak, J.W. (1990) Mol. Cell Biol., 10,
4932-4934.
116. Liu, C., Mao, X.D., and Lustig, A.J. (1994) Genetics, 138, 1025-1040.
117. Hecht, A., Strahl, B.S., and Grunstein, M. (1996) Nature, 383, 92-96.
118. Moretti, P., Freeman, K., Coodly, L., and Shore, D. (1994) Gene Develop., 8, 2257-2269.
119. Shore, D. (1995) Curr. Biol., 5, 822-825.120. Miller, A.M., and Nasmyth, K.A. (\9M)Nature, 312, 247-
251.121. Fox, A.C., Ehrenhofer-Murray, A.E., Loo, S., and Rine, J.
(1997) Science, 276, 1547-1551.122. Triolo, T , and Sternglanz, R. (1996) Nature, 381, 251-253.123. Axelrod, A., and Rine, J. (1991) Mol. Cell Biol., 11, 1080-
1091.124. Henderson, D.S., Banga, S.S., Grigliatti, T.A., and Boyd,
J.B. (1994) EM BOJ., 13, 1450-1459.125. Aparicio, O.M., Billington, B.L., and Gottschling, D.E.
(1991) Cell, 66, 1279-1287.126. Raghuraman, M.K., Brewer, B.J., and Fangman, W.L.
(1997) Science, 276, 806-809.127. Diffley, J.F.X., and Stillman, B. (1989) Nature, 342, 24.128. Kennedy, B.K., Austriaco, N.R., Zhang, J.S., and Guar-
ente, L. (1995) Cell, 80, 485-496.129. Locke, J., Kotarski, M.A., and Tartof, K.D. (1988) Gene
tics, 120, 181-198.130. Tartof, E.D., Bishop, C., Jones, M., Hobbs, C.A., and
Locke, J. (1989) Dev. Genet., 10, 162-176.131. Pillus, L„ and Rine, J. (1989) Cell, 59, 637-647.132 Mahoney, D.J., Marquardt, R., Shei, G.J., Rose, A.B., and
Broach, J.R. (1991) Gene Develop., 5, 605-615.133. Sussel, L., and Shore, D. (1991) Proc. Natl. Acad. Sci. USA,
88, 7749 7753.134. Sussel, L., Vannier, D,, and Shore, D. (1993) Mol. Cell.
Biol., 13,3919-3928.135. Chien, C.T., Buck, S., Sternglanz, R., and Shore, D. (1993)
Cell, 75, 531-541.136. Moazed, D., Kistler, A., Axelrod, A;, Rine, J., and Johnson,
A.D. (1997) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94, 2186-2191.137. Henchoz, S., de Rubertis, F., Pauli, D., and Spierer, P.
(1996) Mol. Cell Biol., 16, 5717-5725.138. Braunstein, M., Rose, A.B., Holmes, S.G., Allis, C.D., and
Broach, J.R. (1993) Gene Develop., 7, 592-604.139. Gottschling, D.E. (1992) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 89,
4062-4065.140. Loo, S., and Rine, J. (1994) Science, 264, 1768-1771.141. Singh, J., and Klar, A.J. (1992) Gene Develop., 6, 186-196.142. Khesin, R.B., and Leibovitch, B.A. (1978) Mol. Gen. Ge
net., 162, 323-328.143. Moore, G.D., Procunier, J.D., Cross, D.P., and Grigliatti,
T.A. (1979) Nature, 282, 312-314.144. Mottus, R., Reeves, R., and Grigliatti, T.A. (1980) Mol.
Gen. Genet., 178, 465-469.145. Reuter, G., Werner, W., and Hoffmann, H.J. (1982) Chro
mosoma, 85, 539-551.146. Mullen, J.R., Kayne, P.S., Moerschell, R.P., Tsunasawa, S.,
Gribskov, M., Colavito, S.M., Grunstein, M., Sherman, F., and Sternglanz, R. (1989) EMBOJ., 8, 2067-2075.
147. De Rubertis, F., Kadosh, D., Henchoz, S., Pauli, D., Reuter, G., Struhl, K., and Spierer, P. (1996) Nature, 384, 589-591.
148. Rundlett, S.E., Carmen, A.A., Kobayashi, R., Bavykin, S., Turner, B.M., and Grunstein, M. (1996) Proc. Natl. Acad, Sci. USA, 93, 14503-14508.
149. Holmes, S.C., and Broach, J.R. (1996) Gene Develop., 10, 1021-1032.
150. Wotton, D., and Shore, D. (1997) Gene Develop., 11,748-760.151. Palladino, F., Laroche, T., Gilson, E., Pillus, L., and Gas
ser, S.M. (1993) Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol., 58, 733-746.
152. Buck, S.W., and Shore, D. (1995) Gene Develop., 9, 370-384.153. Marcand, S., Gilson, E., and Shore, D. (1997) Science, 275,
986-990.
Б И О Х И М И Я вып. 62 вып. 11 1997
1466 КУРЕНОВА, М ЕЙ С О Н
154. Virta, P.V., Morris, D.K., and Lundblad, V. (1996) Gene Develop., 10, 3094-3104.
155. Lin, J.J., and Zakian, V.A. (1996) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 93, 13760-13765.
156. Nugent, C.I., Hughes, T.R., Lue, N.F., and Lundblad, V. (1996) Science, 274, 249-252.
157. Garvik, B., Carson, M., and Hartwell, L. (1995) Mol. Cell Biol., 15, 6128-6138.
158. Grandin, N., Reed, S.I., and Charbonneau, M. (1997) Gene Develop., 11, 512-527.
159. Schulz, V .P , and Zakian, V.A. (1994) Cell, 76, 145-155.160. Walter, M.F., Jang, C., Kasravi, B., Donath, J., Mechler,
B.M., Mason, J.M., and Biessmann, H. (1995) Chromo- soma, 104, 229-241.
161. Wu, C .T , and Howe, M. (1995) Genetics, 140, 139-181.162. Zink, D., and Paro, R. (1995) EMBO J„ 14, 5660-5671.163. Pirrotta, V. (1995) Curr. Opin. Genet. Dev., 5, 466-472.164. Vega, P.M., Venditti, S., and Di Mauro, E. (1997) Nat.
Genet., 15, 232-233.
ON THE TELOMERE FUNCTIONS
Е.V. Kurenova, J.M. MasonLaboratory o f Molecular Genetics, National Institute o f Environmental Health Sciences,
Research Triangle Park, North Carolina, 27709-2233 USA; fax: (919)541-7593, E-mail: [email protected], [email protected]
Submitted August 3, 1997
Telomeres are structurally and functionally complex. They consist of an array of simple DNA repeats at the extreme end of the chromosome, with a more complex array of repeats adjacent to it. A large number of proteins have been identified that bind to the telomeric DNA repeats or to other proteins that do so. Thus one or more multimeric protein complexes are built at the chromosome end. Telomeres tend to form associations with each other. These associations have been implicated in the formation of nuclear domains that may be important for transcriptional regulation, for sister chromatid pairing at mitosis, and for homologous meiotic synapsis. Telomeric chromosome ends do not cause delays in cell cycle progression, nor are they subject to DNA repair, as are broken chromosome ends. Telomeres also provide a separate mechanism for adding additional copies of the telomeric DNA to chromosome ends. This is needed in order to counterbalance the loss of DNA sequences from chromosome ends due to incomplete DNA replication. The components that participate in the latter mechanism have been identified and this process is well characterized. The other functions of telomeres are less well understood, but are the subjects of active investigation.KEY WORDS: telomere, Drosophila, yeast, chromosomes, transcription, replication, nuclear architecture, silencing, chromosome stability, mitosis, meoisis, chromosome structure, telomerase, heterochromatin, position effect, Tetrahymena.
Б И О Х И М И Я вып. 62 вып. 11 1997